439 10 4490 https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/fda168dea2c199ca677d547d88ed0905.pdf 27444f4fffb447d0baf75a3eda6ded83 PDF Text Text Informe de Notificaciones de Enfermedades Denunciables – Trichinellosis. Coordinación General de Epidemiología Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal La triquinosis o trichinellosis es una enfermedad parasitaria causada por las larvas de nematodes del género Trichinella spp, que afecta al ser humano, mamíferos domésticos, silvestres, aves y reptiles. Se trata de una zoonosis que se transmite a los seres humanos, de modo accidental, por la ingestión de carne o derivados cárnicos, crudos o mal cocidos que contienen larvas musculares viables de Trichinella spp. En Argentina, la principal fuente de infección para el ser humano es el cerdo, aunque también existen otras, como el jabalí o el puma. Con respecto a los cerdos domésticos, la parasitosis está estrictamente relacionada a las condiciones de crianza de los mismos, especialmente con la alimentación y presencia de animales sinantrópicos (por ejemplo, ratas) en el criadero o en basurales cercanos y hábitos canibalísticos del cerdo. Este parásito, además, puede encontrarse en la musculatura estriada de un amplio rango de mamíferos, especialmente carnívoros y carroñeros existiendo especies de Trichinella spp. que parasitan a aves y reptiles también. En el presente informe se describe la situación de la notificación de focos de trichinellosis, evento de notificación obligatoria por la Resolución SENASA N°422/2003 bajo el protocolo establecido y unificado para todo el territorio argentino reglamentado por la Resolución SENASA N° 540/2010. El análisis fue realizado por la Coordinación General de Epidemiología de la Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal (DPYESA) y abarca el periodo 2010-2019. Durante el periodo establecido entre el 2010 y septiembre del 2017, la información se recibía en papel luego, a partir de septiembre 2017, el protocolo de notificación se empezó a completar online desde el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (SIGSA). El sistema está en constante mejoramiento para lograr que la información obtenida sea lo más fidedigna posible. Por otro lado, a la fecha se encuentra vigente la Resolución ex SAGPYA Nº555/2006, que aprueba el Programa de Control y Erradicación de la Triquinosis Porcina en la República Argentina, y la Circular Nº17/2018 de notificación y registro de sospechas, foco y brotes de trichinellosis, donde se explica de qué manera notificar y atender las denuncias de esta enfermedad. Según la mencionada Circular se considera sospecha a un establecimiento sobre el que se ha tomado conocimiento a través de denuncias de terceros y/o cuando las condiciones ambientales observadas hagan sospechar de la presencia de animales parasitados o frente a un resultado serológico positivo. El foco se confirma cuando uno o más animales positivos resultan positivos al diagnóstico directo para la detección de Trichinella spp., ya sean silvestres o domésticos. Un brote de �triquinosis es la ocurrencia de uno o más casos humanos de triquinosis agrupados en tiempo y espacio. El procedimiento indica que al declararse un foco de trichinellosis el veterinario actuante debe realizar las siguientes acciones en el predio de origen:    Identificar e inspeccionar el predio de origen de los animales. En los casos en los que no se dispone el RENSPA del predio el primer paso constituye la investigación para poder llegar al predio de origen. Si el mismo no tiene RENSPA se le debe otorgar uno en cumplimiento de la Resolución SENASA N° 423/2014. Luego se deben determinar las existencias porcinas, verificar si hay diferencias de stock, interdictar el predio e identificar todos los animales. Completar desde el SIGSA los protocolos de Denuncia de Enfermedades de Notificación Obligatoria de la Resolución SENASA N° 540/2010. Remitir los animales a faena controlada. Dependiendo las características del foco y del establecimiento involucrado, la faena puede ser programada (respetando el ciclo productivo) o inmediata. La decisión de posponer la faena inmediata para hacerla de manera programada con o sin muestreo serológico quedará bajo la responsabilidad del coordinador regional de Sanidad Animal y en caso de decidir realizar el muestreo serológico deben comunicarse con la Dirección Nacional de Sanidad Animal para armar el diseño del muestreo acorde a las características de foco en cuestión y gestionar la autorización para remitir los sueros para su análisis a la Dirección de Laboratorio y Control Técnico (DILAB). Situación epidemiológica en Argentina 2010-2019  Trichinellosis en porcinos domésticos La trichinellosis es considerada una enfermedad de denuncia obligatoria por las resoluciones SENASA N° 422/2003 y 555/2006, siendo obligatorio para todo establecimiento faenador de porcinos la realización de la técnica de digestión artificial para liberar a consumo las carnes porcinas. Si bien el cerdo es quien se encuentra involucrado con mayor frecuencia en los brotes humanos, también se registran brotes por carnes de animales silvestres consumida generalmente en forma de chacinados y embutidos sin control bromatológico o carne fresca insuficientemente cocida. En nuestro país los hábitos de crianza de cerdos en forma domiciliaria (traspatio) sin las condiciones mínimas de higiene y alimentación son ideales para la propagación y mantenimiento de esta parasitosis. Esto se asocia, a su vez, con la faena domiciliaria o casera sin control sanitario, que trae como consecuencia la oferta de alimentos de riesgo para el consumidor (carne curada salada, cruda o insuficientemente cocida). �En el período 2010-2019 se registraron 509 protocolos emitidos para la enfermedad trichinellosis. Del total de notificaciones, 476 (93,5%) se registró como foco. El resto de los protocolos 33 registrados, fueron contabilizados como sospechas no confirmadas o casos descartados (6,5%). El año que presentó mayor cantidad de focos confirmados fue el año 2016 con un total de 73 y el año con menor cantidad de confirmaciones fue el 2010 con un total de 7 focos confirmados, por lo que la línea de tendencia se visibiliza de forma ascendente. En cuanto a las medidas de tendencia central para el total del periodo, la media y la mediana arrojan valores de 47,6 y 46 respectivamente. (Grafico 1) 80 Numero de focos 70 60 50 40 30 20 10 0 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018 2019 Año de notificación Grafico 1: Focos de trichinellosis registrados según año de notificación. Argentina-Total país. Periodo 2010-2019 N=476 Fuente: elaboración propia – SENASA La provincia con mayor cantidad de focos de trichinellosis fue la provincia de Buenos Aires con un total de 274 focos (57%) en los 10 años analizados. Los mismos se distribuyeron en 60 partidos de dicha jurisdicción siendo la mayoría focos en cerdos domésticos. Le sigue la provincia de Neuquén con 92 focos declarados (20%) durante el mismo periodo y distribuidos en 9 partidos provinciales. Siguiéndole las provincias de San Luis, Córdoba y La Pampa (Mapa 1 y Gráfico 1). Neuquén aporta una alta proporción de casos silvestres (Mapa 2). �Mapa 1: Focos de trichinellosis registrados según provincia. Argentina-Total país. Periodo 20102019 N=476 Número de focos 300 250 200 150 100 50 0 Provincia Grafico 2: Focos de trichinellosis registrados por provincia de notificación. Argentina. Periodo 2010-2019. N=476 Fuente: elaboración propia – SENASA La enfermedad mantiene su distribución a lo largo de los años en el centro del país en animales domésticos. Los casos en silvestres se detectan principalmente en el sur de la provincia de Neuquén, en relación a la caza de jabalíes en los parques nacionales de la zona (Mapa 2). Esto se debe también a un trabajo muy importante de concientización que se realizó sobre los cazadores por parte del SENASA y del Ministerio de Producción e Industria del Neuquén. �Mapa 2: Focos de Trichinellosis registrados en animales domésticos y silvestres según Provincia. Argentina-Total país. Periodo 2013-2019 N=476 En cuanto al origen de las intervenciones, según la Resolución SENASA N° 540/2010, las mismas se clasifican en:    denuncia espontánea: toda aquella denuncia efectuada por el productor afectado. denuncia de terceros: toda aquella denuncia efectuada por una persona diferente al productor afectado. de oficio: detecciones realizadas por el SENASA en sus actividades de rastreo epidemiológico, vacunaciones, baños precaucionales, instrucciones recibidas, aviso de detección en playas de faena o mercado terminal y cualquier otra acción oficial. A los fines de poder profundizar en el análisis del origen de las intervenciones, y en base a la información contenida en los protocolos, para trichinellosis se amplían las clasificaciones de denuncias de terceros o de oficio incorporando las siguientes sub categorías: denuncias relacionadas a control de caza, diagnóstico de faena en frigoríficos, diagnóstico de faena casera realizados en laboratorios y otros (sin datos). Los datos muestran que el 27% de los diagnósticos positivos se obtuvieron de muestras de animales domésticos provenientes de faenas caseras, el 14% de plantas frigoríficas y un 32% de las intervenciones ocurre por la denuncia de terceros (Gráfico 3). Se debe considerar que todos los cerdos que se envían a faena a frigoríficos son analizados por digestión artificial. Esto no ocurre con los cerdos que se faenan de manera casera, si bien existen numerosas campañas de concientización respecto a este tema. Otra fuente importante de origen de los focos son los controles que se realizan en animales �silvestres (17%). En varias zonas de nuestro país, como Patagonia, Buenos Aires y La Pampa entre otras, se realizan actividades de caza tanto deportiva como de subsistencia y en muchos casos los cazadores elaboran chacinados y/o salazones con carne de puma, jabalí y/o otros animales silvestres. Resulta fundamental que la carne sea analizada antes de la elaboración de alimentos. Del 32% de focos originados por denuncia de terceros, el 28% está relacionado a brotes en humanos (Gráfico 4). Control de caza 8% 17% De oficio 1% Denuncia de terceros 27% Denuncia espontánea Diagnostico de Faena (frigorifico) 32% Faena Casera (laboratorio) 14% Otros 1% Gráfico 3: Focos de trichinellosis registrados según origen de la denuncia. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=476 Fuente: elaboración propia – SENASA Sin presencia de brote humano Con presencia de brote humano 28% 72% Gráfico 4: Focos de trichinellosis registrados con denuncia de terceros con presencia o ausencia de brote humano. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=152 Fuente: elaboración propia – SENASA Del total de las notificaciones recibidas (476 protocolos registrados como foco) el 11% están relacionadas a brotes en humanos. Los casos humanos se registran en el Sistema Integrado de Información Sanitario Argentino (SISA) perteneciente al Ministerio de Salud de la Nación y desde SENASA accedemos a dicho sistema para tomar los datos e �intentar identificar el origen de los animales. También se reciben comunicaciones de los Ministerios de Salud provinciales (Gráfico 5). Sin presencia de brote humano Con presencia de brote humano 11% 89% Gráfico 5: Focos de trichinellosis registrados a partir de brotes humanos. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=476 Fuente: elaboración propia – SENASA Cuando se analiza la proporción de focos notificados, vemos que a lo largo de los años se mantiene estable la cantidad de focos que están asociados a brotes humanos y los que no (Gráfico 5). 70 60 50 40 30 20 10 0 2010 2011 2012 2013 2014 Sin presencia de brote humano 2015 2016 2017 2018 2019 Con presencia de brote humano Gráfico 5: Focos de trichinellosis registrados a partir de brotes humanos por año. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=476 Fuente: elaboración propia – SENASA Respecto al tiempo trascurrido entre el inicio del foco y la notificación del mismo al SENASA, la media es de 35 días y la mediana de 18, debido a un máximo de 244 días trascurridos en dos de los focos. No obstante el 92% de las notificaciones se realizaron dentro de la semana de inicio del foco. En relación al tiempo transcurrido entre la �notificación del foco y la atención del mismo por parte del Organismo, el 86 % de los focos fueron atendidos entre el mismo día o al día siguiente de ser notificados y el 99% dentro de la semana de notificación. La media es de 9 días debido a que el máximo en uno de los casos fue de 49, y con una mediana que arroja un valor de 6,5 días.  Trichinellosis en animales silvestres (jabalíes, cerdos cimarrones y pumas) La proporción de notificaciones de trichinellosis silvestre fue de 18% respecto a la totalidad de las notificaciones en general, para el periodo 2010 - 2019. Cabe resaltar que se comenzó a registrar los eventos en estas especies en el año 2013 y que desde dicho año se ha incrementado significativamente la cantidad de denuncias. Porcinos domésticos 1% Puma Porcino Silvestre/Jabali 17% 82% Gráfico 6: Focos de trichinellosis registrados según especie. Argentina- Total país. Periodo 20102019. N=476 Fuente: elaboración propia – SENASA De la totalidad de las denuncias recibidas en animales silvestres el 94 % corresponden a notificaciones en suinos. (Grafico 7) �Puma Porcino Silvestre/Jabali 6% 94% Gráfico 7: Focos de trichinellosis registrados en animales silvestres. Argentina- Total país. Periodo 2013-2019. N=90 Fuente: elaboración propia – SENASA La provincia con mayor frecuencia de notificación fue Neuquén. En la misma se destaca por el trabajo llevado adelante por los profesionales de SENASA en las oficinas locales y de la Dirección de Ganadería y Salud Animal del Ministerio de Producción e Industria del Neuquén, desarrollando una buena estrategia y concientización con los cazadores y laboratorios diagnósticos. Casos trichinellosis silvetre 25 20 15 10 5 0 2013 2014 2015 2016 2017 Año de notificación 2018 2019 Gráfico 8: Focos de trichinellosis registrados en animales silvestres. Argentina- Total país. Periodo 2013-2019. N=90 Fuente: elaboración propia – SENASA Como se mencionó anteriormente, las notificaciones de trichinellosis silvestres comenzaron a notificarse en el año 2013, y desde esa fecha hasta el 2019, la cantidad se ha visto incrementada, para luego sufrir una baja en las notificaciones. Se sigue trabajando en la mayor concientización de los cazadores, tanto en la notificación como el diagnóstico de los animales previo a su consumo (Grafico 8). �Análisis temporal de las notificaciones de trichinellosis El grafico 9 muestra la distribución del total de casos registrados de trichinellosis de todo el periodo bajo análisis según los meses de notificación. En teoría, dado que la trichinellosis no es una enfermedad infectocontagiosa, se espera que aparezcan casos a lo largo de todo el año, sin una estacionalidad marcada. Sin embargo, dado que la misma se presenta sin sintomatología aparente en los cerdos, pasa inadvertida hasta el momento de la faena. Con el comienzo del invierno y las bajas temperaturas empieza lo que a campo se conoce como “carneada”, la faena casera o domiciliaria sin control veterinario para la obtención de la “factura”, los chacinados, embutidos, salazones caseras, para consumo personal y familiar o venta informal. Dado que los chacinados se producen con materia prima cruda (siendo la cocción a más de 70ºC lo único que elimina a las larvas de Trichinella spp.) y no se analizan, coincidentemente con los meses de invierno se registran más brotes en personas. Debido a las múltiples campañas de capacitación y difusión elaboradas por SENASA y otros organismos, en esta época del año también aumenta la faena casera con análisis en laboratorios privados y/o municipales para consumo personal. Esto es lo que hace que haya mayor diagnóstico en cerdos faenados y, por lo tanto, se nota una marcada estacionalidad con una mayor incidencia de focos durante la época invernal (Gráfico 9). 70 Número de focos 60 50 40 30 20 10 0 Mes de notificación Grafico 9: Focos de trichinellosis según mes de notificación. Argentina- Total país. Periodo 20102019. N=476. Fuente: elaboración propia – SENASA El canal endémico (Gráfico 10) nos permite ver la incidencia de trichinellosis durante el año 2019 comparado con la incidencia histórica del periodo 2010-2018. El mismo nos ayuda a detectar valores de casos por fuera de lo esperado para dicha enfermedad. La enfermedad es endémica en la Argentina aunque se presenta en forma de brotes en época invernal. Si bien se la diagnostica en casi todos los meses del año, como ya �mencionamos, se presenta con más frecuencia en los meses de junio, julio y agosto. La curva de casos notificados en el 2019 ha transcurrido dentro de la zona de alerta (más casos de lo esperado) durante gran parte del año salvo en los meses de febrero, abril, noviembre y diciembre que transitó por la zona de éxito y seguridad. En el mes de marzo no se notificaron casos en el SIGSA. 25 20 15 10 5 0 Gráfico 10: Canal endémico mensual de trichinellosis año 2019. Argentina - Total País. Históricos 2010 a 2018.Fuente: elaboración propia – SENASA Los protocolos con los que se registran los focos de las enfermedades notificables pueden tener varios estados. Para este análisis diferenciamos dos grandes grupos: los protocolos finalizados donde se realizó la carga de toda la información pertinente, el foco se dio por concluido y el protocolo se finalizó; y los protocolos no finalizados donde no se encuentra cargada la totalidad de la información y lo mismos aún se encuentran abiertos. El gráfico 11 muestra la proporción de protocolos finalizados en relación a los no finalizados por año de notificación. 100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% 2010 2011 2012 2013 2014 No finalizado 2015 2016 Finalizado 2017 2018 2019 �Gráfico 11: Estado de los protocolos notificados por año. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=476. Fuente: elaboración propia – SENASA La cantidad de protocolos no finalizados se debe a que en ciertos establecimientos las acciones sanitarias de despoblación se demoran por respectar el ciclo productivo, por dificultad de acceder a frigoríficos que faenen los animales o por otras cuestiones operativas y/o legales. Conclusiones Como se desprende del informe la triquinosis o trichinellosis es una enfermedad endémica en Argentina con focos distribuidos en varias jurisdicciones, principalmente en la región Centro, coincidente con la distribución de la producción porcina del país, y en la región cordillerana de Neuquén, donde encontramos la mayor parte de los focos asociados a especies silvestres. La estacionalidad de la enfermedad es marcada y es importante a la hora de planear estrategias de prevención de la misma, como campañas de difusión y prevención. Es muy importante de la notificación del evento ante la sospecha o ni bien se realiza el diagnóstico con el fin de conocer la epidemiologia de la enfermedad en nuestro país y poder aplicar las medidas de control para evitar los casos humanos. Respecto al diagnóstico, la digestión artificial es una de las principales medidas para evitar la transmisión de la enfermedad y permite que la prevención y control se lleven a cabo en forma temprana por parte de los veterinarios locales, autoridades provinciales y municipales. Se debe resaltar la importancia de realizar el diagnóstico de toda la carne de origen porcino o de animales silvestres previo a su consumo. Además de las medidas de buenas prácticas de producción de porcinos, como evitar la alimentación con desechos, la digestión artificial es la medida que logra prevenir la ocurrencia de la enfermedad en humanos. La trichinellosis en humanos es un evento de notificación obligatoria. Según datos del Ministerio de Salud de la Nación, para el periodo comprendido entre los años 20142019, se notificaron 5875 casos al Sistema Nacional de Vigilancia de la Salud (SNVS 2.0). Los mismos se clasifican como: caso sospechoso, caso probable, caso confirmado y caso confirmado por nexo epidemiológico, según consensos con los referentes del evento. Para descartar los casos sospechosos es necesario contar con tres muestras seriadas de resultado negativo. Dado que en reiteradas oportunidades no es posible acceder a una segunda o tercera muestra de sangre del paciente, algunos casos sospechosos no pueden ser reclasificados y permanecen como casos sospechosos. �Número de casos humanos 1600 1400 1200 1000 800 600 400 200 0 2014 2015 2016 2017 2018 2019 Año de notificación Gráfico 12: Casos humanos notificados al SNVS 2.0 por año. Argentina- Total país. Periodo 20142019. N=5875. Fuente: Ministerio de Salud. Aclaración: los casos descartados están excluidos. El trabajo en conjunto con todos los actores involucrados en la cadena de notificaciones permite poder llegar al origen del foco animal cuanto antes y de esta manera poder evitar que se afecten más personas, lo cual se ve reflejado en la tendencia descendente de los casos humanos notificados al Ministerio de Salud. Para mayor información sobre medidas a adoptar ante la ocurrencia esta enfermedad podrá consultar los siguientes links: https://www.argentina.gob.ar/senasa/publicaciones/triquinosis https://intranet.senasa.gob.ar/sites/default/files/archivos/circular_dnsa_n_17-2018_focos_triquinosis.pdf http://servicios.infoleg.gob.ar/infolegInternet/verNorma.do;jsessionid=022F552C8239D6850FA3D833CBD18567?id =119741 https://www.oie.int/fileadmin/Home/esp/Health_standards/tahc/current/chapitre_trichinella_spp.pdf �ANEXO I Tabla 1: Focos de trichinellosis registrados según partido. Argentina-Total país. Periodo 2010-2019 N=476 PROVINCIA RENSPAS CON FOCO DECLARADO BUENOS AIRES 274 Adolfo Alsina 10 Adolfo Alsina 1 Alberti 2 Ayacucho 5 Azul 30 Bahia Blanca 6 Bahía Blanca 4 Balcarce 1 Benito Juarez 8 Bolivar 2 Capitan Sarmiento 1 Carlos Casares 6 Carlos Tejedor 1 Carmen de Areco 2 Chacabuco 8 Chascomus 5 Chivilcoy 8 Coronel Brandsen 2 Coronel Dorrego 4 Coronel Rosales 3 Coronel Suarez 23 Doce de Octubre 1 Dolores 38 Exaltacion de la Cruz 2 Gral. Belgrano 2 Gral. Paz 2 Gral. Rodriguez 1 Gral. Alvarado 1 Gral. Guido 2 Gral. Lavalle 3 Gral. Pueyrredon 11 Gral. Rodriguez 1 Hipolito Irigoyen 7 Junin 3 Continúa tabla N° 1 �La Costa La Matanza La Plata Laprida Las Flores Leandro N. Alem Lincoln Loberia Maipu Mar Chiquita Marcos Paz Navarro Necochea Nueve de Julio Olavarria Puan Rauch Roque Perez Saavedra Saladillo Saliquelo San Andres de Giles Suipacha Tandil Tordillo Tornquist Tres Arroyos Tres Lomas Veinticinco de Mayo CATAMARCA La Paz CHACO Doce de Octubre CHUBUT Chushamen Cushamen Continúa tabla N° 1 1 1 1 1 2 1 8 8 3 1 1 1 4 2 4 5 3 1 1 1 3 1 1 3 1 4 2 2 1 1 1 1 1 2 1 1 �CORDOBA Calamuchita Marcos Juarez Rio Cuarto San Justo San Martin Santa Maria Tercero Arriba Union CORRIENTES Goya ENTRE RIOS Gualeguychu LA PAMPA Capital Hucal Lihuel-Calel Loventue Maraco Toay Utracan MENDOZA Guaymallen - C. Segovia Lavalle Maipu - Villa Seca Tupungato NEUQUEN Alumine Catan Lil Catan Lil Collon Cura Collunches Confluencia Huiliches Lacar Loberia Los Lagos San Martin de Los Andes Continúa tabla N° 1 20 4 1 7 1 1 4 1 1 1 1 1 1 18 2 1 1 3 1 2 8 4 1 1 1 1 92 26 1 2 6 1 3 14 33 1 4 1 �RIO NEGRO Avellaneda Bariloche General Roca Gral. Roca Ñorquinco SAN LUIS Capital Chacabuco Cnel Pringles General Pedernera Gral Pedernera Gral Pedernera Gral. Pedernera J. M. Pueyrredon J.M. Pueyrredon Junin La Capital Villa Mercedes SANTA CRUZ Guer Aike Lago Argentino SANTA FE Belgrano Caseros Constitucion Gral. Lopez Gral. Obligado Gral. Lopez Rosario San Lorenzo San Martin TIERRA DEL FUEGO Rio Grande Total general 16 1 7 5 2 1 28 1 1 1 8 3 3 3 4 1 1 1 1 2 1 1 14 1 1 1 2 1 4 2 1 1 2 2 476 �Tabla 2: Focos de Trichinellosis registrados en animales silvestres según Provincia y Departamento. Argentina-Total país. Periodo 2013-2019 N=90 PROVINCIA Buenos Aires Cordoba La Pampa Neuquen Rio Negro San Luis Total general PARTIDO Benito Juarez Dolores Tordillo Tornquist Calamuchita Lihuel-Calel Loventue Utracan Alumine Catan Lil Catan Lil Collon Cura Collunches Huiliches Lacar Loberia Los Lagos Bariloche Gob. Dupuy Villa Mercedes PUMA 1 1 1 2 5 Jabalies Total general 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 3 3 7 7 20 21 1 1 2 2 5 6 1 1 9 10 23 25 1 1 3 3 2 2 1 1 1 1 85 90 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Informe de Notificaciones de Enfermedades Denunciables - Trichinellosis. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2020 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Coordinación General de Epidemiologia Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0066 Abstract A summary of the resource. La triquinosis o trichinellosis es una enfermedad parasitaria causada por las larvas de nematodes del género Trichinella spp, que afecta al ser humano, mamíferos domésticos, silvestres, aves y reptiles. Se trata de una zoonosis que se transmite a los seres humanos, de modo accidental, por la ingestión de carne o derivados cárnicos, crudos o mal cocidos que contienen larvas musculares viables de Trichinella spp. Enfermedades de los Porcinos Triquinosis https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/bb27806584a1c4a0193dff19dd7c2be1.pdf 94f5dad2c637b443459bc58b67a6414a PDF Text Text Informe de Notificaciones de Enfermedades Denunciables – Carbunclo bacteridiano. Coordinación General de Epidemiología Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal El carbunclo bacteridiano se encuentra en todo el mundo, en todos los continentes, excepto la Antártida. Es una enfermedad infecciosa aguda, febril, que está producida por el Bacillus anthracis y se presenta con carácter esporádico o enzoótico; afecta a todos los mamíferos, incluido el hombre. La presentación de la enfermedad tras largos espacios de tiempo en los mismos distritos se explica por la propiedad del agente causal de formar esporos extraordinariamente resistentes, para los que el suelo actúa como reservorio, y que puede sobrevivir durante decenas de años y multiplicarse cuando las condiciones son adecuadas. En el presente informe se describe la situación de la notificación de focos de carbunclo bacteridiano, enfermedad de notificación obligatoria según la Resolución SENASA N° 153/2021. El análisis fue realizado por la Coordinación General de Epidemiología de la Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal (DPYESA) y abarca el periodo 2010-2019. Durante el periodo establecido entre el 2010 y septiembre del 2017, la información se recopilaba en papel luego, a partir de septiembre 2017, el protocolo de notificación comenzó a completarse de forma online a través del Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (SIGSA). El sistema está en constante mejoramiento para lograr una alta calidad de la información. Situación epidemiológica en Argentina 2010-2019 Durante el período 2010-2019 se registraron 132 protocolos emitidos con un diagnostico presuntivo de carbunclo bacteridiano. Del total de notificaciones, en 120 (91%) se confirmó la sospecha, el resto fueron descartadas. El año que presentó mayor cantidad de focos confirmados fue el año 2010 con un total de 22 y el año con menor cantidad de confirmaciones fue el 2017 con un total de 4 focos confirmados, por lo que la línea de tendencia se visibiliza de forma descendente. En cuanto a las medidas de tendencia central para el total del periodo, la media y la mediana arrojan valores de 12 y 12,5 respectivamente (Grafico 1). Página 1 �Número de focos 25 20 15 10 5 0 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 Año de notificación 2017 2018 2019 Gráfico 1: Focos confirmados de carbunclo según año de notificación. Argentina-Total país. Periodo 2010-2019 N=120 Fuente: elaboración propia – SENASA La provincia con mayor cantidad de focos de carbunclo confirmados fue la provincia de Buenos Aires con un total de 80 focos (67%) en los 10 años analizados, los mismos se distribuyeron en 31 partidos de dicha jurisdicción. Le sigue la provincia de La Pampa con 21 focos confirmados (18%) durante el mismo periodo y distribuidos en 8 partidos provinciales. Los 19 focos confirmados restantes se distribuyeron en 9 jurisdicciones, con menos de 10 focos según el caso, completando los 120 focos confirmados del total país en el total del periodo (Mapa 1). Mapa 1: Focos confirmados de carbunclo según provincia. Argentina. Periodo 2010-2019. N=120 Página 2 �Es interesante resaltar que en el año 2014 la provincia de Buenos Aires incorporó la vacunación anual de carbunclo como estrategia de prevención de la enfermedad. Analizando los datos históricos, con una confianza del 95%, se ve una diferencia estadísticamente significativa (p=0,0006) en la incidencia de la enfermedad en dicha provincia a partir del año 2014, pasando de un total de 60 focos confirmados en el primer periodo quinquenal 2010-2014 a 20 focos confirmados en el segundo quinqueño 20152019 (Anexo 1). En Santa Fe también la vacunación comenzó a ser obligatoria a partir de octubre del 2014. Sin embargo, no se observan diferencias significativas entre el período previo y el período posterior al cambio de estrategia de vacunación (p=0,5), debido a que hubo solo 7 casos notificados en la provincia, cinco antes del 2014 y dos después del 2014. La cantidad total de casos de carbunclo es muy pequeña para detectar diferencias estadísticamente significativas. En el mapa 2 se observa que la distribución geográfica de los focos a lo largo de los años se mantiene constante, apareciendo la mayoría de los focos en el centro del país. Mapa 2: Focos confirmados de carbunclo según provincia y año. Argentina. Periodo 2010-2019. N=120 El gráfico 2 muestra la distribución del total de focos confirmados de carbunclo de todo el periodo bajo análisis según los meses de notificación1. En el mismo podemos ver una marcada estacionalidad con una mayor incidencia de focos durante la época estival. Este dato podría ser de relevancia a la hora de tomar la decisión sobre el momento de la vacunación en aquellas provincias que utilizan esa estrategia como medida de prevención, ya que podría ser más eficaz la vacunación de carbunclo aprovechando el movimiento de 1 No se presentaron notificaciones de focos durante el mes de noviembre en ninguno de los años del periodo analizado. Página 3 �la hacienda durante la segunda campaña anti aftosa (octubre, noviembre) para que los animales lleguen con una alta inmunidad al periodo de mayor riesgo o exposición (enero, febrero, marzo). 35 Focos notificados 30 25 20 15 10 5 0 Mes de notificación Gráfico 2: Focos de Carbunclo según mes de notificación. Argentina- Total país. Periodo 20102019. N=120. Fuente: elaboración propia – SENASA El canal endémico nos permite ver la incidencia de carbunclo durante el año 2019 comparado con la incidencia histórica del periodo 2010-2018. La misma nos ayuda a detectar valores de casos por fuera de lo esperado para dicha enfermedad. La enfermedad es endémica en la Argentina, aunque se presenta en forma de brotes esporádicos. Si bien se la diagnostica en casi todos los meses del año, se presenta con más frecuencia en verano y otoño. La curva de casos notificados en el 2019 ha transcurrido dentro de la zona de alerta (más casos de lo esperado) durante gran parte del año salvo en el mes de marzo que transitó por la zona de seguridad. En los meses de enero, julio, septiembre, noviembre y diciembre no se notificaron casos en el SIGSA (Gráfico 3). Se debe tener en cuenta para el análisis del corredor endémico que se notifican pocos casos de carbunclo, con lo cual un leve aumento en el número de casos informados en un mes puede llevar a que la curva se ubique en la zona de alerta. Página 4 �7 6 5 4 3 2 1 0 Seguridad Éxito Alerta Brote 2019 Gráfico 3: Canal endémico mensual de Carbunclo año 2019. Argentina – Total País. Históricos 2010 a 2018. Fuente: elaboración propia – SENASA Al analizar los datos poblacionales durante el total del periodo analizado, estuvieron expuestos en los distintos establecimientos afectados un total de 101.557 animales que incluyen bovinos (93%), ovinos, caprinos, cerdos y equinos. Del total de animales susceptibles, el 1% (1045) enfermaron y murieron a causa de la enfermedad. En su mayoría los animales muertos fueron bovinos. En el grafico 4 puede observarse cómo se distribuyen dichos datos por año en el total de los 120 focos confirmados. Si bien la letalidad de la enfermedad es alta, la incidencia es muy baja y las acciones sanitarias aplicadas ni bien se notifica el brote permiten evitar la dispersión de la misma a más animales reduciendo las pérdidas económicas asociadas. 25000 20000 15000 10000 5000 243 81 137 84 119 122 5 4 2016 2017 149 101 0 2010 2011 2012 2013 2014 Animales susceptibles 2015 2018 2019 Animales muertos Gráfico 4: Distribución de animales susceptibles y muertos según año de notificación. ArgentinaTotal país. Periodo 2010-2019. Fuente: elaboración propia – SENASA En cuanto al origen de las denuncias que recibe el SENASA, las mismas se clasifican en: denuncias espontáneas, denuncias de terceros y denuncias de oficio. Las denuncias Página 5 �espontáneas son aquellas efectuadas por el productor afectado, las denuncias de terceros son las remitidas por productores ajenos al establecimiento, mientras que las denuncias de oficio son detecciones realizadas por el Organismo en sus actividades de rastreo epidemiológico, vacunaciones, baños precaucionales, instrucciones recibidas, aviso de detección en playas de faena o mercado terminal, etc. En el gráfico 5 se describe la distribución de los focos confirmados de carbunclo según su origen. En dicho gráfico puede observarse que más del 50% de las denuncias son realizadas por el productor afectado. Respecto al tiempo trascurrido entre el inicio del foco y la notificación del mismo al SENASA, la media es de 12,5 días y la mediana de 10, con un máximo de 47 días. El 76% de las notificaciones se realizaron dentro de la semana de inicio del foco. En relación al tiempo transcurrido entre la notificación del foco y la atención del mismo por parte del Organismo, la media es de 10 días debido a que el máximo en uno de los casos fue de 56, y con una mediana que arroja un valor de 3,5 días, el 82% de los focos fueron atendidos entre el mismo día o al día siguiente de ser notificados y el 98% dentro de la semana de notificación. 3% 22% 23% 52% De oficio Denuncia de terceros Denuncia espontánea sin dato Gráfico 5: Focos confirmados de carbunclo según origen de la denuncia. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=120. Fuente: elaboración propia – SENASA Los protocolos con los que se registran los focos de las enfermedades notificables pueden tener varios estados, para este análisis diferenciamos dos grandes grupos: los protocolos finalizados donde se realizó la carga de toda la información pertinente, el brote se dio por concluido y el protocolo se finalizó; y los protocolos no finalizados donde no se encuentra cargada la totalidad de la información y lo mismos aún se encuentran abiertos. El gráfico 6 muestra la proporción de protocolos finalizados en relación a los no finalizados por año de notificación. Página 6 �100% 90% 80% 70% 60% 50% 40% 30% 20% 10% 0% 2011 2012 2013 2014 2015 Finalizado 2016 2017 2018 2019 No finalizado Gráfico 6: Estado de los protocolos notificados por año. Argentina- Total país. Periodo 2010-2019. N=120. Fuente: elaboración propia – SENASA Conclusiones Como se desprende del informe, el carbunclo bacteridiano es una enfermedad endémica en Argentina, de baja incidencia, alta letalidad, presente en forma de brotes esporádicos y distribuidos en varias jurisdicciones, principalmente en la región central del país. La estacionalidad de la enfermedad es marcada y es importante a la hora de planear estrategias de prevención de la misma. Se destaca la importancia de la notificación ante la sospecha con el fin de conocer la epidemiologia de la enfermedad en nuestro país. La realización de un diagnóstico oportuno permite tomar las medidas de prevención y control de forma temprana por parte de los veterinarios locales y autoridades provinciales a fin de evitar que la enfermedad se disemine. Se debe tomar en consideración el potencial zoonótico de esta bacteria siendo esencial, para evitar casos humanos, eliminar de modo adecuado los animales muertos una vez confirmado el brote. Ante la denuncia, notificación o actuación de oficio en un brote de carbunclo el Veterinario Local adoptará las medidas establecidas en el Manual de Procedimientos de Atención de Casos y Focos, confeccionando los protocolos correspondientes, que consisten en interdictar el predio y extraer y enviar muestras para un análisis microbiológico que permita emitir un diagnóstico. Los animales muertos o sospechosos de haber muerto de carbunclo deben ser quemados sin despojarlos del cuero en el sitio mismo donde se encuentren. Para la eliminación de los cadáveres los métodos más comunes son el quemado y el enterramiento profundo (más de dos metros); previo al enterrado debe cubrirse con cal el cadáver. No está autorizado su desuello de los cadáveres. Para que el quemado sea eficaz debe reducirse el cadáver a cenizas, esto debe hacerse en el mismo lugar de muerte del animal para evitar sembrar el campo con los Página 7 �líquidos infectantes que pierde el cadáver por los orificios naturales2. La desinfección se hará de acuerdo con lo establecido en el Manual de Desinfección, extendiéndola a las cosas que han estado en contacto con los animales enfermos o muertos de esta enfermedad. Una vez confirmada la enfermedad se debe indicar el tratamiento facultativo de los animales enfermos y la inmunización obligatoria de los animales susceptibles. El personal encargado de atender a los animales debe entrar en los corrales sólo con ropas protectoras y debe estar informado sobre las medidas de protección personal y práctica de desinfecciones a realizar. Se prohibirá que personas con heridas tengan acceso a entornos en los que existan animales enfermos o sospechosos de padecer carbunco. Cuando el brote surge en las praderas éstas se evacuarán de inmediato, se roturarán y no volverán a ser utilizadas por animales. Está prohibido el sacrificio de animales enfermos o sospechosos. Las materias primas procedentes de los mismos se eliminarán de manera inocua. El tratamiento lo más precoz posible de los animales enfermos o sospechosos con altas dosis de penicilina o con otro antibiótico adecuado (estreptomicina, oxitetraciclina) se ha manifestado como método eficaz. Las medidas de aislamiento se levantarán si 20 días después de la eliminación de los animales enfermos no se volvieron a presentar casos de carbunco y se realizó la desinfección de cierre. 2 Para mayor información puede consultar el Manual de procedimientos de Carbunclo en el siguiente link: https://intranet.senasa.gob.ar/sites/default/files/archivos/25_carbunco_manual_completo-1.pdf Página 8 �ANEXO 1. Tabla 1: Focos confirmados de carbunclo según partido. Argentina-Total país. Periodo 2010-2019 N=120 Provincia/Partido BUENOS AIRES Adolfo Alsina Arrecifes Ayacucho Azul Benito Juarez Carlos Casares Corones Dorrego Coronel Suarez Dolores Gonzales Chaves Gral. Alvear Gral. Belgrano Gral. Lavalle Gral. Villegas Guamini Laprida Las Flores Loberia Magdalena - Punta Indio Mar Chiquita Olavarria Puan Rauch Saavedra Saladillo San Antonio de Areco Tapalque Tornquist Trenque Lauquen Tres Arroyos Villarino LA PAMPA Atreuco Conhelo Hucal Lihuel Calel Loventue Realico Toay Utracan SANTA FE Constitucion Las Colonias San Cristobal SAN LUIS Capital Gral. Pedernera La Capital CHACO Libertador Gral. San Martin NEUQUEN Chos Malal RIO NEGRO Adolfo Alsina Pichi Mahuida CORDOBA Rio Cuarto ENTRE RIOS Nogoya LA RIOJA Capital SANTIAGO DEL ESTERO Ojo de Agua Total general 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018 2019 Total 16 8 11 12 13 7 4 2 3 4 80 1 1 1 1 1 1 4 1 2 7 1 1 2 2 2 2 2 1 1 1 1 1 3 1 1 2 1 1 1 3 1 1 1 1 2 2 1 1 2 5 1 1 7 1 1 1 1 1 1 2 1 3 1 5 3 1 1 11 1 1 2 3 1 1 2 1 8 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 3 3 4 1 5 2 2 2 6 1 1 2 1 3 5 22 1 1 1 1 2 4 1 1 2 1 1 2 1 1 2 1 0 3 1 1 2 2 1 1 2 6 2 3 2 7 2 2 2 2 4 1 1 1 2 1 4 1 1 2 2 1 1 1 1 1 1 1 2 1 1 2 2 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 22 14 13 14 16 11 5 4 9 12 120 Página 9 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Informe de Notificaciones de Enfermedades Denunciables - Carbunclo bacteridiano. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2020 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Coordinación General de Epidemiologia Dirección de Planificación y Estrategia de sanidad Animal Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0067 Abstract A summary of the resource. El carbunclo bacteridiano es una enfermedad infecciosa aguda, febril, que está producida por el Bacillus anthracis y se presenta con carácter esporádico o enzoótico; afecta a todos los mamíferos, incluido el hombre. Carbunclo https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/277a213691160b612b5f47f0b70dd6f5.pdf b74fcda38bc623526879c2544784848a PDF Text Text MANUAL DE APOYO ORIENTATIVO PARA EL DIAGNÓSTICO DE LAS ENFERMEDADES DE AVES Y LAGOMORFOS QUE PUEDEN APARECER EN LAS PLANTAS DE TRANSFORMACIÓN PRIMARIA DIRECCIÓN NACIONAL DE INOCUIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA DIRECCIÓN DE INOCUIDAD DE PRODUCTOS DE ORIGEN ANIMAL COORDINACIÓN DE AVES, OVOPRODUCTOS, PRODUCTOS DE LA CAZA Y ESPECIES MENORES. �CRÉDITOS SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA Presidente: Méd. Vet. Marcelo Miguez Vicepresidente: Méd. Vet. José María Moreno Gerente General: Ing. Agr. Eduardo Dillon DIRECCIÓN NACIONAL DE INOCUIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA Director: Dr. Ernesto Ferrarese DIRECCIÓN DE INOCUIDAD DE PRODUCTOS DE ORIGEN ANIMAL Director: Dr. Juan Carlos De María COORDINACIÓN DE AVES, OVOPRODUCTOS, PRODUCTOS DE LA CAZA Y ESPECIES MENORES Coordinador: Dr. Malvestiti, Leonardo Jorge Redactores: Dr. Malvestiti, Leonardo Jorge. Dr. Vicari, Carlos Alberto. Dr. Ball, Julio Cesar. Dr. Roberto, Marcelo Mario. Dr. Otero, Sebastián Ricardo. Colaboradores: Dr. Ramos, Mariano. Dra. Espinoza, Cora. Dra. Borgna, Patricia. Diseño, ilustración y edición: Coordinación de Relaciones Institucionales, Información y Comunicación �ÍNDICE 01. Glosario 01 02. Listado de enfermedades de las aves de declaración obligatoria OIE 02 03. Técnica de necropsia de la aves 03 04. Descripción de las enfermedades de las aves 04 05. Listado de enfermedades de lagomorfos de declaración obligatoria OIE 05 06. Técnica de necropsia de los lagomorfos 06 07. Descripción de las enfermedades de los lagomorfos 07 08. Bibliografía 08 09. Anexos 09 �4 �01. GLOSARIO Abscesos: acumulación de pus en los tejidos orgánicos internos o externos. Aerosaculitis: inflamación de los sacos aéreos. Agente antimicrobiano: designa una sustancia natural, semisintética o sintética, que da muestras de actividad antimicrobiana (mata o inhibe el desarrollo de microorganismos). Se excluyen de esta definición los antihelmínticos y las sustancias clasificadas en la categoría de los desinfectantes o los antisépticos. Análisis del riesgo: designa el proceso que comprende la identificación del peligro, la evaluación del riesgo, la gestión del riesgo y la información sobre el riesgo. Artritis: inflamación de una articulación, la cual por su curso puede ser aguda, subaguda o crónica. Exudativa; aquella que presenta derramamientos. Ascitis: acumulación de líquido en la cavidad celómica (abdominal). Produce abultamiento fluctuante e indoloro del abdomen con sonido mate a la percusión. Puede ser exudativa o traumática. Aves de un día: designa las aves que tienen, como máximo, 72 horas después de haber salido del huevo. Aves ponedoras: designa a las aves mantenidas para la producción de huevos que no están destinados a ser incubados. Aves reproductoras: designa a las aves conservadas para la producción de huevos para incubar. Bolsa De Fabricio: glándula del sistema inmune, asociada a la cloaca y ligada a ella en su parte superior, a través de una hendidura. Bronquitis: inflamación aguda o crónica de la membrana mucosa de los bronquios. Brote de enfermedad o de infección: designa la aparición de uno o más casos de enfermedad o de infección en una unidad epidemiológica. Bursitis: inflamación de las bolsas sinoviales de las articulaciones. Candidiasis: infección de la piel y las mucosas producida por hongos del género Cándida. Canibalismo: es el acto o la práctica de alimentarse de miembros de la propia especie . El término se aplica a cualquier tipo de animal. Para el caso de aves son diversos grados de pérdida de tejidos, debido al picoteo del ano, dedos, plumas o alrededor de la cabeza.. 5 �Caquexia: Estado de involución general caracterizado por pérdida de peso, astenia e incapacidad para desarrollar actividades mínimas. Suele acompañar a estadios terminales de enfermedades crónicas. También suele aplicarse este término a un órgano determinado, cuando el mismo se encuentra afectado por un trastorno. Caseoso: tejido que, por necrosis, adquiere una consistencia semejante a la del queso. Caso: designa un animal infectado por un agente patógeno, con o sin signos clínicos manifiestos. Cavidad del cuerpo: en las aves, la cavidad torácica, abdominal y pélvica se hallan unidas, conformándola. Cianótica: coloración azul y alguna vez negruzca o lívida de la piel, debida a trastornos circulatorios. Cirrosis: inflamación crónica del tejido de cualquier órgano; cirrosis hepática, inflamación del hígado. Cólera: epizootia que suelen padecer las gallinas, palomas, ánades, faisanes, etc., caracterizada por su breve curso y gran mortalidad. Es 6 producida por un bacilo específico. Colibacilosis: infección producida por Escherichia coli. Congestión: acumulación excesiva o anormal de sangre en los vasos de una parte del cuerpo. Conjuntivitis: inflamación de la conjuntiva ocular. Control veterinario oficial: significa que la Autoridad Veterinaria conoce el lugar de mantenimiento de los animales y la identidad de su propietario o de la persona encargada de cuidarlos y puede, en caso de necesidad, aplicar medidas apropiadas de control zoosanitario. Convulsiones: contracción violenta, involuntaria, de naturaleza morbosa, de los músculos voluntarios, que determina movimientos irregulares, localizados en uno o varios grupos musculares o generalizados en todo el cuerpo. Costra: lesión secundaria a la desecación de un exudado o secreción (serosa, sangre o pus). Crónico: enfermedad o proceso de larga duración. Degenerados: de Degeneración: Alteración de los tejidos y/o estructuras anatómicas, con cambios químicos de las sustancias constituyentes y pérdida de los caracteres esenciales y funciones. Deshidratación: perdida excesiva de agua y sales minerales en un organismo. Diátesis: predisposición orgánica a contraer una determinada enfermedad. Dislocación: sacar algo de su lugar. Referido a huesos y articulaciones. Disnea: dificultad de respirar. DNSA: Dirección Nacional de Sanidad Animal, SENASA. �Edema: hinchazón blanda de una parte del cuerpo, que cede a la presión y es ocasionada por la infiltración serosa de los tejidos. Emaciación: enflaquecimiento extremo por causa morbosa. Empastamiento: estado de una parte infiltrada o edematosa no inflamada agudamente; sensación de la mano que palpa. Encéfalomielitis: inflamación del cerebro y médula espinal combinadas. Enfermedad: designa la manifestación clínica y/o patológica de una infección. Enfermedad de declaración obligatoria: designa una enfermedad inscripta en una lista por la Autoridad Veterinaria y cuya presencia debe ser señalada a esta última en cuanto se detecta o se sospecha, de conformidad con la reglamentación nacional. Enfermedad emergente: designa una infección nueva consecutiva a la evolución o la modificación de un agente patógeno existente; una infección conocida que se extiende a una zona geográfica o a una población de la que antes estaba ausente; un agente patógeno no identificado anteriormente o una enfermedad diagnosticada por primera vez y que tiene repercusiones importantes en la salud de los animales o de las personas. Enfermedades de la Lista de la OIE: designa la lista de enfermedades transmisibles aprobada por el Comité Internacional de la OIE y presentada en el Capítulo 2.1.1. del Código Terrestre. Enteritis: inflamación de la membrana mucosa de los intestinos. Equivalencia de medidas sanitarias: designa la situación en la que la(s) medida(s) sanitaria(s) propuesta(s) por el país exportador para sustituir las del país importador, ofreciendo el mismo nivel de protección. Erradicación: designa la eliminación de un agente patógeno en un país o una zona. Erupción: aparición y desarrollo en la piel o en las mucosas de granos, manchas o vesículas. Grano o mancha de la piel. Estertores: respiración anhelante, generalmente ronca o silbante, propia de la agonía y del coma. Ruido de burbuja que se produce en ciertas enfermedades del aparato respiratorio y se percibe por la auscultación. Etiología: estudio o teoría de las causas de una enfermedad. Exantema: erupción de la piel, de color rojo más o menos subido, que desaparece momentáneamente con la presión del dedo, va acompañada o precedida de calentura y termina por descamación; como el sarampión, la escarlatina y otras enfermedades. Exsicosis: estado morboso producido por la insuficiencia de ingreso de agua en el organismo. 7 �Exudado: salida desde un reservorio de una sustancia, generalmente de origen infeccioso y/o inflamatorio. Exudativa: que produce exudación. Fibrinosos: agregados de coágulos blandos. Flácido: flaco, flojo, sin consistencia. Fluido: derrame o evacuación de un líquido normal o patológico. Además puede emplearse este término para el paso de un fluido por un conducto, como la sangre en una arteria o el aire en los bronquios. Focos: centro principal de un proceso morboso. Folículos: Cripta o pequeño saco en forma de dedo de guante, en una mucosa o en la piel, generalmente con función secretoria. Fotofobia: sensibilidad anormal a la luz; puede ser manifestación de enfermedades oculares como la queratitis, uveítis y úlceras cornéales, de enfermedades neurológicas como la migraña, hemorragia subaracnoidea y la meningitis o de patología mental como la depresión. Gangrena: muerte de los tejidos por falta de riego sanguíneo, generalmente a causa de una herida seguida de infección y putrefacción. Hemorragia: salida o derrame de sangre de los vasos sanguíneos. Hígado Graso: que ha sufrido la infiltración adiposa. Hipertrófico: aumento excesivo del volumen de un órgano. Inflamación: alteración patológica en una parte cualquiera del organismo, caracterizada por trastornos de la circulación de la sangre y, frecuentemente, por aumento de calor, enrojecimiento, hinchazón y dolor. 8 Infiltración: acumulación en un tejido, de una sustancia extraña al mismo. Lesión: toda alteración, discontinuidad patológica o traumática de un órgano o tejido. Letargo: síntoma de varias enfermedades nerviosas, infecciosas o tóxicas, caracterizado por un estado de somnolencia profunda y prolongada. Necropsia: autopsia o examen de los cadáveres. Necrosis: muerte celular, de un tejido u órgano, causada por agentes físicos, químicos y/o biológicos. Neumonía: inflamación del tejido pulmonar. Pulmonía. Nódulo/s: tumefacción circunscripta o conglomerado de estructuras con forma sólida, puede ser poco visible y detectarse por la palpación. OIE: la Organización Mundial de Sanidad Animal. Pápula: pequeña elevación sólida y circunscripta de la piel o mucosas. �Patogenia: ciencia que estudia el desarrollo de las enfermedades. Sinusitis: inflamación de los senos nasales. Puede ser purulenta o no. Parálisis: privación o disminución del movimiento en una o varias partes del cuerpo. Sufusiones: derrame especialmente sanguíneo; hemorragia con infiltración de tejidos. Paresia: parálisis leve que consiste en la debilidad de las contracciones musculares. Patogenicidad: de patogenia: Parte de la patología, que estudia cómo se engendran las enfermedades. Pericarditis: inflamación aguda o crónica del pericardio. Perihepatitis: inflamación de la cápsula de Glisson, o de la capa peritoneal del hígado. Peritonitis: inflamación del peritoneo. Petequias: mancha de color rojo púrpura, debida a efusión interna de sangre, del tamaño de la cabeza de un alfiler, perfectamente delimitada sobre la piel o mucosas y que puede cambiar de color al azul o amarillo. (Hemorragia petequial). Placas: área o zona que difiere del resto del tejido. Postración: abatimiento o agotamiento extremos. Pseudo membranas: falsa membrana o neomembrana, especialmente la producción morbosa que solo tiene de membrana la apariencia, estando constituida por un exudado fibrinoso coagulado que engloba leucocitos y bacterias. Tendosinovitis: inflamación aguda o crónica de la vaina de un tendón o de este y su vaina. Tortícolis: espasmo doloroso, de origen inflamatorio o nervioso, de los músculos del cuello, que obliga a tener la cabeza torcida e inmóvil. Tumefacto De tumefacción: aumento de tamaño de una zona por inflamación, tumor o edema; hinchazón. Tumores: tumefacción, aumento de tamaño o hinchazón de carácter patológico. Es uno de los signos fundamentales de la inflamación. Masa de células transformadas, con crecimiento y multiplicación anormales. Dependiendo de su posible evolución, se diferencia tumor benigno formado por células muy semejantes a las normales, que permanece en su lugar de inicio y no produce metástasis; y tumor maligno o cáncer, de carácter grave, invasivo, que produce metástasis. Variólico: relativo a la viruela. Secreción: sustancia que se vierte interna o externamente desde el organismo. Puede o no ser de origen infeccioso. Síndrome: conjunto de síntomas que ocurren en una enfermedad. Sinovitis: inflamación de la membrana sinovial de las grandes articulaciones. 9 �02. LISTADO DE ENFERMEDADES DE LAS AVES DE DECLARACIÓN OBLIGATORIA INFLUENZA AVIAR ALTAMENTE PATÓGENA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE BRONQUITIS INFECCIOSA AVIAR LARINGOTRAQUEÍTIS INFECCIOSA AVIAR TUBERCULOSIS AVIAR HEPATITIS VIRAL DEL PATO ENTERITIS VIRAL DEL PATO CÓLERA AVIAR VIRUELA AVIAR TIFOSIS AVIAR BURSITIS INFECCIOSA (ENFERMEDAD DE GUMBORO) ENFERMEDAD DE MAREK MICOPLASMOSIS AVIAR (M. GALLISEPTICUM) CLAMIDIOSIS AVIAR PULLOROSIS 10 �03. TÉCNICA DE NECROPSIA DE LAS AVES DATOS ANAMNÉSICOS O ANTECEDENTES CLÍNICOS Estos datos son muy importantes, ya que sumados a la experiencia del necropsista orientan al mismo a llegar al diagnóstico de la enfermedad presente en el animal o lote de animales. Todos los datos anamnésicos se deben volcar a una ficha u hoja de protocolo, la cual deberá estar perfectamente identificada con un número; el mismo, servirá para poder identificar cualquier estudio complementario que se realice. También, se deberá consignar fecha de ingreso de la muestra, nombre y apellido del propietario, nombre del establecimiento, dirección, localidad y número telefónico. Estos datos son imprescindibles en caso de diagnosticarse una enfermedad exótica o de denuncia obligatoria ante las autoridades sanitarias. RAZA Se debe consignar si el lote está compuesto por animales de raza pesadas, semipesadas o livianas. Las razas pesadas y semipesados son más propensas a padecer afecciones del aparato locomotor o afecciones de la quilla debidas a su peso. Las razas livianas son más sanguíneas, por lo tanto más propensas a golpes y picaje. ORIGEN Es conveniente conocer el origen o procedencia de las aves. Existe un grupo importante de enfermedades que son trasmitidas a través del huevo y, por lo tanto, el problema no reside solo en el criador que recibe el producto, sino también en el propietario de los reproductores. Por lo tanto, las medidas adecuadas se deberán tomar en ambas explotaciones. EDAD En las explotaciones avícolas, el conocimiento de la edad de los animales adquiere una gran importancia. Existe un gran número de enfermedades que afectan solamente a animales jóvenes, como las hay, que afectan solamente a animales adultos. TIPO DE EXPLOTACIÓN Los sistemas de explotación más frecuentes son: reproductores, ponedoras de huevos para consumo y parrilleros. Existen enfermedades que afectan con mayor frecuencia a cada una de estas explotaciones, por lo tanto su importancia económica y profilaxis son distintas. TIEMPO QUE SE OBSERVA LA ENFERMEDAD Conocer cuánto tiempo hace que comenzaron los síntomas o la mortandad nos indicará la evolución de la enfermedad, de 11 �esta manera podemos dividirlas en agudas, subagudas y crónicas. Este dato nos permite conocer el período de incubación de la misma, dato éste muy importante en las enfermedades avícolas. MORBILIDAD Indica la cantidad de animales enfermos en el lote, y debe ser expresado en porcentaje. MORTALIDAD Indica la cantidad de animales muertos en el lote, se expresa también en porcentaje. Estos dos índices son muy importantes, pues nos dan pautas que orientan significativamente en el diagnóstico. Algunas enfermedades presentan altos índices de morbilidad con baja mortalidad, mientras que en otras, ambos índices son muy similares. CONSUMO DE ALIMENTO Y AGUA Se debe consignar con el objeto de determinar la disminución o aumento de los mismos. En casi todas las enfermedades, las aves disminuyen el consumo de alimento por falta de apetencia y movilidad, en las etapas febriles del consumo de agua está aumentado. Esto debe también deslindarse de los consumos aumentados normalmente en las épocas estivales. 12 VACUNAS Se deben conocer perfectamente los planes de vacunación establecidos en el criadero. Estos datos permiten interpretar ESTUDIOS SEROLÓGICOS posteriores, establecer posibles errores con respecto a la edad o vía de vacunación, etc. MEDICAMENTOS Se debe conocer si las aves fueron medicadas, qué droga se utilizó, por qué vía se suministró, y cuánto tiempo recibieron la medicación. Estos datos son muy importantes en casos de enfermedades bacterianas, ya que se pueden observar lesiones particulares de una determinada enfermedad, pero no se puede hacer el aislamiento del agente, la causa es que los animales estaban recibiendo un antibiótico, dato que se desconocía. También es importante en los casos de haberse suministrado una medicación, poder determinar si fue efectiva o no, y cambiarla si fuera necesario. SÍNTOMAS En este rubro consignaremos los síntomas observados por el propietario, estos datos debemos evaluarlos con precaución. Algunas veces los datos pueden ser equivocados o estar tergiversados ya sea por el encargado, el propietario o el mismo veterinario que nos trae la muestra, con el fin de disimular posibles errores de manejo. Otras veces el error se produce por desconocimiento o mala interpretación de los mismos, por esta razón los síntomas deben ser corroborados por el necropsista durante el examen externo de los animales. Los síntomas deben dividirse en: Respiratorios: por ejemplo; boqueo, exudado nasal u ocular, hipertrofia de los senos infraorbitarios, etc. Digestivos: por ejemplo; diarrea, aquí se debe consignar color, aspecto, etc. Nerviosos: por ejemplo; parálisis, paresias, torsión de cuello opistótonos, etc. Producción de huevos: se deberá consignar si está afectada la misma, ya sea en calidad o cantidad. INSPECCIÓN EXTERNA DEL AVE Una vez cumplimentados todos los datos anamnésicos, comienza a trabajar el necropsista, realizando la inspección externa de los animales. Corrobora primeramente si la sintomatología observada por el avicultor se corresponde con la que manifiestan las aves en ese momento. Se deberá observar el plumaje, si se encuentra brilloso, erizado, sucio, si las �plumas se encuentran limpias o aglutinadas con materia fecal alrededor de la cloaca. Es importante mirar la pigmentación de patas, pico y piel, coloración de la cresta, carúnculas y barbillones, estado de los párpados, forma y tamaño de las pupilas, coloración del iris, fosas nasales (presencia o ausencia de exudados), senos infraorbitarios (hipertrofia o no de los mismos) En la boca, observar la presencia de exudados, seudomenbranas, placas, etc. Se deberá prestar atención a la presencia de parásitos externos debajo del ala y alrededor de la cloaca. Las articulaciones se deberán observar con detenimiento sobre todo la tarsiana, así como las almohadillas plantares. (Pueden observarse desviaciones, exudados inflamatorios, hipertrofia, etc) En la quilla podemos encontrar exudados inflamatorios, desviaciones de la misma. Por último, debemos observar la presencia o ausencia de fracturas, traumas, heridas o malformaciones, como así también todo dato de interés que considere importante. SACRIFICIO DEL AVE Antes de sacrificar las aves, se extrae sangre; de este modo se obtiene suero para eventuales estudios serológicos. La extracción se puede realizar por punción cardíaca o a través de la vena axilar, en este momento se puede inyectar unos pocos centímetros de aire, los que serán suficientes para producir la muerte del animal. 13 �Otros métodos de sacrificio pueden ser: Punción Occipito - Atlantoide (esto se realiza con punzón, produciendo la destrucción de la masa encefálica) Torsión de cuello, con este método se produce la fractura de las vértebras cervicales. Sangrado a blanco, esto se logra con la sección de las venas yugulares o palatinas, o también por punción cardiaca extrayendo la sangre con una jeringa grande. Se debe tener en cuenta que el método de sacrificio será elegido de acuerdo a la sintomatología observada. Si, por ejemplo, los animales presentan signos nerviosos nunca se debe pensar en pacificar las aves por punción Occipito - Atlantoide; del mismo modo, si los animales presentan signos respiratorios, no se deben seccionar las venas yugulares, ni utilizar la torsión del cuello. El método de la embolia gaseosa tiene como ventaja que conserva la estructura de todos los órganos, pero como las aves no sangran, éstos se hallan pletóricos de sangre, y la sección de los vasos en la necropsia dificulta la observación por la gran acumulación de sangre. Por lo tanto, el necropsista es el que decidirá a su juicio, y de acuerdo a la inspección externa, el método de sacrificio. NECROPSIA Se denomina necropsia a la acción de examinar un cadáver (de nekros: muerto y opsie: ver). Los sinónimos más frecuentes son examen pos mortem o autopsia. La necropsia tiene como objetivo confirmar, rectificar o establecer un diagnóstico sobre un animal muerto. Hace un llamado a la observación, al conocimiento de la salud y la patología, utiliza la técnica de la disección. Es únicamente en el curso de una necropsia donde se tiene la posibilidad de examinar en detalle todos los órganos de un animal y rápidamente, darse una precisa idea de su estado. Por lo tanto, el examen de la necropsia ofrece las mejores facilidades para el establecimiento de un diagnóstico. Ante la falta de lesiones macroscópicas el operador tiene la posibilidad de extraer muestras para realizar exámenes complementarios que ayuden al diagnóstico. 14 Cuando se trate de establecer un diagnóstico en un grupo de animales, el estudio de las lesiones en conjunto permitirá arribar a un diagnóstico preciso. La necropsia se efectúa sobre un animal muerto en forma espontánea o sobre un animal enfermo o supuestamente enfermo que se ha sacrificado para tal fin, por lo tanto existe el riesgo de favorecer la liberación de elementos patógenos al medio ambiente. Es por esto que la necropsia nunca deberá realizarse hasta no estar seguro de la ausencia de riesgos de contaminación del medio ambiente y del operador. Una necropsia detallada requiere de la sección total del animal, por lo tanto se podrá realizar solo una vez. Una buena necropsia debe ser sistemática, precisa y completa. TÉCNICA Primeramente se debe introducir el ave en un recipiente que contenga agua con el agregado de una solución antiséptica. (Amonio cuaternario, espadol, etc) con el objeto de mojar las plumas y evitar que éstas se diseminen por la sala de necropsia. �Se coloca el ave en decúbito dorsal, se realizan dos incisiones en la piel, entre la quilla y las patas, luego se tracciona de las patas abriendo las articulaciones coxofemorales, de esta forma el ave queda en condiciones para comenzar la necropsia. Se realiza un ojal en la piel por debajo de la quilla y con tijera se hace una incisión hasta la comisura del pico, y hacia abajo, hasta la cloaca. Se tracciona la piel hacia los laterales dejando al descubierto los músculos Antes de tocar cualquier órgano, se deben observar los sacos aéreos pectorales del cuello y que de otra forma serían destruidos. de las patas. Se deben mirar con detenimiento los sacos aéreos interesternales, En este momento claviculares, axilares, torácicos anteriores, toracicos posteriores y se debe observar el abdominales. tejido subcutáneo y los En este momento se deben tomar muestras necesarias para los músculos. exámenes bacteriológicos. Se realiza un ojal Hacia el lado derecho del necropsista se debe buscar la unión del en los músculos estómago glandular y el esófago, donde, con tijera se realiza un corte, abdominales por debajo de la quilla, se a continuación se retira todo el aparato digestivo y el bazo (estómagos, intestino e hígado), terminando la extracción con un corte en el recto cortan los músculos pectorales a la altura cerca de la cloaca. Separar todos los órganos y dejarlos sobre la mesa, el intestino se separa de los estómagos con un corte a la altura del de las articulaciones píloro, se debe observar el páncreas (se encuentra incluido en el asa condrocostales, con duodenal). Abrir el estómago glandular y muscular por la línea media, tijera o costótomo se observando el contenido, las mucosas, etc. cortan las costillas hasta la clavícula. Disponer el intestino en forma de U invertida, abriéndolo en su totalidad, verificando el contenido, estado de las mucosas, presencia o Una vez cortada la no de parásitos, etc. clavícula y el hueso coracoides, con la En animales jóvenes observar con detenimiento la bolsa de Fabricio mano se vuelca la (ubicada por debajo de la cloaca con el animal en decúbito dorsal), quilla hacia un lado, tamaño, presencia de exudado, estado de los pliegues, etc. quedando expuesta la cavidad torácica y Retirar el corazón realizando un corte en los grandes vasos, observar el abdominal. pericardio y miocardio. Se observa el corazón, En la cavidad abdominal queda el aparato urogenital, en los machos el hígado, el estómago se deben observar los testículos, forma, tamaño, coloración, en las muscular y una hembras el ovario izquierdo (el derecho esta atrofiado), su grado de porción del intestino. 15 �desarrollo, lo que indica si el ave esta en postura, (si los hubiera) observar los óvulos, su tamaño, forma, color, etc. Retirar el oviducto en su totalidad, observar la presencia de lesiones. Se observan los riñones formados por tres lóbulos (anterior, medio y posterior) y ubicados centro-lateralmente a la columna vertebral, observar los úteros hasta su desembocadura en la cloaca. Luego se comienza la observación de digestivo y respiratorio. Se abre por la comisura del pico, se observa la lengua, pliegue palatino, paladar blando y fosa palatina. Luego se abre el esófago comenzando en la faringe hasta el buche, observando el contenido y estado de las mucosas. La inspección del aparato respiratorio se inicia en la laringe, donde comienza la apertura de la traquea, la que se abre en toda su extensión hasta la bifurcación de los bronquios, los que se cortan introduciéndonos en los pulmones, se observa la presencia de exudados en traquea o bronquios y estado de las mucosas. 16 Los pulmones se separan de la pared costal, a la que están fuertemente adheridos, se observa el color, la consistencia, etc. Por último se retira la traquea y los pulmones del cadáver. Para concluir con la inspección del sistema respiratorio, debemos observar las fosas nasales y los senos infraorbitales. Para la inspección de éstos últimos, se introduce la tijera por el orificio nasal y se corta paralelamente al pico por debajo del ojo, posteriormente, se corta el pico en forma perpendicular al eje y a la altura de los orificios nasales. A continuación, debemos observar el Sistema Nervioso Central, para tal fin se corta la piel por encima de los huesos craneanos, con una tijera se realiza un corte en los huesos frontales por detrás de la órbitas oculares, y dos cortes laterales por los huesos parietales que, partiendo del anterior, se unen en el orificio occipital. Se retira la tapa ósea, quedando a la vista cerebro y lóbulos ópticos (note que el cerebro no tiene circunvoluciones). Con tijera curva se retira el sistema nervioso central. El examen del Sistema Nervioso Periférico comienza con la observación de los neumogástricos, los que se localizan a lo largo del cuello, incluidos en el paquete vascular, del que deben ser disecados y observados. El plexo braquial se localiza a la entrada del pecho, los nervios intercostales se observan después de retirar los pulmones. El plexo lumbar y sacro se localizan por debajo del lóbulo medio del riñón, y por último, los nervios ciáticos entre los músculos aductores de la pata. Se debe verificar la disposición y forma de los folículos de las plumas dejando expuesta la piel, esto se realiza retirando las plumas en las zonas de los muslos, pecho, región dorsal, y especialmente a la altura del cuello. Por último, se deben observar los huesos largos, comprobar su dureza o fragilidad quebrando uno con ambas manos. Realizar un corte longitudinal a fin de comprobar el estado de la médula ósea y de las zonas de osificación, también se deben abrir las articulaciones principalmente la del tarso. �04. DESCRIPCIÓN DE LAS ENFERMEDADES DE LAS AVES INFLUENZA AVIAR (IA) DECLARACIÓN OBLIGATORIA (Ver manual de procedimientos específicos de la Dirección Nacional de Sanidad Animal.) DEFINICIÓN La influenza aviar o gripe aviar comúnmente gripe del pollo y gripe de los pájaros, designa a una enfermedad provocada por un virus que afecta a las aves, aunque algunas variantes pueden afectar al hombre y otros mamíferos. Esta afección es altamente contagiosa. ETIOLOGÍA Virus tipo ARN, de la familia Orthomyxoviridae, género Influenzavirus. Esta familia incluye varios virus clasificados en tres tipos, A, B ó C. El tipo A es el único que provoca infecciones naturales en las aves. Los tipos B y C infectan de modo primario a humanos y, ocasionalmente a cerdos. Todos los virus aislados altamente patógenos son del tipo A subtipos H5 y H7. Un subtipo del virus de influenza aviar H5N1, apareció en 1997 en Hong Kong, identificado como la fuente más probable de una futura pandemia de gripe humana. TRANSMISIÓN • Contacto directo con secreciones de aves infectadas, especialmente heces. • Alimentos, agua, equipos y ropa contaminados. • Huevos rotos contaminados pueden infectar a los pollitos. 17 �RESISTENCIA A LA ACCIÓN FÍSICA Y QUÍMICA Temperatura Se inactiva a: 56°C/3 horas; 60°C/30 min. pH Lo inactiva el pH ácido. Productos químicos Inactivado por agentes oxidantes, detergentes, disolventes de lípidos. Desinfectantes Soluciones de formol y compuestos de yodo. Supervivencia Sigue siendo viable durante mucho tiempo en los tejidos, las heces y el agua. SIGNOS CLÍNICOS Los signos de la enfermedad son en extremo variables y dependen de la especie afectada, edad, sexo, infecciones concomitantes, virus, factores ambientales, etcétera. La patogenicidad del virus de influenza, va a determinar su ubicación en el organismo. Los menos patógenos van a atacar el aparato respiratorio superior y a medida que aumenta la patogenicidad se distribuirá en el tracto digestivo, pudiéndose aislar hasta en el tejido muscular. Las infecciones pueden variar clínicamente en: subclínicas (no patogénicas), respiratoria aguda y/o urogenital (baja patogenicidad) y enfermedad sistémica severa (alta patogenicidad). Por lo tanto la IA puede manifestarse como una enfermedad respiratoria, entérica, reproductiva o neurológica. Los signos clínicos descriptos pueden incluir: descenso en la producción de huevos, huevos en fárfara o deformados, hinchazón de la cabeza, párpados, cresta y barbillones; cianosis de los barbillones, crestas y patas, problemas respiratorios con descargas nasales claras, mucopurulentas o sanguinolentas; tos; trastornos nerviosos, incoordinación; plumaje erizado; inapetencia; depresión y diarrea. Cualquiera de estos signos se puede producir solo o en varias combinaciones. En caso de explotaciones de aves a piso y en jaula, se observan signos nerviosos como tortícolis, opistótonos, imposibilidad de pararse, temblor de cabeza y cuello, cresta y barbillones edematosas a necróticos, edema en cabeza y patas, hemorragias subcutáneas en patas, edema, hemorragias viscerales, congestión y hemorragias en pulmones. En algunos casos, la enfermedad es rápidamente fulminante y se encuentran las aves muertas sin signos previos. Otras veces la enfermedad curso al principio con una enfermedad respiratoria aguda con aumento en mortalidad y declinación en la producción de huevos. 18 �DIAGNÓSTICO El período de incubación es de 3-5 días. • Depresión severa, inapetencia. • Marcada disminución de la producción de huevos. • Edema facial con crestas y barbillas tumefactas y cianóticas. • Hemorragias petequiales en las superficies de las membranas internas • Muertes súbitas (la mortalidad puede alcanzar 100%). • Aislamiento del virus necesario para un diagnóstico definitivo. • Aerosaculitis. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL • Cólera aviar agudo. • Enfermedad de Newcastle. • Enfermedades respiratorias, especialmente laringotraqueítis infecciosa. BRONQUITIS INFECCIOSA AVIAR DECLARACIÓN OBLIGATORIA DEFINICIÓN Enfermedad vírica aguda de la gallina, que produce signos respiratorios, problemas renales (broilers) y alteraciones en la puesta; disminución de la puesta de huevos; disminución de la calidad de los huevos: huevos en fárfara, con la cáscara rugosa y deformada, clara acuosa. Disminución de la incubabilidad (10-20%). Presencia de “falsas ponedoras”. Aumento del índice de transformación en pollos barrilleros. ETIOLOGÍA Coronavirus, Virus RNA pleomórficos, con envoltura y proyecciones glicoproteicas. Sensibles al calor y a la mayoría de desinfectantes. Más de 50 serotipos por SN: Massachusetts M-41 (respiratorio, ovario), Connecticut, Arkansas, Australia T (oviducto, aparato renal), Gray y Holte (renal). Cepas europeas (Dutch) D207; D212 (oviducto). Emergencia de nuevos serotipos. PATOGENIA Sensibilidad: afecta únicamente a las gallinas, la gravedad es inversamente proporcional a la edad y mayor al inicio de la puesta. La forma renal más frecuente en razas pesadas. Transmisión: vía aerógena a partir de exudados nasales y traqueales o de las deyecciones. Contagio directo o indirecto (muy contagioso). Algunas aves quedan portadoras y eliminan virus durante meses. Otros factores predisponentes: infecciones previas por virus con tropismo respiratorio (NC, LT, TRT) o por virus inmunosupresores (Gumboro, anemia infecciosa del pollo). Otras infecciones respiratorias: 19 �E. coli, Haemophilus paragallinarum, Mycoplasma gallisepticum. Malas condiciones higiénicas y de manejo: frío, calendario intensivo de vacunaciones, stress. Periodo de incubación: 18-36 horas. • Vía de entrada: aerógena multiplicación en tráquea, sacos aéreos o pulmón. • Digestiva: multiplicación en mucosa del proventrículo. • Viremia corta y multiplicación en células epiteliales del aparato respiratorio. • Según cepa del virus y edad del ave; oviducto y riñón. • Bolsa de Fabricio, tonsilas cecales y cloaca. SIGNOS CLÍNICOS Evolución en 10-14 días. 1 día - 1 mes: signos respiratorios: tos, estornudos, exudados nasales y oculares, estridor, disnea. Depresión, apilamiento en busca de calor, disminución del consumo de pienso, adelgazamiento. Morbilidad hasta el 100% y mortalidad hasta el 30%. Muerte por asfixia y aplastamiento. 5-20 semanas: signos respiratorios moderados. Atrofia del oviducto: aparición de falsas ponedoras (ponedoras internas). Cepas nefropáticas (en aves 3-6 semanas): depresión, signos respiratorios, plumas erizadas, sed intensa, diarrea blanquinosa, y hasta un 30% mortalidad. Más de 20 semanas: ligeros signos respiratorios. Caída de la puesta hasta el 50%. Recuperación lenta (4-6 semanas) sin volver al ritmo de producción normal. Disminución de la calidad: huevos en fárfara, cáscaras arrugadas, cáscaras frágiles, huevos deformados, claras acuosas. LESIONES MACROSCÓPICAS Inflamación catarral en tráquea, cavidad nasal y senos infraorbitarios. Atrofia de oviducto. Nefritis y palidez en riñones. DIAGNÓSTICO Signos respiratorios en pollitos, alta morbilidad, pero baja mortalidad. Caída de la puesta hasta del 50% y huevos de mala calidad. Presencia de alto porcentaje de falsas ponedoras. Mortalidad en pollos parrilleros con lesiones renales. 20 DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL Signos respiratorios: Influenza aviar, Newcastle, Laringotraqueítis, Micoplasma gallisepticum, Coriza infeccioso (Haemophilus paragallinarum), Aspergilosis (Aspergillus fumigatus), Enfermedad de Gumboro, Deficiencias nutricionales, Intoxicación por sal (falta de agua), Síndrome de caída de la puesta (adenovirus EDS-76), Encefalomielitis aviar, Situaciones de stress. �BURSITIS INFECCIOSA AVIAR (ENFERMEDAD DE GUMBORO) DECLARACIÓN OBLIGATORIA DEFINICIÓN Es una enfermedad viral causada por un virus del género Avibirnavirus, de la familia Birnaviridae. La enfermedad clínica sólo la presentan los pollos, si bien se pueden infectar pavos, patos y avestruces. Únicamente se ven afectadas a nivel clínico las aves jóvenes. ETIOLOGÍA Es un virus Birnaviridae, género Birnavirus, virus RNA sin envoltura. Dos serotipos: serotipo 1: amplia distribución, cepas que causan inmunosupresión (no signos clínicos directos). Cepas altamente virulentas, alta mortalidad serotipo 2 (pavos y pollos), cepas no patógenas ni inmunosupresoras. PATOGENIA El grupo de aves afectado mostrará una morbilidad muy elevada acompañada de una depresión grave en la mayoría de las aves, lo que dura unos 5–7 días. La mortalidad se eleva drásticamente durante 2 días y a continuación desciende de forma rápida durante los siguientes 2–3 días. Normalmente, muere entre el 5% y el 10% de las aves, pero la mortalidad puede alcanzar el 30–40%. Vías de transmisión: oral, conjuntival, respiratoria. Fómites (virus muy resistente al medio ambiente). No demostrada vía vertical. Periodo de incubación muy corto: 2-3 días. SIGNOS CLÍNICOS Los principales signos clínicos son diarrea acuosa, plumaje erizado, apatía, anorexia, temblores y postración. LESIONES MACROSCÓPICAS Entre las lesiones post mortem destacan la deshidratación de los músculos con numerosas AMBIENTE CONTAMINADO (HECES) GUSANOS, ÁCAROS hemorragias equimóticas en oral muslo y pectoral, primera x en linfocitos y macrófagos intestinales 24h el agrandamiento y decoloración 24-48h anaranjada de los Bolsa de Fabricio (órgano diana) Segunda x en linfocitos riñones. Las bolsas de Linfocitos B precursores circulantes Fabricio muestran las lesiones diagnósticas principales. Las aves Necrosis y erosión Bazo, riñón, timo, hígado que mueren presentan una bolsa agrandada e inflamada con una decoloración Atrofia Bolsa inmunosupresión amarilla pálida. Pueden presentar hemorragias intrafoliculares y en 21 �algunos casos, la bolsa puede estar completamente hemorrágica con la apariencia de una cereza oscura. En muchas bolsas estarán presentes edemas de color pajizo peribursales. Incremento moco intestinal, esplenomegalia con focos de necrosis. Forma subclínica: pollos menores de 3 semanas: infecciones oportunistas, bajo rendimiento y productividad. Forma clínica: pollos mayores de 3 semanas: picaje de la cloaca, Anorexia, depresión, diarrea acusada (deshidratación, mal plumaje), Recuperación en 5-7 días. DIAGNÓSTICO Signos Clínicos. Animales mayores de 3 semanas: aparición rápida, alta morbilidad, rápida recuperación. Lesiones bolsa de Fabricio. En animales menores de 3 semanas: aumento infecciones secundarias. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL Anemia Infecciosa aviar, Leucosis linfoide, Enfermedad de Marek, Hepatitis por cuerpos de inclusión (adenovirus), Enfermedad de Newcastle, Bronquitis Infecciosa, Coccidiosis. MICOPLASMOSIS AVIAR DECLARACIÓN OBLIGATORIA (Ver directivas de la Dirección Nacional de Sanidad Animal.) DEFINICIÓN Es una enfermedad que puede producirse por diferentes factores, algunos de estos son determinantes, ocasionados por el Micoplasma Gallisepticum y el Micoplasma Synoviae. Influyen también factores como la mala ventilación, vacunación, despique, sobrepoblación o cualquier otro factor causante de estrés. Otros microorganismos pueden complicar el cuadro, como por ejemplo, bacterias como E. Coli y otros microorganismos del genero Proteus. TRANSMISIÓN Puede ser vertical a través del huevo u horizontal por aerosoles, agua, alimento y portadores sanos. SIGNOS Dificultad respiratoria, estornudos, estertor bronquial, caída en la producción de huevos, disminución del consumo de alimento, baja tasa de crecimiento, disminución del porcentaje de nacimientos. LESIONES MACROSCÓPICAS Pericarditis y perihepatitis con exudado fibrino purulento, opacidad en sacos aéreos, tendinosinovitis purulenta, peritonitis, salpingitis. MORBI- MORTALIDAD Es variable de acuerdo con la presentación del caso. Se agrava si hay deficiencias de manejo y/o si se combina con otros agentes infecciosos. DIAGNÓSTICO El diagnóstico clínico se basa en los signos y las lesiones antes mencionadas. El diagnóstico de laboratorio se realiza por aglutinación (placa, tubo) inmunofluorecencia e inhibición de la hemoaglutinación (Ver manuales de procedimientos operativos DNSA). 22 �CLAMIDIOSIS AVIAR DECLARACIÓN OBLIGATORIA DEFINICIÓN La clamidiosis aviar (CA) está causada por la bacteria Chlamidophila psittaci. Originalmente, la CA que afecta a humanos y a todo tipo de aves se denominó psitacosis, pero con posterioridad se introdujo el término ornitosis para referirse a la enfermedad adquirida de aves salvajes o domésticas o que se presenta en ellas, mientras que el término psitacosis se reserva para la enfermedad adquirida de aves psitácidas o que se presenta en ellas. Se ha descrito en varias partes del mundo la clamidiosis en el avestruz y en el ñandú. ETIOLOGÍA La clamidiosis aviar (CA) está causada por la bacteria Chlamidophila psittaci, perteneciente al género Chlamydia, dividida en dos géneros, Chlamydia y Chlamydophila. Todas las cepas aviares conocidas se encuentran ahora incluidas en la especie Chlamydophila psittaci. Las cepas aviares comprenden al menos seis serotipos que se relacionan con las especies de aves de las que se aíslan normalmente. La clamidiosis que se presenta naturalmente en las especies de mamíferos y que no se contrae de las aves, está causada por cepas del organismo claramente diferentes. PATOGENIA Para las aves en cautiverio, el período de incubación varía de tres días a varias semanas; sin embargo, las infecciones latentes son comunes y la enfermedad activa puede presentarse después de años de exposición. En aves de vida libre, la transmisión natural se produce principalmente por vía aerógena y, en segundo término, por vía digestiva. Las aves que sufren la enfermedad clínicamente, como aquellas que son portadoras, eliminan la bacteria con sus secreciones nasales y sus heces. La infección en las aves, tiene su punto de partida al tomar contacto con materiales contaminados o en la inhalación del polvillo resultante (aerosoles). La difusión del agente se facilita en aquellas aves que cohabitan en estrecho contacto, o que se desplazan en bandadas. La eliminación del agente infeccioso entre las aves con clamidiosis latente puede activarse con diversos factores de estrés, como el hacinamiento, el transporte y el enfriamiento. Las aves pueden parecer sanas, pero son portadoras de C. psittaci y pueden eliminar el agente en forma intermitente, el cual es resistente a la desecación permaneciendo infeccioso por varios meses. 23 �LESIONES MACROSCóPICAS La necropsia de las aves afectadas revela a menudo un aumento del bazo y del hígado, inflamación fibrinosa de los sacos aéreos, pericarditis y peritonitis. Además se puede observar caquexia, anorexia; las lesiones también pueden incluir sinusitis, traqueitis, rinotraqueitis, inflamación de los sacos aéreos, neumonía y enteritis. DIAGNóSTICO La infección puede presentarse en forma asintomática, o bien, producir una enfermedad aguda, subaguda o crónica. En el cuadro agudo los signos clínicos, al igual que los observados en otras enfermedades sistémicas, son somnolencia, anorexia, plumas erizadas, escalofríos y debilidad general. También se pueden agregar síntomas digestivos (diarrea, deposiciones amarillentas), respiratorios (descarga nasal, tos, estornudo y dificultad respiratoria) y oculares (conjuntivitis uni o bilateral con abundante flujo lacrimal y fotofobia) y una reducción en la producción de huevos. Muchas aves, especialmente las aves psitácidas viejas, pueden carecer de síntomas clínicos; sin embargo, liberan el agente durante períodos largos. El cuadro crónico lleva a un progresivo desmejoramiento del estado general y pérdida de peso del ave. El porcentaje de mortalidad puede alcanzar al 2,5%, valor que no llama la atención de los criadores de estas aves, permitiendo entonces una mayor difusión del microorganismo. Los casos de cuadros clínicos evidentes pueden alcanzar una mortalidad del 30–50%. 24 �ARTRITIS VIRAL DEFINICIÓN La artritis viral, denominada también tenosinovitis, es una infección causada por Reovirus, que afecta las aves de carne (parrillero y reproductores pesados) caracterizada por artritis y tenosinovitis (fundamentalmente del tarso y metatarso). ETIOLOGÍA 1. El agente etiológico es un reovirus. Varios serotipos han sido identificados. Desarrolla bien en huevos embrionados susceptibles, en cultivos celulares principalmente en células de riñon de pollos jóvenes. 2. Todos los serotipos de reovirus tienen antígenos precipitantes comunes, esta prueba puede ser usada para identificar las aves que han sido infectadas por el virus. 3. Los reovirus son sumamente resistentes al calor, y presumiblemente a muchos factores tarsianas y las vainas ambientales. tendinosas contienen exudado inflamatorio PATOGENIA y sanguinolento. El reovirus es eliminado por las heces de Los cartílagos los pollos infectados. Se trasmite en forma articulares pueden horizontal a pollos susceptibles y pueden estar ulcerados y las estar contaminados los huevos externamente membranas sinoviales (cáscara). Se ha demostrado la transmisión de la articulación a través del huevo. Puede persistir en aves y tendones pueden infectadas por un período de por lo menos estar hemorrágicas. 289 días. La transmisión por artrópodos de 2. Las aves que no los reovirus de las aves virémicas no ha sido pueden extender la probada pero se supone que es posible. articulación tarsiana a menudo tienen SIGNOS CLÍNICOS roturas del tendón Los primeros síntomas son la dificultad en la de los gastrocnemio, marcha manifestada por cojeras, inflamación justamente por de la articulación tarsiana y del tendón en encima de la su recorrido por la caña. La mayoría de las articulación, los aves se encuentran en buena condición, pero algunas están retrasadas en el crecimiento. La músculos de la pata están hemorrágicos, mortalidad es usualmente baja. estos pueden Si hay ruptura de los tendones de una o ambas fusionarse por patas las aves quedan inmovilizadas o muy adherencias. disminuidas en su movilidad. Se observa la hemorragia a través de la piel en la zona de la DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL ruptura. LESIONES MACROSCóPICAS 1. En la fase aguda de la enfermedad hay hinchazón e inflamación de los tendones y hojas tendinosas justo encima de la articulación del tarso y a lo largo de la caña, en su parte posterior. Las articulaciones 1. Sinovitis. 2. Estafilocococcia de las patas. 3. Perosis. 4. Discondroplasias. 5. Enfermedad de Marek. 25 �LARINGOTRAQUEÍTIS INFECCIOSA AVIAR (DIFTERIA AVIAR) DECLARACIÓN OBLIGATORIA (Ver manual de procedimientos específicos de la Dirección Nacional de Sanidad Animal.) DEFINICIÓN La laringotraqueitis infecciosa es una enfermedad viral de curso agudo, que afecta a las gallinas, faisanes y que se caracteriza por disnea marcada, tos, boqueo y expectoración de un exudado mucohemorrágico. ETIOLOGÍA El agente causal es un virus Herpes, el que produce cuerpos de inclusión intranucleares en las células epiteliales de la tráquea, conjuntiva y membrana corioalantoidea de los huevos embrionados. Existe una sola cepa de virus, pero hay variabilidad en cuanto a su patogenicidad. PATOGENIA Las aves que han pasado la enfermedad son la fuente de infección, los animales vacunados, y en ciertas circunstancias fomites contaminados. La puerta de entrada es aerógena, siendo las aves adultas más susceptibles. El período de incubación es de aproximadamente entre 6 y 12 días. La difusión horizontal dentro del lote es muy lenta, a diferencia de otras enfermedades virales. SIGNOS CLÍNICOS Cepas patógenas: 1. Disnea bien manifiesta, boqueo, rales y posición muy característica durante la inspiración. 2. Expectoración muco-hemorrágica. 3. Portabilidad del 50-70%, mortandad del 10 a 20%. La enfermedad persiste en el lote entre 2 y 6 semanas. Cepas de baja patogenicidad: Conjuntivitis, lagrimeo, inflamación de los senos infraorbitarios, escara nasal y caída de la postura. 26 LESIONES MACROSCóPICAS 1. Severa laringotraqueitis hemorrágica, la cual puede extenderse a nivel de bronquios, también pueden estar afectados los sacos aéreos. En aves muertas se puede encontrar exudado pseudomenbranoso o caseoso en tráquea. 2. Presencia de sangre en la comisura del pico, boca, cabeza y plumas. 3. En brotes producidos por cepas de baja patogenicidad, es posible observar solamente conjuntivitis y sinusitis. DIAGNóSTICO DIFERENCIAL Se debe diferenciar de: 1. Enfermedad de Newcastle 2. Micoplasmosis 3. Difteroviruela aviar 4. Coriza infecciosa. �TIFUS DE LAS AVES (VER MANUAL DE PROCEDIMIENTOS ESPECÍFICOS DE LA DIRECCIÓN NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL.) DEFINICIÓN La tifosis aviaria es una enfermedad bacteriana de curso agudo o subagudo que ataca principalmente a gallinas y pavos. SIGNOS CLíNICOS En los casos agudos pueden morir aves sin sintomatología clínica; en el curso de los ETIOLOGÍA primeros días las aves El agente etiológico es un bacilo, Gram muestran diarrea, negativo, inmóvil, llamado Salmonella pérdida de apetito, gallinarum. Esta bacteria posee algunos palidez de crestas y antígenos comunes a los de la Salmonella barbillones. La diarrea pullorum (productora de la pullorosis), por esta razón ambas Salmonellas dan reacción de es fétida acuosa y de color amarillento. aglutinación cruzada. PATOGENIA La infección se produce por la ingestión de alimentos y agua contaminada con excreciones de aves clínicamente afectadas o portadoras inaparentes. La puerta de entrada es digestiva, siendo las aves adultas y las razas pesadas las más susceptibles. La morbilidad y mortalidad son muy variables, pudiendo llegar esta última hasta más de un 60%. El período e incubación es de 4 a 6 días y la muerte en los casos agudos ocurre 48 horas después de aparecidos los síntomas. Las aves infectadas que sobreviven, se trasforman en portadoras inaparentes de la enfermedad, trasmitiendo la infección a la descendencia, esto ocurre debido a que la Salmonella se acantona en el ovario. Pullorosis LESIONES MACROSCóPICAS 1. Hepatomegalia, coloración bronceada del hígado, con presencia de pequeños focos de coloración blanco amarillenta. 2. Esplenomegalia e hipertrofia renal. 3. Enteritis en la porción anterior del intestino delgado algunas veces con presencia de pequeñas úlceras. 4. Palidez de crestas y barbillones, la sangre puede presentar aspecto aguachento. DIAGNóSTICO DIFERENCIAL Cólera aviar Histomoniasis Hepatitis vibriónica Hepatitis vírica a cuerpos de inclusión 27 �PULLOROSIS ENFERMEDAD DE MAREK DECLARACIÓN OBLIGATORIA DECLARACIÓN OBLIGATORIA (Ver manual de procedimientos específicos de la Dirección Nacional de Sanidad Animal.) DEFINICIÓN Es una enfermedad viral, neoplástica, que se presenta en gallinas; se caracteriza por la infiltración de varios plexos nerviosos y/u órganos internos con presencia de células neoplásticas y pleomórficas. DEFINICIóN La pullorosis es una salmonelosis específica de las aves. Hace 20 años esta enfermedad estaba muy extendida y causaba mucha mortalidad. Afecta fundamentalmente a gallinas, pavos y en un menor grado a los palomos. ETIOLOGÍA y PATOGENIA El agente productor de la pullorosis es la Salmonella pullorum. El contagio se puede producir por infección por el huevo. A diferencia de otras salmonellas que contaminan el huevo al ser puesto, en este caso la infección ya se encuentra en el interior antes de la puesta. Los embriones en estos casos suelen morir durante la incubación, aunque también pueden nacer. Infección por contacto. Infección por intermediarios. El calzado y la ropa pueden ser vehículos de contagio al transmitir la infección de un sitio a otro. SINTOMATOLOGÍA El periodo de incubación es de 2 a 5 días. ETIOLOGÍA La enfermedad es producida por un virus de la familia Alphaherpesvirinae, género Mardivirus DNA, la mayor parte de los virus aislados son serológicamente indistinguibles, el virus desarrolla bien en cultivos celulares de riñon de embrión de pollo y fibroblastos de embrión de pato. Produce inclusiones intranucleares en estos cultivos celulares o en el epitelio del folículo de la pluma de pollos infectados. Es bastante resistente a los factores ambientales. PATOGENIA Los pollos infectados diseminan el virus que está en las células descamadas del folículo de la pluma, el que infecta a muchos otros pollos susceptibles que inhalan estas células descamadas. Los portadores infectados pueden o no estar enfermos clínicamente. La enfermedad es sumamente contagiosa y estas células descamadas pueden diseminarse a grandes distancias, las mismas son posiblemente el mayor medio de difusión y diseminación de la enfermedad. Los pichones enfermos presentan debilidad general, falta de apetito y una mayor apetencia por el calor. La transmisión de la enfermedad a través del huevo no ha sido satisfactoriamente Los excrementos aparecen blancos y muy demostrada. Si ésta se produce la hace en muy fluidos, éstos pueden secarse en los plumones poca cantidad. que rodean la cloaca y obstruiría, produciendo un hinchazón en el vientre. Se sospecha que pueda producirse la difusión a través de un escarabajo (alphiotobuis DIAGNóSTICO diaperinus) que vive en las camas y que a Además de la necropsia, el diagnóstico de la veces se alimenta de cadáveres de pollos pullorosis se basa en las pruebas serológicas infectados. realizadas con la sangre de los animales vivos. El papel de otras aves en la difusión de la enfermedad es desconocido, sin embargo, algunas aves han sido afectadas con el virus. Es razonable, por lo tanto, pensar que otras aves pueden diseminar el virus. 28 �SIGNOS CLíNICOS 1. Forma nerviosa o neural: paresias o parálisis de las patas, cuello, párpados son observados. Las aves con lesiones de nervio ciático a menudo están caídas con una pata hacia delante y otra hacia atrás. 2. Forma ocular. El iris está gris y la pupila tiene forma irregular, puede estar excéntrica. Las aves con lesiones oculares están ciegas o tienen una visión deteriorada. 3. Forma cutánea: las áreas afectadas de la piel presentan folículos tumorales, deformados, más levantados y rugosas. Algunas aves, aparentemente, se recuperan de estas lesiones pero posteriormente mueren de otras manifestaciones de enfermedad Marek. 4. Forma aguda (visceral): la enfermedad tiene una presentación aguda y la mortalidad crece rápidamente alcanzando su pico en pocas semanas, para luego disminuir poco a poco. Las lesiones neoplasicas afectan principalmente los órganos internos. LESIONES MACROSCóPICAS Se observa una hipertrofia de los nervios periféricos con decoloración de los mismos que aparecen grisáceos-amarillentos, es necesario observar varios nervios para encontrar las lesiones (neumogástiricos, ciáticos, plexo braquial, plexo lumbosacro, intercostales). Tumores linfoides son observados en las vísceras fundamentalmente en hígado, bazo, riñones, pulmones, gónadas y corazón. Hay lesiones tumorales en piel y músculos esqueléticos. Hay decoloración del iris (color grisáceo) y deformación de la pupila en casos de presentación ocular. No es frecuente la lesión en Bolsa de Fabricio. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL 1. Leucosis lindoidea 2. Enfermedad de Newcastle 3. Tuberculosis 4. Histomoniasis 5. Avitaminosis (riboflavina) 6. Ojo gris por causas genéticas. ENFERMEDAD DE NEWCASTLE DECLARACIÓN OBLIGATORIA (Ver manual de procedimientos específicos de la Dirección Nacional de Sanidad Animal.) DEFINICIóN La enfermedad de Newcastle es de origen viral, contagiosa y letal, afecta a las aves domésticas y silvestres causándoles alta morbilidad y mortalidad, las que dependen de la virulencia de la cepa del virus, del grado de inmunidad a la vacunación, de las condiciones ambientales y del estado de las aves de la explotación. ETIOLOGÍA La ENC es causada por un virus de la familia Paramyxoviridae, del género Rubulavirus. Las cepas se clasifican de acuerdo a su grado de patogenicidad y virulencia en: lentogénicas, mesogénicas y velogénicas, es decir, de baja, moderada y alta patogenicidad, respectivamente. Estas últimas constituyen un serio problema sanitario y comercial para la avicultura. El virus no afecta a humanos, sin embargo, las personas, vehículos, equipos o herramientas, son las fuentes primarias que transportan la infección de una granja a otra. PATOGENIA Las fuentes de transmisión del virus entre las aves son las secreciones respiratorias y heces, así como los cuerpos de las aves muertas. El virus se transmite durante el período de incubación (2 a 15 días) por un período limitado durante la convalecencia. La transmisión es horizontal. Sin embargo, se ha demostrado que algunos psitácidos transmiten durante más de un año el virus de la enfermedad de Newcastle de manera intermitente. SIGNOS CLíNICOS La severidad de estos signos está relacionada con el tipo de cepa actuante, especie afectada, dosis, edad, estado inmune, ruta de exposición y condiciones ambientales. En los casos agudos se presenta la mortalidad sin otras manifestaciones clínicas. Se puede observar disnea, tristeza, debilidad, postración y muerte, la cual puede alcanzar 100%. Aquellas aves que no mueren en la fase aguda pueden presentar diarrea verdosa, torticolis, temblores 29 �musculares, parálisis de alas y de patas. Otra forma de presentación es con trastornos respiratorios severos, seguidos por signos neurológicos, caída de la producción de huevos y generalmente ausencia de cuadros gastrointestinales; la morbilidad puede alcanzar 100%, con una mortalidad en aves jóvenes de hasta 90% y en adultos 50%. En brotes de campo causados por algunas cepas, se pueden producir cuadros respiratorios, caída de la producción de huevos y puede durar varias semanas, con una mortalidad generalmente baja, excepto en aves susceptibles muy jóvenes. Los virus lentogénicos, usualmente, no causan enfermedad en las aves adultas; sin embargo, en pollos jóvenes pueden causar cuadros respiratorios con mortalidad cuando están presentes otros patógenos. LESIONES MACROSCóPICAS No existen lesiones patognomónicas asociadas con ninguna de las formas de la enfermedad. La presencia y severidad de las lesiones están relacionadas con los diferentes factores de patogenicidad ya 30 descritos. Cuando el sistema respiratorio está afectado se observan lesiones hemorrágicas y congestión de la tráquea, en algunos casos acompañados de aerosaculitis con exudado catarral. En aves de postura se observan óvulos flácidos y degenerados, hemorragias y palidez de otros órganos reproductores, así como yemas de huevos en la cavidad abdominal. La presencia de lesiones hemorrágicas en el tracto gastrointestinal, es un criterio que se ha empleado para diferenciar las cepas velogénicas viscerotrópicas de las neurotrópicas y estas lesiones son frecuentes en proventrículo, ciego, cloaca, tonsilas cecales, tracto intestinal y necrosis en la pared intestinal. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL 1. Cólera aviar 2. Influenza aviar 3. Laringotraqueítis 4. Viruela aviar (forma diftérica) 5. Psitacosis 6. Micoplasmosis 7. Bronquitis infecciosa 8. También errores de manejo, tales como falta de agua, aire, alimentación �DIFTERO VIRUELA AVIAR DEFINICIÓN La Difiero-Viruela Aviaria (DVA), es una enfermedad viral que afecta a las gallinas, pavos y otras aves ornamentales y silvestres, que se caracteriza por la presencia de lesiones cutáneas en las partes desprovistas de plumas y/o por lesiones en las mucosas del aparato digestivo y respiratorio superior. ETIOLOGÍA La DVA es causada por un virus POX. Las 4 cepas de virus más importantes están estrechamente relacionadas, y en condiciones naturales son especie-específicas. Estas son: Virus gallina, virus pavo, virus paloma y virus canario. Estos virus poseen grado de inmunidad cruzada, propiedad ésta utilizada para el control de la enfermedad por medio de la vacunación. PATOGENIA 1. La descamación epitelial, a partir de las formaciones costrosas, contiene virus el cual persiste en el ambiente, particularmente en las camas por varios meses. A partir de ese material las aves se infectan penetrando el virus a través de abrasiones cutáneas. 2. Ciertos mosquitos (Culex - Aedes) y también otros artrópodos chupadores pueden trasmitir el virus de animales enfermos a susceptibles. La difusión por esta vía dentro del lote de aves es rápida. 3. La penetración de virus da lugar a una corta viremia y la aparición de las lesiones cutáneas o diftéricas, solas o combinadas. El período de incubación es de cuatro a diez días. LESIONES MACROSCóPICAS 1. Lesiones cutáneas en cabeza, cuello o patas, que siguen una secuencia de pasos, a saber: pápulas, nódulos, hemorragia y costra. En general en las aves predominan las lesiones papulosas-costrosas. 2. Presencia en áreas fibrinonecróticas en las mucosas: boca, senos, cavidad nasal, conjuntiva, faringe, laringe, tráquea y esófago. 3. Forma atípica semejante a coriza infecciosa. 4. En los pavos la lesión más común es la cutánea con una marcada proliferación del tejido, formando nódulos, principalmente en la cabeza. 5. En las palomas la presentación más típica es la diftérica con lesiones en boca, faringe y laringe. 6. En los canarios la presentación es muy grave llegando a morir hasta el 100 % de los animales, muchas veces sin lesiones macroscópicas, cuando los animales permanecen vivos por un tiempo, pueden aparecer lesiones cutáneas alrededor de los ojos, pico y patas. SIGNOS CLíNICOS En las aves la presentación es solapada y la enfermedad se hace evidente con la presentación de las lesiones cutáneas ya descriptas. La difusión dentro del lote en general es lenta. El cuadro epizootiológico en general es: a. baja mortalidad, presentación frecuente en verano, poca ganancia de peso, pérdida de vigor, etc. b. disnea, inapetencia, secreción ocular, y nasal. La mortalidad puede llegar hasta el 50%. DIAGNóSTICO DIFERENCIAL 1. Laringotraqueítis infecciosa. 2. Coriza Infecciosa. 3. Avitaminosis A. 31 �DERMATITIS NECROTICA DEFINICIÓN Es una enfermedad que afecta a los pollos y pavos en crecimiento (4 a 16 semanas de vida), con incidencia baja que en los lotes afectados puede llegar al 60%. Se caracteriza por la presencia de áreas gangrenosas en la piel, acompañadas por una severa inflamación de los tejidos subyacentes (celulitis). ETIOLOGÍA Los distintos géneros de bacterias aisladas son: - Clostridium Perfringens tipo A - Clostridium septicum - Estafilococo spp. - Escherichia Coli PATOGENIA 1. Lesión primaria traumática puede ser producida por: heridas, traumatismos, canibalismo, etc. 2. Invasión secundaria de bacterias como: Estafilicocos spp, Escherichia coli, que producen anaerobiosis y entonces hay desarrollo de clostridium. 3. Existen mecanismos predisponentes, entre los que podemos mencionar: mal manejo, deficiencias inmunitarias, Enfermedad Infecciosa Bursal, Aflatoxicosis y otras afecciones como: adenovirus, deficiencias nutricionales, reovirus, (Síndrome de mala absorción) y Artritis viral. SIGNOS CLÍNICOS Necrosis de la piel y tejidos más profundos, en las zonas de muslos, pechuga, alas, patas y región lumbar. A nivel de la piel se observa dermatitis necrótica gangrenosa con pérdida de epitelio y plumas. A nivel muscular se observa miosis serohemorrágica con fragmentación de las fibras musculares y pérdida de las estriaciones. A nivel de los órganos podemos observar: hepatomegalia con focos de necrosis, allí se puede aislar el agente, riñones y corazón infartados con hemorragias petequiales. DIAGNóSTICO DIFERENCIAL Las lesiones son muy características, aunque se debe diferenciar de la díatesis exudativa por carencia de vitamina E. 32 �LEUCOSIS LINFOIDEA DEFINICIÓN La leucosis linfoidea es causada por un leucovirus. Es una enfermedad neoplástica que afecta a aves semimaduras y maduras, caracterizada por una difusión lenta dentro del lote, la mortalidad es baja pero persistente, con neoplasia de la bolsa de Fabricio, con metástasis a otros órganos internos, especialmente el hígado, bazo y riñones. SIGNOS CLíNICOS - Las aves afectadas no presentan síntomas de la enfermedad. Las aves enfermas en su última etapa presentan emaciación y palidez de crestas y barbillones. ETIOLOGÍA - Puede observarse 1. Leucosis Linfoidea y otras enfermedades una hipertrofia del neoplásticas tumorales correspondientes al abdomen con ascitis grupo Leucosis/sarcoma son causadas por demostrable a la un grupo estrechamente relacionado de RNA leucovirus. El grupo se subdivide en 5 grupos, palpación o examen clínico. denominados A, B, C, D y E. 2. Los virus del grupo L/S estimulan un grupo - La osteopetrosis ocasionalmente específico de anticuerpos en las gallinas acompaña a L.L y infectadas. Estos anticuerpos permiten la identificación serológica de las aves infectadas, se manifiesta por una hipertrofia de pero estas pruebas son engorrosas y de poca los huesos largos, aplicación en gran escala. especialmente de las PATOGENIA cañas. La hipertrofia 1. La más importante vía de difusión de la es bilateral y enfermedad es por transmisión vertical. Las simétrica. ponedoras infectadas transmiten la infección a través del huevo a algunos o toda su progenie. DIAGNóSTICO DIFERENCIAL Estas aves infectadas pueden diseminar el 1. Enfermedad de virus intermitentemente o continuamente Marek durante toda su vida. 2. Tuberculosis 2. El virus está presente en la saliva y las 3. Coligranuloma de heces de las aves infectadas y se difunde Hijarre lateralmente a las aves susceptibles. 3. Algunas aves son virémicas es probable que 4. Reticuloendeteliosis los artrópodos que se alimentan de estas aves virémicas puedan difundir la enfermedad. Hay poca información al respecto para comprobar esta posibilidad. LESIONES MACROSCóPICAS 1. Las lesiones se presentan frecuentemente en aves de 4 meses de edad y mayores, cuando éstas se aproximan a la madurez sexual. 2. Las lesiones que se observan en los órganos internos son focales o difusas, neoplasias de color blanco o grisáceo en la bolsa de Fabricio, hígado, bazo o riñones. Otros órganos pueden ser afectados pero menos frecuentemente. El hígado se encuentra con hipertrófia y nodular. Las lesiones de hígado, bazo y riñones recuerdan mucho a las producidas por Enfermedad de Marek. 33 �COCCIODIOSIS DE LAS AVES DEFINICIÓN Es una enfermedad de las aves y de muchas especies animales producidas por protozoarios que, salvo excepciones, afecta primordialmente al tracto intestinal produciendo enteritis y diarrea. de Eimeria que este actuando. SIGNOS CLíNICOS La sintomatología depende de la especie de coccidio OCURRENCIA que esté actuando. Es una enfermedad común en los pollos, El signo clínico que menos frecuente en los pavos, patos, gansos, casi siempre está faisanes y muchas otras aves. Si bien las presente es la diarrea aves jóvenes son las más atacadas, puede en intensidad y tipo ocurrir en aves adultas susceptibles. El calor, de exudado, las hay la humedad y el hacinamiento favorecen la desde muy leves a aparición de brotes agudos. muy sanguinolentas. Los otros signos ETIOLOGÍA que acompañan son El agente etiológico es un protozoario de género la deshidratación, Eimeria, habiéndose descrito en las gallinas anemia, apatía, 9 especies distintas que se diferencian por la somnolencia y retardo forma, tamaño, tiempo de esporulación, período en el desarrollo, de prepotencia, localización preferencial en los aves de postura hay diversos sectores del intestino, patogénia, etc. disminución en la En la gallina se describen las siguientes: producción de huevos. La mortalidad varían Nombre de la Localización considerablemente de Eimeria una especie a otra. Intestino medio Eimeria mitis LESIONES Duodeno Eimeria hagani MACROSCóPICAS Varían como los Duodeno Eimeria praecox signos y van desde Duodeno Eimeria mivati exudado mucoso, moco sanguinolento a Duodeno Eimeria acervulina verdaderas hemorragia Intestino medio Eimeria maxima intestinales (necatrix y tenella), con la Recto y ciego Eimeria brunetti presencia de gran Intestino medio Eimeria necatrix cantidad de sangre y coágulos. La Ciego Eimeria tenella localización de las lesiones también PATOGENIA depende de la especie Los coccidios tienen ciclo directo, los ooquistes actuante. eliminados con las heces por el ave infectada, esporulan en el medio ambiente en condiciones DIAGNÓSTICO de temperatura y humedad adecuadas. Al DIFERENCIAL ser ingeridos por animales susceptibles se 1. Enteritis ulcerativa liberan los esporozoitos, los que parasitan las 2. Enteritis necrótica células epiteliales del intestino, multiplicándose 3. Histomoniasis primero en forma asexual y luego sexualmente, 4. Enfermedad de provocando la destrucción de las células. La Gumboro gravedad del cuadro depende de la especie 5. Pullorosis 34 �ENCEFALOMIELITIS AVIARIA DEFINICIÓN Encefalomielielitis Aviaria (EMA) o tremor epidémico es una infección de las gallinas, pavos, faisanes y codornices, caracteriza en aves jóvenes por una ataxia progresiva y parálisis, frecuentemente se observa temblores de cabeza y cuello. Los animales adultos infectados no muestran sintomatología. se observa el tremor. Los pollos que caen postrados son pisados por otros y mueren. 1. Durante la fase aguda de la infección en reproductores y durante un período de aproximadamente un mes, algunas ponedoras diseminan el virus a través del huevo. La mayoría de los pollos que nacen de estos huevos infectados muestran síntomas de la enfermedad en el momento de nacer o a los pocos días. Los pollos infectados eliminan virus a través de las heces, las que pueden difundir en forma horizontal el virus a pollos sanos de la misma camada. 2. La transmisión de la enfermedad en adultos susceptibles es desconocida y puede variar. Cuando los lotes derivan de fuentes múltiples casi todas las aves tienen anticuerpos, mientras que los derivados de una misma fuente, frecuentemente están libres de anticuerpos, esto demuestra que la transmisión horizontal es importante en lotes grandes y de fuentes diversas. LESIONES MACROSCóPICAS La mayoría de las aves no se observan lesiones macroscópicas. Algunas áreas focales grises en la musculatura del proventrículo se han descrito, pero normalmente son muy difíciles de ver. La morbilidad es variable, puede llegar al 60%. Los pollos con síntomas raramente se recuperan en forma ETIOLOGÍA completa. Los que La EMA es causada por un picornavirus. No existen diferencias serológicas entre los distintos sobreviven se atrasan en el crecimiento y virus aislados, a pesar de que pueden variar en no hay una normal su tropismo tisular. Todos son enterotrópicos, producción de huevos. pero ciertas cepas son más neurotrópicas que Puede haber secuelas otras y varían en su patogenicidad. de visión disminuida o El virus de EMA desarrolla en saco vitelino cataratas. de huevos embrionados y en una variedad de Las aves adultas cultivos celulares. raramente presentan Está presente en las heces de las aves infectas síntomas, puede y sobrevive en ellas por lo menos durante 4 haber un leve semanas. descenso en el registro de postura. PATOGENIA DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL 1. Enfermedad de Newcastle 2. Encefalomielitis esquina SIGNOS CLíNICOS 3. Disturbios En pollitos, la sintomatología se presenta nutricionales en el nacimiento o puede aparecer hasta la séptima semana de vida. Sin embargo, éstos se (raquitismo, presentan con más frecuencia entre la primera Encefalomalacia, y tercera semana de vida. Hay ataxia progresiva, Deficiencia de Riboflavina) indiferencia, parálisis, postración, tremor de cabeza y cuello. Cuando se excitan los animales 35 �HISTOMONIASIS DEFINICIÓN Histomoniasis es una enfermedad causada por un protozoario que afecta a los pollos, pavos, gallina de Guinea, gansos, codornices y posiblemente otras especies y se caracteriza por la presencia de lesiones en el ciego y el hígado. ETIOLOGÍA El agente etiológico es un protozoario denominado Histomona meleagridis, asistido en su carácter patógenos por bacterias secundarias. En trabajos experimentales con ausencia de bacterias, la histomona aparece como no patógena. La histomona meleagridis es flagelado en el lumen del ciego, pero adquiere forma ameboidea en los tejidos. La Histomona meleagridis se destruye rápidamente por los desinfectantes y por factores ambientales, a menos que se encuentre protegida dentro de lombrices en huevo de Heterakis gallinarum. PATOGENIA La transmisión de la Histomonas meleagridis, aves susceptibles, se realiza por tres vías: 1. Puede ser ingerida de heces frescas. Esta ruta probablemente sea la menos importante. 2. Puede ser ingerida dentro de los huevos de Heterakis gallinarum, que es un parásito común de pavos y gallinas. Entro de los huevos, las Histomonas pueden sobrevivir durante meses o años. La histomona es liberada en el intestino cuando se ingiere el huevo. Luego esta invade las paredes del ciego e inicia la enfermedad. 3. La histomona puede ser ingerida con la larva de heterakis gallinarum, que se encuentra en los tejidos de la lombriz de tierra. De la ingestión de la lombriz resulta entonces una infección. SIGNOS CLíNICOS 1. Los signos clínicos se observan entre los 7 a 11 días postinfección. Inicialmente hay indiferencia, anorexia moderada, alas caídas y diarrea amarrillenta. La cabeza puede estar cianótica (cabeza negra) a pesar de que no es muy frecuente. En las gallinas con cabeza negra puede observarse algo de sangre en las heces. 2. Posteriormente aumenta la depresión y permanecen con las alas caídas, los ojos cerrados y la cabeza caída. Es común la emaciación en casos crónicos y aves adultas. 3. En las aves jóvenes la morbilidad y mortalidad son altas, hasta 100 % (en pavos). Aves adultas tienden a ser mas resistentes. 36 LESIONES MACROSCóPICAS Hipertrofia bilateral del ciego con engrosamiento de las paredes del mismo. La mucosa usualmente está ulcerada. El ciego tiene contenido caseoso o de color amarillento gris o verde y puede estar laminado. En casos crónicos estas masas pueden ser expulsadas. El hígado contiene depresiones redondas irregulares que varían en color. Son de color amarrillo a gris pudiendo adquirir una coloración verde o roja. Varían en tamaño pero generalmente son de 1 a 2 cm. de diámetro y pueden unirse para formar lesiones más grandes. Las lesiones son bien observadas cuando se realiza la necropsia a un número representativo de aves. Pueden no ser enteramente típicas cuando están medicadas. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL 1. Tuberculois 2. Leucosis Linfoidea 3. Reticuloendoteliosis 4. Tifosis 5. Pullorosis �ASPERGILOSIS DEFINICIóN Es une enfermedad producida por un hongo, que afecta particularmente el aparato respiratorio incluyendo los sacos aéreos de los pollitos, pavos, aves silvestres y ornamentales. SIGNOS CLíNICOS Resultan de la localización del proceso inflamatorio. Se puede observar, disnea (polipnea) y ETIOLOGÍA boqueo, en general El agente causal es el Aspergillus fumigatus, no se escuchan aunque otros géneros y especies de hongos rales. Otros signos también pueden causar brotes similares. incluyen anorexia, somnolencia, PATOGENIA emancipación y Al igual que otros hongos, el Aspergillus diarrea. Si hay fumigatus esta regularmente presente en la cama y en el alimento. En condiciones ideales lesiones en SNC, de temperatura y humedad, crece rápidamente se observa: ataxia, opistótonos, parálisis y forma colonias esporuladas las que tienen y posturas anormales. color azul-verdoso. La puerta de entrada es aerógena y la infección resulta de la inhalación de gran número de esporos a partir de utensilios o cámaras contaminadas. La infección conjuntival ocurre por exposición directa a los esporos presentes en el aire. En general pavitos y pollitos menores de 6 semanas de vida son más susceptibles que los animales adultos. La fuente más importante de infección son las mecedoras las cuales por una deficiente desinfección, son el ambiente ideal para la manipulación del hongo (alta humedad y temperatura). DIGNóSTICO DIFERENCIAL Se debe diferenciar de: Pullorosis, Bronquitis infecciosa, Enfermedad respiratoria crónica, Encefalomielitis aviar, Enfermedad de Newcastle. El Aspergillus Fumigatus en ciertas circunstancias puede penetrar a través de la cáscara y afectar el embrión, que, cuando nace, presenta las lesiones típicas. LESIONES MACROSCóPICAS 1. Focos de aspecto nodular de color amarillo a gris-blanquecino, de un tamaño de 1 a 3-4 mm. localizados en la pared costal del pulmón. En la tráquea y en los sacos aéreos, las áreas lesionadas adoptan aspectos de placas. En el sistema nervioso central, también se pueden observar focos necróticos de color amarillo y gris. Con menor frecuencia se pueden encontrar lesiones en hígado y cavidad abdominal. 2. El crecimiento del hongo con esporulación, en los sacos aéreos, toma un aspecto velloso de color verdoso. 37 ��05. LISTADO DE ENFERMEDADES DE LAGOMORFOS DE DECLARACIÓN OBLIGATORIA Mixomatosis ENFERMEDAD HEMORRAGICA VIRAL (VHD) 39 �06. TÉCNICA DE NECROPSIA DE LOS LAGOMORFOS (CONEJOS Y LIEBRES) DATOS ANAMNESICOS O ANTECEDENTES CLíNICOS Estos datos son muy importantes, ya que sumados a la experiencia del necropsista orientan al mismo a llegar al diagnóstico de la enfermedad presente en el animal o lote de animales. Todos los datos anamnésicos se deben volcar a una ficha u hoja de protocolo, la cual deberá estar perfectamente identificada con un número, el mismo, servirá para el futuro poder identificar cualquier estudio complementario que se realice. También se deberá consignar fecha de ingreso de la muestra, nombre y apellido del propietario, nombre del establecimiento, dirección, localidad y número telefónico. Estos datos son imprescindibles en caso de diagnosticarse una enfermedad exótica o de denuncia obligatoria ante las autoridades sanitarias. EXAMEN EXTERNO Antes de comenzar a realizar la necropsia se deberá inspeccionar y palpar a los conejos (estén ellos vivos o muertos) a fin de determinar la presencia de anormalidades y el estado general, principalmente si se trata de animales de pelo. Se deberá comenzar la inspección observando el estado y la coloración de la piel, condición general del pelaje, suciedad, etc. A continuación se examinarán los ojos, nariz, y la boca incluyendo dientes, mucosa bucal y lengua, posteriormente las orejas, para, por último, palpar el cráneo en búsqueda de anormalidades. Los linfonódulos superficiales se palparán a fin de detectar agrandamiento de los mismos, 40 �de la misma manera se inspeccionarán los órganos genitales externos. SACRIFICIO Al elegir el método de eutanasia se deberán considerar varios factores entre los cuales debemos mencionar el de no producir dolor ni miedo al conejo y causar la muerte lo mas rápidamente posible. El método elegido no debe inferir en la recolección de las muestras. La inhalación de dióxido de carbono en una concentración del 40 % produce una rápida anestesia sin dolor. El halotano induce rápidamente la anestesia, causando ambos una aceptable y estética eutanasia. La aplicación de un golpe en los huesos centrales del cráneo también se podrá utiliza para producir una rápida inconsciencia y depresión del sistema nervioso central. La administración de pentobarbital en una concentración letal por vía endovenosa causa una rápida pérdida de la conciencia y muerte por depresión del centro respiratorio del cerebro. El éter puede ser utilizado para sacrificar los animales obligándolos a inhalar sus vapores. Una de las contraindicaciones del mismo, es que produce una irritación de las membranas mucosas causando una considerable excitación antes de la pérdida de la conciencia, asimismo es peligroso pues es altamente inflamable. Muchos otros anestésicos pueden ser utilizados a concentraciones letales, los mismos causan depresión del sistema nervioso central con la consecuente falla respiratoria y paro cardíaco. Las drogas de efecto semejante al curare fueron consideradas para la eutanasia, sin embargo las mismas producen solo parálisis de los músculos esqueléticos lo que conlleva a la anorexia y muerte. Es importante remarcar que el conejo durante la etapa inicial de la anorexia está absolutamente consciente, por tal razón este tipo de drogas nunca se deberá utilizar como eutanasia. NECROPSIA Antes de comenzar la necropsia, el conejo deberá ser introducido en un recipiente que contenga agua con el agregado de una solución antiséptica (ej. Amonio cuaternario) con el objeto de mojar el pelo evitando que éste se disemine por la sala de necropsia. Luego se colocará el cadáver en decúbito dorsal, y se realizará una incisión en la piel, por la línea media, comenzando en la periné, lo más cercano al ano y llegando hasta la mandíbula. Una vez realizado el corte se separará la piel hacia ambos lados, dejando al descubierto el tejido subcutáneo. Se desarticulan los miembros posteriores abriendo la articulación coxal y se seccionarán los músculos pectorales. De esta manera el conejo quedará en posición decúbito dorsal. Este es el momento en el cual se observarán el tejido subcutáneo y los músculos superficiales. Para abrir la cavidad abdominal se deberá hacer una incisión en los músculos abdominales, comenzando en el mismo lugar en donde se incidió la piel, cortando hacia la derecha del operador hasta llegar a la última costilla. Se deberá tener la precaución de no perforar el intestino. A partir de allí se cortará paralelamente al diafragma hasta llegar al lado opuesto, volcando los músculos hacia ese lado. De esta manera, nos quedarán expuestos los órganos abdominales. Antes de proseguir con la necropsia se realizará una inspección de la posición de los órganos, presencia de líquido exudados, etc. Para la extracción de los órganos abdominales se deberá cortar el esófago en su unión con el 41 �estómago y la cava caudal por delante del hígado, de esta forma se pueden extraer el estómago, el intestino, el páncreas, el bazo y el hígado, realizando el último corte en la porción final del recto. Se separarán todos los órganos abdominales. El bazo es relativamente aplanado, alargado con forma de lengüeta, adherido al lado izquierdo del estómago en el saco ciego y por su curvatura mayor. Se separará también el hígado, éste está formado por cuatro lóbulos, dos derechos y dos izquierdos, los que a su vez se dividen en lateral y medial. La vesícula biliar esta ubicada en una profunda depresión en la superficie visceral del lóbulo medial derecho en un área denominada lóbulo cuadrado. Antes de separar las distintas porciones del intestino se deberá observar el páncreas. Este se encuentra ubicado en el meso duodeno, unido a la porción craneal, descendente y ascendente del duodeno, acompañado de abundante tejido graso. Una vez realizado esto, se procederá a separar las distintas porciones del intestino comenzando por el duodeno, yeyuno e íleo, los que debridarán 42 de los mesos correspondientes. Se continuará con el ciego que tiene forma de espiral y en su porción saculada contiene constricciones internas formadas por repliegue de la mucosa, formando la válvula espiral y terminando en el apéndice vermiforme, por último se debrindará el colon hasta el recto. El intestino deberá ser abierto en su totalidad a fin de observar su contenido, estado de las mucosas, la presencia o no de lesiones y/o parásitos. También se abrirá el estómago, vaciando su contenido y observando el estado de la mucosa. A continuación se deberá observar el aparato urogenital, recordando que los riñones tienen superficie lisa y que el derecho está situado más hacia craneal que el izquierdo. Los uréteres se pueden seguir fácilmente desde el riñón hasta la vejiga, la uretra en los machos se extiende desde la vejiga hasta el vértice del pene, mientras que en las hembras es más corta y se abre dentro del vestíbulo. Una vez realizada la inspección se extraerán los riñones, cortándolos por su borde lateral, se observarán su aspecto, color, forma, etc. Se deberá retirar �la cápsula para su correcta observación de la superficie. Las adrenales situadas craneomedialmente de los riñones son aplanadas y de coloración amarillo-parduzco. Deberán ser inspeccionadas “In Situ” antes de retirar los riñones. En los machos se observarán los testículos y glándulas accesorias (vesículas seminales y próstata) en busca de anormalidades. En las hembras los ovarios tienen forma de elipse alargada, los cuernos uterinos (derecho e izquierdo) están separados en toda su longitud, desembocando cada uno de ellos por un cerviz en la vagina. Al igual que los otros órganos, una vez observados deberán ser abiertos en búsqueda de lesiones. Para observar los órganos torácicos, se deberá proceder a la apertura de la cavidad. Ello se realizará cortando las uniones condrocostales de ambos lados, de esta manera se retirará el esternón, se extraerá el corazón, se cortará el pericardio, y se observará la presencia de adherencias, hemorragias, etc. Para extraer la tráquea y los pulmones se deberán realizar dos incisiones paralelas a las ramas de las mandíbulas, se desprenderá la lengua y se extraerá junto con la tráquea y el esófago; una vez en la cavidad toracica se cortará el pliegue pulmonar para permitir la extracción del mismo. Se abrirá la tráquea en toda su longitud, penetrando por los bronquios y llegando hasta el parénquima pulmonar. También se deberá abrir el esófago en búsqueda de alguna lesión. Se observarán la mucosa bucal, paladar y dientes. Para observar las conchas nasales se realizará un corte horizontal. Para extraer el cerebro se deberá retirar la piel de la cabeza, se realizará un corte transversal por detrás de las órbitas y dos cortes laterales que se unen en el agujero occidental. Luego se extraerá la tapa craneana y se separarán el cerebro y el cerebelo. Se deberán observar las articulaciones mediante su apertura. También se cortará longitudinalmente un hueso largo (fémur o tibia) a fin de observar el estado de la médula ósea. 43 �07. ENFERMEDADES DE LOS LAGOMORFOS (CONEJOS Y LIEBRES) MIXOMATOSIS cabeza, también se encuentran en la región ano genital, dorsal. DECLARACIÓN OBLIGATORIA (Ver manual de procedimientos específicos de la Los ganglios linfáticos correspondientes a Dirección Nacional de Sanidad Animal.) las zonas afectadas, DEFINICIÓN ganglios cefálicos y Es la enfermedad vírica de mayor importancia axilares se encuentran económica de todas las que afectan a los conejos aumentados de domésticos y silvestres, comprometiendo tamaño, lo mismo que fundamentalmente piel y subcutáneo. el bazo. ETIOLOGÍA DIAGNÓSTICO El agente causante epizoótica es un pox virus, de El diagnóstico se aproximadamente 250 m, especie específico. efectúa por los signos y síntomas antes PATOGENIA descriptos de los La difusión dentro de la población de conejos se realiza tanto contacto directo entre animales cuales se destacan: como por la acción vehiculizadora de insectos • edemas y nódulos picadores y chupadores (mosquitos, pulgas, etc) o mixomas en cara y genitales, SIGNOS CLíNICOS posteriormente en el La primera manifestación clínica de un resto del cuerpo. período de incubación de 3 a 5 días es una • tumefacción de blefaroconjuntitivitis uni y luego bilateral. El exudado se hace purulento y el animal permanece labios, el hocico y la base de las orejas, las con los ojos cerrados. Aparecen inflamaciones edematosas y tumoraciones en los labios, hocico, cuales se caen por el peso del edema, por base de las orejas, deformando la cabeza, en esta etapa, por su aspecto se lo denomina cabeza lo que la cara toma un aspecto macizo y de león. Simultáneamente se inflama la vagina, deforme “cabeza de escroto, ano y se inicia una rinitis superada que león”. produce trastornos respiratorios. Las lesiones tienden a generalizarse en la superficie corporal y el animal muere con signos de debilidad y enflaquecimiento a los 8 a 10 días de contagio. LESIONES MACROSCóPICAS Las lesiones macroscópicas que se suscriben a piel y subcutáneo, son de tipo mixomatosas, de aspecto gelatinoso, difuso o nodular. La primera lesión es un blefaroconjuntivitis que pronto se transforma en un área mixomatosa en toda la 44 DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL En los casos típicos no se puede confundir con otra enfermedad, sin embargo, en casos no muy típicos se debe diferenciar de Pasteurelosis y Estafilocococcia. �TULAREMIA DEFINICIÓN La tularemia es una zoonosis propia de lagomorfos y pequeños roedores. La enfermedad puede afectar además a las personas, animales domésticos (herbívoros y pequeños carnívoros) y otros mamíferos, aves, reptiles y anfibios. Llamada la enfermedad de los cazadores, se distribuye principalmente en el hemisferio norte. ETIOLOGÍA El agente etiológico es la Francisella tularensis, cocobacilo, gram-negativo, resistente al frío y soluciones alcalinas. La Francisella es capaz de resistir en agua más de tres meses a temperaturas de 13-15 ºC y de persistir en cadáveres de animales hasta cuatro meses, dependiendo de la temperatura ambiente. Sin embargo, muestra una baja resistencia a los desinfectantes comunes. PATOGENIA Los principales animales afectados son liebres y pequeños roedores. La transmisión en animales se realiza mediante contacto directo, contacto con orina, heces, secreciones y a través de vectores artrópodos (pulgas y garrapatas). En liebres y roedores la letalidad es alta, dejando inmunidad por varios años. En animales domésticos, a menudo la infección tiene un carácter subclínico. La enfermedad se transmite al hombre por contacto directo con el animal enfermo o muerto, ingestión de agua contaminada, inhalación, ingestión de carne cruda o poco cocida de animal enfermo o por picadura de artrópodos. SIGNOS CLÍNICOS Los signos clínicos son depresión grave, le sigue una septicemia mortal. El curso de la enfermedad es aproximadamente de 2–10 días y es habitual que estos animales mueran. Normalmente, la mayoría de las especies domésticas no manifiestan signos. Entre los animales domésticos, parece que los gatos pueden actuar como transmisores de la bacteria. LESIONES MACROSCÓPICAS Los animales que mueren por la tularemia aguda habitualmente se encuentran en buena condición física. Se presentan signos de septicemia caracterizada por focos blanquecinos de necrosis distribuidos al azar en el hígado, médula ósea y bazo. Además, el bazo suele estar agrandado. Los focos necróticos varían en tamaño y en algunos casos, puede que apenas se vean a simple vista. Normalmente los pulmones están congestivos y edematosos y pueden aparecer áreas de consolidación y neumonía fibrinosa y pleuritis. La fibrina puede estar presente en la cavidad abdominal. Con frecuencia existen focos de necrosis caseosa en uno o en más de un ganglio linfático. Los ganglios linfáticos, que a menudo están afectados, son los de las cavidades abdominal y pleural y los que drenan las extremidades. Observación de adelgazamiento extremo y presencia de nódulos grisáceo amarillentos, en las piezas de caza. DIAGNÓSTICO Los signos clínicos anteriores, unidos a infestación por garrapatas, afectando a diversos animales, supondrán el primer indicio de tularemia. Asilamiento del microorganismo a partir de lesiones hepáticas, ganglionares o pulmonares. Para el diagnóstico por laboratorio, debe enviar sangre y/o material patológico, solicitando investigación de Tularemia, bien por aislamiento de la F. tularensis a partir de muestras patológicas, bien por serología a partir de la sangre. Se debe manipular con extrema precaución, pues es altamente contagiosa para el hombre. DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL Debe efectuarse con la parálisis flácida por garrapatas. 45 �ENFERMEDAD HEMORRÁGICA VIRAL (VHD) DECLARACIÓN OBLIGATORIA • Traquea: signos (Ver manual de procedimientos específicos de la de inflamación y Dirección Nacional de Sanidad Animal.) hemorrágica con petequias hemorragias DEFINICIÓN focales y congestión La enfermedad Vírica Hemorrágica (EVH), vascular edema y Enfermedad hemorrágica viral (EHV) septicemia trasudado espumoso vírica hemorrágica (SVH) hepatitis necrótica del hemorrágico. conejo, es una afección de origen vírico-infeccioso • Pulmón: Hemorragia que afecta a los conejos silvestres y domésticos. total o parcial Neumonía, edema ETIOLOGÍA generalizado. La mayoría de los autores lo han clasificado • Hígado: aumento del como un virus del grupo de los Calicivirus tamaño, congestivo, dentro de la familia Caliciviridae. hepatomegalia, PATOGENIA friabilidad, color La principal vía de contaminación es la oral, gris amarillento, conjuntiva ocular y respiratoria y también hemorragias a través de heridas en la piel. Se distribuye superficiales y rápidamente afectando a muchos individuos en degeneración grasa y poco tiempo, normalmente en conejos de 45 focos necróticos. días en adelante. • Riñón: Hiperplasia hemorrágica con Se produce una disminución de las plaquetas, hemorragias. aumentando el tiempo de pro trombina, • Bazo: congestivo y alterando la cascada de la coagulación, aumentado de tamaño. lo que produce hemorragias multifocales, • Intestino: con coagulación intravascular diseminada inflamación de las y muerte. La muerte súbita se produce por placas linfoides y fallo múltiple orgánico, congestión y edema hemorragias en pulmonar, necrosis adrenocortical, alteraciones mucosa. circulatorias, renales y necrosis hepática. • Corazón: a veces hemorrágico. SIGNOS CLÍNICOS Cuando la enfermedad aparece en un DIAGNÓSTICO criadero, su evolución es muy grave. La Es por los signos muerte sobreviene en uno a tres días después clínicos anteriores y del contagio. La signología es: decaimiento, lesiones. fiebre, angustia respiratoria, opistótonos, chillidos, exudado sanguinolento en nariz DIAGNÓSTICO (patognomónico), espuma en boca y nariz, DIFERENCIAL posiciones posturales características (patas • Septicemia delanteras estiradas). hemorrágica por Pasteurella multocida. Pueden existir convulsiones con fuertes • Altas temperaturas chillidos y después de muertos, las ambientales. extremidades y la cabeza se encuentran • Infecciones totalmente estiradas. mixtas con virus de Mixomatosis. LESIONES MACROSCÓPICAS Las lesiones pueden aparecer en varios órganos • Toxemia de la preñez. • Intoxicaciones pudiendo ser: warfarina. • Cerebro: congestivo. 46 �08. BIBLIOGRAFÍA The biology of the laboratory rabbit. Editors. S.H Weisbroth, R.E Flatt, A.L Kraus. Academic Press, Inc. san Diego California. 1974 Report of the AVMA Panel on Euthanasia. Javma, Vol. 202, January 15 Mikel Ruiz Veramendi GEFOR Tularemia. Francisella tularensis. Zoonosis y enfermedades transmisibles comunes al hombre y a los animales. Acha PN OPS. 1986. Arenas R. Tularemia. Estudio de un caso ulceroganglionar. Rev Semin Cátedra Patol Med A Barc. 1981. 14, 397-400. Chin J (ed.). Control of communicable diseases. Manual. 17ª Edición. American Public Health Association 2001. Center for Disease Control and Prevention (CDC). Case definitions for infectious conditions under public health surveillance. MMWR, 1997; 46 Daita Juan Carlos Presidente de la Cámara Argentina de Cunicultura. Enfermedad Hemorrágica Viral (VHD) Dr. Miguel Angel Pertuccelli, Med. Vet. Miguel V. Piscopo, Med. Vet. Miguel A. Herrero Loyola, Cátedra de Patología de Aves y Pilíferos. UNLP. Castellanos Echeverría, A. F., 1998, Manuales para la educación agropecuaria. Producción animal, editorial trillas. FAO: 2000, Manual on meta inspection for developing countries. FAO Animal Production and Health Paper 119. Chapman, J. A.: 1990. Rabbits, Hares and Pikas. Status Survey and Conservation Plan. IUCN. 47 �Barragán J. I. Med. Vet. La enfermedad del músculo verde en pollos: un proceso cada vez más frecuente. Parrado E. Programa de Conejos, MIXOMATOSIS: Enfermedad de Declaración Obligatoria. SENASA Fernández Alfonso, La Tularemia el mal de la liebres, ¡Afecta en Navarra? Malalties Infeccioses II (curso 2005/06) Enfermedad Hemorrágica Del Conejo SAMUS S. A. Médico Veterinário Bacteriólogo Clínico e Industrial Mixomatosis Bilgili S.F. y Joseph Hess ROSS TECH 08/48 Enfermedad del Músculo Verde Pautas para disminuir su incidencia en los lotes de broilers Marzo 2008 Organización Mundial de Sanidad Animal OIE, Sitio oficial de la página www.oie.int/ Manuales de procedimientos especificos desarrollados por la DNSA de SENASA. 48 �09. ANEXOS PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN PLANTAS DE FAENA DE AVES Y LAGOMORFOS ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACIÓN DE LA PRESENCIA DE UNA ENFERMEDAD EXÓTICA DE DECLARACIÓN OBLIGATORIA El caso de que el veterinario oficial asignado a un establecimiento de faena reciba por parte de su par de campo la confirmación de que un determinado lote o lotes ha sido enviado a faena a esa planta con su autorización, y proviene de una zona donde ha sido detectado un foco de una enfermedad exótica de denuncia obligatoria (Influenza, Newcastle, Laringotraqueitis, EVH lagomorfos, Mixomatosis) o dicha zona se encuentra bajo vigilancia por sospecha de ocurrencia de la misma, se deberá proceder de la siguiente manera: 1- Identificación del o los lotes indicados. 2- Autorizar la faena del o los lotes al final del día. 3- Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de la línea de faena al concluir la misma. 4- Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de los camiones que fueron utilizados para el transporte de esos lotes antes de que los mismos se retiren de la planta. 5- Identificar la partida faenada a fin de que la misma se destine a subproductos cocidos, harinas u otros, cuyo proceso de elaboración incluya la aplicación de temperatura suficiente de manera que garantice la destrucción de los agentes causales de la enfermedad. 49 �En el caso de que el veterinario no hubiera recibido comunicación pero observase en la inspección pre - mortem sintomatología compatible con una enfermedad exótica, se tendrá que proceder de la siguiente manera: 1- Extraer muestras de los animales sospechosos como lo indica el manual de procedimiento de campo, (según la enfermedad de la cual se sospecha) enviar las mismas al laboratorio de SENASA con carácter de urgente, a fin de que se confirme o no la sospecha. 2- Avisar al veterinario de SENASA de la oficina local que le corresponda a la zona de origen de los animales sospechados. 3- En lo referente a la faena del lote en cuestión, proceder como se indica en los puntos 1 al 4 del párrafo anterior. 4- Identificar las carcazas una vez faenadas, apartadas del resto en la cámara, a la espera de los resultados de laboratorio. 5- De confirmarse el diagnóstico con las pruebas de laboratorio, deberá cumplirse con el punto 5 del párrafo anterior. 6- Si los resultados de los análisis de laboratorio dieran negativos, se deberá liberar la mercadería para su posterior comercialización. 50 �51 �GUÍA DE ENFERMEDADES PARA EL LLENADO DE PLANILLAS Ante y Post Mortem AVES NOMBRE DE LA ENFERMEDAD ANTE MORTEM POST MORTEM VIRUELA AVIAR (DIFTEROVIRUELA AVIAR) Se produce una erupción variólica en regiones corporales desprovistas de plumas. Los nódulos aparecen en cresta y párpados, región nasal y ángulos del pico, barbillas y orejillas, en membranas interdigitales y a veces en cara interna de alas, cuello abdomen, dorso e intermediaciones de la cloaca. Se forman pseudomembranas o depósitos difteroides en la mucosa de la cavidad bucal, faringe, lengua y laringe. Las máculas de la mucosa aumentan de tamaño y de espesor en pocos días y se forman depósitos caseosos. Cuando se desprenden de la mucosa se forman hemorragias. Con esto, se ocasionan graves dificultades respiratorias y pueden provocar la muerte por sofocación. Al principio de tipo exantemático, a los pocos días se transforman en nódulos nacarados y brillantes, del tamaño de granos de arroz, color pardo oscuro. Éstos se desprenden solos al cabo de algunas semanas. Cuando se combinan la forma mucosa y la mixta, baja el consumo del pienso, descenso acusado del rendimiento, baja fecundidad, postración, adelgazamiento y alta mortalidad. LARINGO TRAQUEÍTIS Se muestran disturbios respiratorios graves y crecientes, con abundante secreción INFECCIOSA ocular y de flujo nasal. Las aves enfermas expulsan una secreción mucosa y hemorrágica procedente de la tráquea. El consumo del pienso disminuye. En la mucosa aparecen depósitos amarillogrises que pueden llegar al segundo o tercer anillo cartilaginoso de la tráquea. Estos depósitos llenan ampliamente la luz laríngea y traqueal originando disnea en primer lugar, y muerte por asfixia. Coloración cianótica de la cresta de las aves BRONQUITIS INFECCIOSA Dificultad respiratoria. Se presentan una disnea acrecentada. Aspiran aire por el pico abierto y el cuello extendido. Plumas erizadas, abatimiento, ruidos respiratorios sibilantes, estertores y flujo nasal claro, ojos llorosos, baja de consumo del pienso, caída abrupta de postura. Hemorragias puntiformes en mucosa traqueal, mucosidad en conductos nasales y senos; tapones caseosos en tráquea y bronquios, sacos aéreos opacos y con material caseoso. Desórdenes respiratorios, estornudos, INFLUENZA AVIAR ALTA PATOGENICIDAD ronquidos, descarga óculo-nasal, caída de Hemorragias en tarsos, patas y cabeza, hemorragias múltiples puntiformes en órganos viscerales ENFERMEDAD DE MAREK Hinchazón de nervios periféricos en patas y alas. Aparecen tumores en ovarios, proventrículo, hígado y focos blancogrisáseos en corazón y bazo (también hipertrófico), hígado agrandado, buche dilatado y colgante. Rara vez se presentan tumores en la bolsa de Fabricio. la producción, ocasionalmente tortícolis, paresia y parálisis. Hinchazón exudativa en la cabeza, letargo. Necrosis de la cresta y barbas. 52 Plumaje erizado, cabeza encogida y letargo. Parálisis, cojeras, marcha insegura, dedos retraídos, falta de apetito; el iris se tiñe de un color gris sucio y manchado, la pupila pierde su redondez neta normal y aparece rígida. �NOMBRE DE LA ENFERMEDAD ANTE MORTEM POST MORTEM LEUCOSIS Síntomas exteriores pueden ser indefinidos, a pesar de que la cresta y los barbillones están normalmente arrugados y ocasionalmente pálidos y escamosos, falta de apetito, aves pierden peso y es posible que tengan diarrea. Hígado y riñones son los más afectados; el hígado aparece tachonado de tumores suaves y duros, los riñones están agrandados y con una coloración marrón oscura; la bolsa de Fabricio siempre presenta tumores. ENFERMEDAD DE NEWCASTLE (PESTE AVIAR, PESTE AVIAR ATÍPICA) Postración, fotofobia, somnolencia, falta de apetito y agua, respiración con el pico abierto, estertores roncos, flujo nasal; crestas rojas azuladas flácidas y retraídas. Síntomas nerviosos como parálisis parcial o total de patas y alas, tienen una actitud característica de colocar la cabeza entre las patas o derecha y hacia atrás entre los hombros, caminan en círculos y hacia atrás, torsión de cuello, baja de postura a cero, ponen huevos en el piso siendo la cáscara de los mismos blandas y mal formados. Mucosidad y hemorragias puntiformes en tráquea, bronconeumonía, sacos aéreos de aspecto amarillentos, hemorragias en molleja, corazón, proventrículo e intestinos; folículos ováricos flácidos, degenerados y llenos parcialmente de sangre; a menudo se presenta peritonitis ENFERMEDAD DE GUMBORO (BURSITIS INFECCIOSA) Decaimiento, depresión, diarrea blanquecina y acuosa, enrojecimiento e inflamación del ano, falta de apetito, postración, plumaje erizado, extenuación, paso tembloroso y vacilante. Musculatura deshidratada (exsicosis), hemorragias superficiales en cara interna del muslo; bolsa de Fabricio puede adquirir el tamaño de nuez, puede aparecer amarillenta, hemorrágica y contener material caseoso; los riñones pueden estar tumefactos y teñidos de color gris rojizo claro. ENCEFALOMIELITIS AVIAR Somnolencia, falta de equilibrio, las aves se sientan sobre sus tarsos, temblores nerviosos en la cabeza, atontamiento e inestabilidad, caída de postura, parálisis. ARTRITIS VIRAL (TENDOSINOVITIS) Se sientan sobre los tarsos, cojeras, falta de crecimiento. La hinchazón de los tendones y vainas por arriba del tarso, metatarso y tibiometatarso. MICOPLASMOSIS (ENFERMEDAD RESPIRATORIA CRÓNICA) Respiración dificultosa, descarga nasalocular, estertores en traquea. Falta de apetito, debilidad, pechuga afinada, disminuye la producción. Hinchazón de la cara, principalmente alrededor de los ojos. Hígado recubierto con falsa membrana viscosa y amarillenta. Saco cardíaco engrosado y blanco. Exceso de mucosidad en traquea, material caseoso en bronquios, coloración amarillenta en sacos aéreos. SINOVITIS INFECCIOSA Plumaje erizado, falta de brillo y diarrea color amarillento. Cojeras, falta de apetito. Debilidad. Hinchazón de articulaciones del tarso, alas, muslos y almohadillas plantares. Ampollas en pecho y en algunos casos son víctimas del canibalismo por otras aves. Fluido en articulaciones del tarso o almohadillas plantares. SALMONELLOSIS TIFOSIS Agrandamiento, inflamación y coloración verdosa del hígado. Deshidratación, hígado impregnado con bilis color bronce y enteritis. 53 �NOMBRE DE LA ENFERMEDAD ANTE MORTEM PARATIFOSIS POST MORTEM Exudados en hígado y pulmones, bazo puede estar agrandado, ciego con tapones duros, pálidos y amarillentos, enteritis y nódulos en intestino delgado, fluido amarillo en el saco del corazón pudiendo contener exudado fibroso. PULLOROSIS Aves friolentas, falta de apetito y empastamiento blanquecino alrededor del ano. Hígado, bazo, corazón, pulmones y mollejas contienen nódulos grises ESCHERICHIA COLI COLIBACILOSIS Fiebre, falta de apetito, disminuye la producción, caída de la postura. Enteritis, los riñones se agrandan y congestionan con sangre. El hígado, su vesícula y el bazo también se agranda. El corazón aparece congestionado y flácido, con fluido color pajizo. Lesiones tumorales en hígado o intestino. Aerosaculitis, perihepatitis, peritonitis, pericarditis, coligranulomas, coliseptisemia, salpingitis. Falta de apetito, diarrea, caída de la proCÓLERA AVIAR (Pasteurela multocida) ducción, oscurecimiento e inflamación de Hemorragias puntiformes en corazón, hígado, proventrículo, molleja e intestino; puntos necróticos grisáceos en el hígado. STAPHILOCOCCOSIS Diarrea, depresión, hinchazón de las articulaciones, cojeras, emaciación debido a la falta de apetito. Hígado, bazo, riñones congestionados y agrandados; articulación del muslo hinchado con material inflamado que luego se torna caseoso, puede haber destrucción de tendones COCCIDIOSIS Eimeria Acervulina: pérdida de peso, palidez y decaimiento general. Eimeria Acervulina: Placas blanquecinas en la mitad superior del intestino delgado; enteritis. las cabezas, articulaciones de las patas, puede haber parálisis de las patas y dificultades respiratorias. Eimeria Necatrix: pérdida de peso, heces sanguinolentas, Eimeria Tenella: disminuye el consumo de alimento, diarrea con heces acuosas, las aves se acurrucan y encogen la cabeza, plumaje erizado Eimeria Necatrix: gran inflamación del intestino delgado, zonas hemorrágicas en el lado externo del intestino, mucosidad sanguinolenta y ciegos llenos de sangre. Eimeria Tenella: los ciegos aparecen hinchados y llenos de una maza sanguinolenta proveniente de la hemorragia de los vasos sanguíneos de la pared interior de las mismas; se presentan núcleos blancos o rosados en los ciegos. CANIBALISMO Amontonamiento Lomo rallado. Decoloración de la piel. PECHUGA VERDE MÚSCULO VERDE Los procesos actuales de producción de los pollos de carne están haciendo que la principal incidencia de problemas pase de los típicamente patológicos a los problemas considerados como metabólicos o de manejo. En los casos agudos, todo el supracoracoideo se presenta pálido y tumefacto y cubierto por una membrana fibrinosa y a veces, hemorrágica. El tejido necrótico es de color blanquecino o asalmonado, y solamente los extremos del mismo son de color verdoso. La lesión suele estar limitada a las zonas intermedias del músculo, otorgando un aspecto desagradable a la pechuga. No es de tipo infeccioso. 54 �NOMBRE DE LA ENFERMEDAD ANTE MORTEM POST MORTEM SÍNDROME DE HIGADO GRASO Falta de apetito, decaimiento, falta de producción. Zonas excesivamente grasas debajo de la piel y en la cavidad del cuerpo, entre los intestinos, cubriendo la molleja, riñones, y base del corazón. Hígado con extrema infiltración grasa, blando y pulposo, puede haber hemorragias debajo de la cápsula hepática. GUÍA DE ENFERMEDADES PARA EL LLENADO DE PLANILLAS Ante y Post Mortem LAGOMORFOS (CONEJOS LIEBRES) NOMBRE DE LA ENFERMEDAD ANTE MORTEM POST MORTEM MIXOMATOSIS Blefaroconjuntitivitis uni y luego bilateral. El exudado se hace purulento y el animal permanece con los ojos cerrados. Aparecen inflaciones edematosas y tumoraciones en los labios, hocico, base de las orejas, deformando la cabeza, en esta etapa, por su aspecto se lo denomina cabeza de león. Las lesiones son de aspecto gelatinoso, difuso o nodular. Los ganglios linfáticos correspondientes a las zonas afectadas, ganglios cefálicos y axilares se encuentran aumentados de tamaño, lo mismo que el bazo. TULAREMIA Decaimiento, depresión, fiebre. Focos blanquecinos de necrosis distribuidos al azar en el hígado, médula ósea, ganglios linfáticos y bazo. Además, el bazo suele estar agrandado. Los pulmones están congestivos y edematosos y aparece una pleuritis. La fibrina puede estar presente en la cavidad abdominal. Observación de adelgazamiento extremo y presencia de nódulos grisáceo amarillentos, en las piezas de caza. ENFERMEDAD HEMORRÁGICA VIRAL (VHD) Decaimiento, fiebre, angustia respiratoria, opistotonos, chillidos, exudado sanguinolento en nariz, espuma en boca y nariz. Convulsiones. Congestión, hemorragias, edema e inflamación en diferentes órganos: cerebro, aparato respiratorio, hígado, riñones, bazo, intestino, corazón, etc. 55 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de apoyo orientativo para el diagnostico de las enfermedades de aves y lagomorfos que pueden aparecer en las plantas de transformación primaria. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2012 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Inocuidad y Calidad Agroalimentaria Dirección de Inocuidad de Productos de Origen Animal Coordinación de aves, ovoproductos, productos de la caza y especies menores Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0068 Abstract A summary of the resource. Listado de enfermedades de las aves y de lagomorfos de declaracion obligatoria. Table Of Contents A list of subunits of the resource. 01. Glosario 02. Listado de enfermedades de las aves de declaración obligatoria OIE 03. Técnica de necropsia de la aves 04. Descripción de las enfermedades de las aves 05. Listado de enfermedades de lagomorfos de declaración obligatoria OIE 06. Técnica de necropsia de los lagomorfos 07. Descripción de las enfermedades de los lagomorfos 08. Bibliografía 09. Anexos Enfermedades de las Aves https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/0b73209d0fd05faede1e255000ee7ef5.pdf b58aa19220929c75946df713bb53503a PDF Text Text �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 ÍNDICE Introducción ...............................................................................................................2 Objetivos....................................................................................................................2 Responsabilidades ....................................................................................................2 Veterinario responsable sanitario del establecimiento ...............................................2 Laboratorio adherido / Director técnico .....................................................................3 Veterinario de la Oficina Local del Senasa ................................................................5 Programa de Sanidad Aviar.....................................................................................5 Actividades en granjas de pollo de engorde ..............................................................6 1. Frecuencia de toma de muestra ............................................................................6 2. Indicaciones...........................................................................................................6 3. Método de muestreo ..............................................................................................6 Actividades en granjas de gallinas de postura...........................................................9 1. Frecuencia de toma de muestra ............................................................................9 2. Indicaciones...........................................................................................................9 3. Método de muestreo ..............................................................................................9 Medidas a adoptar ante una granja positiva ............................................................12 Links Senasa ...........................................................................................................14 Flujograma...............................................................................................................15 Marcha Bacteriológica .............................................................................................16 1 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 Introducción El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos del “Programa de vigilancia y control de la contaminación por Salmonella spp. en granjas avícolas comerciales” establecido por la Resolución Senasa N° 86 del 4 de marzo de 2016, es de aplicación en forma obligatoria en todas las granjas de pollos parrilleros y granjas de gallinas de posturas comerciales del país. El presente manual está dirigido a los veterinarios responsables sanitarios avícolas, a los responsables técnicos de los laboratorios adheridos y a los veterinarios de las oficinas locales del Senasa. Objetivos Controlar y disminuir la presencia de Salmonella ser. Enteritidis, Salmonella. ser. Typhimurium y Salmonella. ser. Heidelberg en el ambiente de establecimientos avícolas de pollos de engorde y gallinas de postura comerciales, mitigando la contaminación del producto avícola final, con estos gérmenes que ponen en riesgo la Salud Pública. Responsabilidades Veterinario responsable sanitario del establecimiento Cada granja avícola deberá contar con un profesional veterinario como responsable sanitario ante el Programa de Sanidad Aviar, que será el encargado de la implementación del presente programa en la granja a su cargo. Por consiguiente debe: a. Tomar la muestra del establecimiento. b. Remitir la muestra al laboratorio adherido al Programa de Sanidad Aviar (Se adjunta link de la lista de laboratorios adheridos en la página 14). c. Enviar la planilla de resultados a la oficina local del Senasa correspondiente a la jurisdicción del establecimiento, proporcionada por el laboratorio adherido. La 2 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 misma debe estar firmada por el Director técnico.(Se adjunta link de planilla de informe de resultados pág. 14) d. Ante la presencia de Salmonella ser. Enteritidis, S. ser. Typhimurium y S. ser. Heidelberg, deberá contactarse en forma inmediata con el veterinario de la oficina local correspondiente a su zona. e. Implementar las medidas necesarias para la eliminación del agente en cuestión. f. Realizar un descargo por escrito de las medidas adoptadas en el establecimiento afectado y presentarlas en la oficina local. Laboratorio adherido / Director técnico a. El laboratorio adherido debe poseer Director Técnico con Título habilitante. b. Contar con un libro de actas foliado donde deberá registrar la totalidad de las muestras que ingresan. Deberán constar los siguientes datos: fecha de ingreso y Nº de Protocolo interno/n° de acta, RENSPA, procedencia, fecha de toma de muestra, tipo, cantidad de muestra, pruebas a realizar, resultados, fecha del mismo y fecha y firma del responsable que retira el resultado. c. Utilizar el método descripto en el Anexo D de la Norma ISO 6579 (2002), para “Detección de Salmonella spp. en heces de animales y en muestras a nivel de producción primaria”. Como medio selectivo se utiliza el medio semisólido Rappaport-Vassiliadis modificado (MSRV) o caldo Rappaport Vassiliadis (opcional) (Ver flujograma pág. 15) d. Serotipificación: se debe proceder a la serotipificación de 1 (UNA) cepa de cada muestra positiva como mínimo, siguiendo el esquema de White-Kaufmann-Le Minor. Como métodos alternativos se pueden utilizar las pruebas moleculares para identificación de genotipos. Cada laboratorio debe hacer la tipificación serológica (pruebas de aglutinación) utilizando los sueros polivalentes OS-A y OS-B y luego realizar la serotipificación para el hallazgo de los serovares Enteritidis, Typhimurium y Heidelberg pertenecen a ese serogrupo. 3 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 e. Cuando los laboratorios no estén en condiciones de realizar las pruebas de tipificación serológica o por técnicas moleculares, deben remitir la cepa aislada de Salmonella a la Dirección del Laboratorio Animal (Dilab), perteneciente a la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico del Senasa. Talcahuano 1660 Martínez, Buenos Aires. Previo al envío, se debe informar a mesa de entradas vía electrónica: mesalabadm@senasa.gob.ar con copia a maherrera@senasa.gob.ar o comunicarse por cualquier consulta a los siguientes teléfonos, (011) 48746702/03 en el horario de 8 a 15 hs. La muestra debe ser remitida con el protocolo “AVES- Tipificación de Salmonella spp”. (Se adjunta link de protocolo de tipificación en la página 14). f. Una vez concluidas las pruebas diagnósticas, los resultados serán remitidos en el formulario de resultados, debe estar firmada por el director técnico (se adjunta link de planilla de resultados en la página 14) a la oficina local, ya sea por el veterinario del establecimiento, propietario o responsable técnico del laboratorio. g. Ante un hallazgo positivo de algunas de las Salmonellas solicitadas por la Resolución N°86/2016 por el laboratorio adherido, deben informar al veterinario responsable de la granja y éste comunicar en forma inmediata al veterinario de la oficina local cercana al establecimiento. h. Conservación de las cepas: cuando el laboratorio adherido tenga la capacidad de serotipificar, debe conservar las cepas aisladas por un período no menor a UN (1) año, para estudios posteriores de fago tipificación; pruebas de sensibilidad antimicrobiana u otras. i. Debe presentar al Programa de Sanidad Aviar, de manera anual, un informe de los diferentes serotipos aislados. El cual debe detallar número de RENSPA, nombre del titular, fecha de aislamiento y bacteria aislada. 4 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 Veterinario de la Oficina Local del Senasa Los profesionales con asiento en las oficinas locales deben: a. Recibir del veterinario responsable del establecimiento, del propietario de la granja avícola o del responsable técnico del laboratorio, las copias del formulario de resultados. Las mismas deben estar firmadas por el Director técnico. (Se adjunta link de formulario de resultados en la página 14) b. Cargar dicho informe en el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (Sigsa), como antecedente sanitario, los cuales figuran como: - MUESTREO DE SALMONELLA SPP. EN AVES - PRODUCCION DE CARNE - MUESTREO DE SALMONELLA SPP. EN AVES - PRODUCCION DE HUEVO c. Será el encargado de actuar e informar al Programa de Sanidad Aviar ante la comunicación de los hallazgos positivos de Salmonella ser. Enteritidis, S. ser. Typhimurium y/o S. ser. Heidelberg (Ver página 12: Medidas a adoptar ante una granja positiva). Programa de Sanidad Aviar a. Cuando la Dilab confirme la serotipificación de la bacteria debe informar a la Oficina Local para su posterior prosecución. b. El Programa es el responsable del control de gestión, seguimiento del desarrollo y, particularmente, de la planificación de las inspecciones destinadas a constatar los resultados obtenidos. 5 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 Actividades en granjas de pollo de engorde 1. Frecuencia de toma de muestra En las granjas de pollos parrilleros se debe realizar la toma de muestra con una frecuencia de 1 (UNA) vez por año. 2. Indicaciones Los resultados deben estar antes del ingreso del próximo lote, las mismas deberán muestrearse dentro de las 3 (TRES) semanas previas a la faena. 3. Método de muestreo 3.1 Cantidad de muestra Cuando la granja disponga de 5 (CINCO) o más galpones, deben extraerse muestras de 2 (DOS) galpones y en las granjas de menos de 5 (CINCO) galpones, la muestra debe tomarse de 1 (UN) galpón. 3.2 Materiales a utilizar  Guantes desechables,  Calcetines/calzas estériles,  Sachet de 250 ml de solución fisiológica estéril al 0,9%,  Bolsa contenedora estéril (bolsa tipo “stomacher”),  Conservadora,  Material para refrigeración.  Otros: tijera, cinta adhesiva ancha (cinta de embalar), marcador indeleble, protocolos, etc. 3.3 Procedimiento de muestreo La muestra estará constituida por DOS (2) pares de calcetines por galpón. Los pasos a seguir son: 6 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 1º. Colocarse guantes desechables de un solo uso previa manipulación del material. 2º. Colocarse un cubre calzado al bajar del vehículo e ingresar a la granja. 3º. Primer par de calcetines: una vez en la entrada del galpón, y antes de colocárselos, humedecerlos utilizando aproximadamente 100 ml de solución fisiológica estéril al 0,9%, vertiendo la solución diluyente dentro de la bolsa individual que contiene cada par de calcetines. Una vez humedecidos, colocárselos sobre el cubre calzado. Este último par de calcetines será el que contendrá la muestra. 4º. Dividir la superficie del galpón en dos secciones (Figura 1), caminar dentro de cada sector para dar como mínimo 100 pasos por cada par de calzas (100 pasos ~ 50 metros lineales). Asegurarse de que todas las partes del sector son muestreadas. Cada par debe abarcar aproximadamente el 50 % del área del galpón. Figura 1 5°. Una vez finalizado el primer sector del galpón, quitarse los calcetines externos cuidadosamente para que no se desprenda el material adherido (se podrá dar la vuelta a los calcetines para retener el material en su interior) e introducirlas dentro de la bolsa estéril. 6º. Proceder con el segundo par de calcetines, repetir el punto 3º y hacer lo mismo en la otra mitad del galpón para luego seguir con el punto 5º. 7 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 7º. Los dos pares de calzas serán colocados en la misma bolsa (enviadas mezcladas como una sola muestra), la cual deberá cerrarse con una cinta ancha (preferiblemente cinta de embalar). 8°. Los calcetines colocados en la bolsa, cerrada y etiquetada convenientemente deberán conservarse en todo momento a temperatura de refrigeración y enviarse refrigeradas al laboratorio dentro de las 24 horas de tomada la muestra, utilizando el protocolo de muestreo (se adjunta link de protocolo en la página 14). NOTA: Los dos pares de calcetines correspondientes a un galpón, se analizarán como única muestra, por lo tanto se realizará 1 (UNA) marcha bacteriológica. 1galpón= 2 pares de calcetines =1 marcha bacteriológica 2 galpones= 4 pares de calcetines = 2 marchas bacteriológicas 8 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 Actividades en granjas de gallinas de postura 1. Frecuencia de toma de muestra En las granjas de gallinas de postura se debe realizar la toma de muestra con una frecuencia de 2 (DOS) veces por año. 2. Indicaciones Se debe muestrear aves que se encuentran dentro de las siguientes etapas:  Aves de 18-27 semanas (comienzo de la postura).  Aves de 70-86 semanas (con un máximo de NUEVE (9) semanas previas al envío a faena).  Aves replumadas en postura, preferentemente a partir de la 5ta. semana de producción. 3. Método de muestreo 3.1 Cantidad de muestra Cuando la granja disponga de 5 (CINCO) o más galpones, deben extraerse muestras de 2 (DOS) galpones y en las granjas de menos de 5 (CINCO) galpones, la muestra debe tomarse de 1 (UN) galpón. 3.2 Materiales a utilizar  Guantes desechables,  Frascos de plástico con tapa a rosca de un mínimo de 250 cc,  Cuchara plástica de primer uso  Conservadora,  Material para refrigeración.  Otros: tijera, cinta adhesiva ancha (cinta de embalar), marcador indeleble protocolos, etc. 3.3 Procedimiento de muestreo 9 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 3.3.1 En galpones tradicionales Será preciso recoger una mezcla de materia fecal de la fosa. La muestra debe estar constituida por 2 (DOS) muestras de 150 gramos de materia fecal fresca cada una (utilizar dos frascos de 250 cc). La materia fecal se deberá recolectar en forma aleatoria de 60 lugares diferentes de las fosas. Es decir, de cada sitio seleccionado recolectar aproximadamente 2,5 gr. de materia fecal fresca (1/2 cucharadita). La distribución de las muestras debe ser representativa de todo el galpón. Tener en cuenta que algunos granjeros podrían llegar a colocar cal viva sobre la materia fecal, en este caso, seleccionar los galpones que no fueran sometidos a ese tratamiento o bien solicitar no realizar el tratamiento por al menos 15 a 20 días y regresar posteriormente para la toma muestra en otro período. c orrectame NOTA: Se debe procesar por separado cada muestra de 150 gr de materia fecal, por lo tanto se realizarán 2 (DOS) marchas bacteriológicas. 1 galpón = 2 muestras de materia fecal = 2 marchas bacteriológicas 2 galpones = 4 muestras de materia fecal = 4 marchas bacteriológicas. Aclaración: Cuando se trate de gallinas ponedoras a piso se debe tomar la muestra de la misma manera que en granjas de pollo de engorde (ver pág. 6) 3.3.2 En galpones automáticos En estos galpones se utilizan cintas que recogen el guano de jaulas, que se ponen en funcionamiento a intervalos regulares y descargan en un sistema transportador, por lo tanto, el día del muestreo se debe solicitar al granjero que ponga en funcionamiento las cintas de evacuación del guano o los raspadores temprano, y que no limpie el polvo de las cintas porta huevos ni de debajo de las jaulas antes de que haya tenido lugar el muestreo. Con guantes descartables nuevos, se debe tomar 2 (DOS) muestras constituidas por 150 gr. de materia fecal fresca de 60 lugares diferentes de las cintas 10 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 transportadoras, de manera que todos los bloques estén representados en la muestra. Se debe complementar con una muestra de 150 g de polvo seco tomadas de al menos 20 lugares de las diferentes instalaciones del galpón. Determine con el encargado o propietario de la granja los mejores lugares del galpón para recoger el polvo. Normalmente son las rejillas de los ventiladores de extracción, los salientes adyacentes, vigas, divisorias o tuberías o cintas transportadoras de huevos. Si es posible es preferible tomar polvo de las partes bajas. Solamente recolecte polvo seco. Los frascos deben ser colocados en una bolsa, cerrada y etiquetada, luego colocarse en una conservadora, estando en todo momento a temperatura de refrigeración y deberá remitirse al laboratorio dentro de las 24 horas de tomada la muestra, utilizando el protocolo de referencia de remisión de muestras adjunto (Se adjunta link del modelo de protocolo de referencia página 14) NOTA: Se debe procesar por separado cada muestra de 150 gr de materia fecal, y una muestra de150 g de polvo seco, por lo tanto se realizarán 3 (TRES) marchas bacteriológicas. 1galpón = 2 muestras de materia fecal + 1 muestra de polvo seco = 3 marchas bacteriológicas 2 galpones = 4 muestras de materia fecal + 2 muestras de polvo seco = 6 marchas bacteriológicas 11 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 Medidas a adoptar ante una granja positiva Se considera granja positiva cuando se detecte la presencia de Salmonella ser. Enteritidis, S. ser. Typhimurium y/o S. ser. Heidelberg (distintas de las cepas vacunales) en el ambiente. En este caso, el veterinario responsable del establecimiento, el responsable técnico del laboratorio, o bien, el Programa de Sanidad Aviar, comunicarán inmediatamente al veterinario oficial local con jurisdicción en el establecimiento en cuestión. En las granjas de Pollo de engorde el veterinario del Senasa debe: 1. Informar al Programa de Sanidad Aviar 2. Dar de baja la autogestión del establecimiento, permitir la faena del lote (en caso de estar en granja) y no permitir el ingreso del próximo lote. 3. Debe solicitar un descargo por parte del responsable veterinario del establecimiento de las medidas que implementará para solucionar dicha contaminación. 4. Debe inspeccionar la granja, a fin de identificar las medidas que considere insuficientes y/o deficientes e instruirá sobre las medidas de bioseguridad, control de plagas y buenas prácticas que deban adoptarse (Acta de constatación y Planilla de inspección a predios avícolas). 5. Corroborar el cumplimiento de las medidas dispuestas (Acta de constatación y Planilla de inspección a predios avícolas), permitir el ingreso de aves y dar de alta la autogestión, en caso de considerarlo pertinente. 6. Enviar la información al Programa de Sanidad avesygranja@senasa.gob.ar, para cerrar el caso. 12 Aviar vía mail: �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 2018 En las granjas de granjas de gallinas de huevos para consumo el veterinario del Senasa debe: 1. Informar al Programa de Sanidad Aviar 2. Debe solicitar un descargo por parte del responsable veterinario de las medidas que implementará para solucionar dicha contaminación ambiental. 3. Inspeccionar la granja, a fin de identificar las medidas que considere insuficientes y/o deficientes e instruirá sobre las medidas de bioseguridad, control de plagas y buenas prácticas que deban adoptarse (Acta de constatación y Planilla de inspección a predios avícolas). 4. Corroborar el cumplimiento de las medidas dispuestas (Acta de constatación y Planilla de inspección a predios avícolas) 5. Las medidas implementadas pueden ser respaldadas con el uso de vacunas vivas y/o inactivadas contra S. Gallinarum y/o S. Enteritidis u otra serovariedad oportunamente aprobadas por el Senasa, a fin de alcanzar una reducción efectiva en la diseminación de Salmonellas y/o inhibición de su crecimiento en huevos. 6. Enviar la información al Programa de Sanidad avesygranja@senasa.gob.ar, para cerrar el caso. 13 Aviar vía mail: �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 Links Senasa Listado de laboratorios adheridos al PNSA http://www.senasa.gob.ar/cadena-animal/aves/produccion-primaria/sanidadanimal Resolución Senasa Nº 86/2016 http://www.Senasa.gob.ar/normativas/resolucion-86-2016-ministerio-deagroindustria Protocolo de remisión de muestras de aves de la Res. N° 86/2016 http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/2.protocolo_de_remision_m uestras_para_salmonella_en_granjas.pdf Protocolo para la tipificación de Salmonella spp. http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/3._protocolo_tipificacion_sa monella_movil.pdf Planilla de informes de resultados de la Res. N° 86/2016 http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/4._planilla_de_informe_de_r esultados_para_salmonella_para_pc.pdf 14 2018 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 Flujograma Método de detección de Salmonella spp. según Norma ISO 6579(2002) Muestra Agua de Peptona Tamponada (APT) 1:10 (25g+225ml) Rappaport Vassiliadis Semisólido Modificado (MSRV) 41,5±1ºC 24 h±3 XLD Agar 37±1ºC 24 h±3 37°C± 1 18h ± 2 Caldo Rappaport Vassiliadis (opcional) Otro medio selectivo Confirmación Bioquímica TSI-LIA-SIM-UREA-CITRATO Confirmación serológica OS-A /OS-B OS-A + Tipificación propia ó 15 Envío a la Dilab 2018 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 Marcha Bacteriológica Cuatro etapas sucesivas: 1) Pre enriquecimiento 2) Enriquecimiento selectivo 3) Siembra en placa e Identificación 4) Confirmación de Identidad 1) Pre enriquecimiento en medio líquido no selectivo El medio de pre enriquecimiento líquido no selectivo que se debe utilizar es Agua de Peptona Tamponada (APT) a temperatura ambiente, se añade en una proporción de 1:10 (25g +225ml), se mezcla bien y se incuba a 37 ± 1ºC durante 18 ± 2h. Este paso es de gran importancia en la recuperación de Salmonella spp. debido a que recupera números bajos o salmonellas lesionadas. Asimismo mantiene el pH favoreciendo el crecimiento de Salmonella. 2) Enriquecimiento selectivo El medio de enriquecimiento selectivo semisólido que se debe utilizar es el Rappaport Vassiliadis Semisólido Modificado (MSRV), se inocular 3 gotas de los cultivos de APT a una temperatura de 41,5 ± 1ºC durante 24 ± 3h, lectura de 24h o en su defecto caldo Rappaport Vassiliadis, dilución 1:10, a 41,5 ± 1ºC durante 24 ± 3h. 3) Siembra en placa e Identificación Se debe usar dos medios selectivos sólidos: De forma obligatoria debe utilizarse Xilosa Lisina Desoxicolato (XLD) y como segundo medio selectivo sólido se recomienda SS o Agar MacConkey o medio de cultivo cromogénico 16 2018 �Manual de procedimientos de la Resolución Senasa N° 86/2016 Equilibrar placas a T° ambiente y sembrar a 37 ± 1ºC durante 24 ± 3h. 4) Confirmación Se debe seleccionar las colonias sospechosas para su posterior confirmación. Tomar al menos 5 colonias sospechosas de cada uno de los medios sólidos selectivos. Cuando las colonias no estén bien aisladas o son sospechosas se recomienda reaislar las colonias en agar nutritivo antes de la confirmación. Utilizar 5 (cinco) pruebas bioquímicas a saber: TSI-LIA-SIM-UREA-CITRATO e incubarlas 37 ± 1ºC durante 24 h y proceder a su lectura. Realizar la confirmación serológica mediante la utilización de sueros somáticos OSA y OSB o mediante sueros polivalentes pertenecientes al género Salmonella spp. Antes de realizar el serotipado se debe comprobar que no sea cepa Autoaglutinable usando con solución Cloruro Sódico (NaCl 0.85%). En caso de no realizar la serotipificación debe enviarse la cepa aislada a la Dilab (ver pág.4 punto e). 17 2018 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimiento operativos. Programa de vigilancia y control de la contaminacion por salmonella spp. en granjas avicolas comerciales. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2018 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Relation A related resource Resolución Senasa N° 86/20016 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0069 Abstract A summary of the resource. El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos del “Programa de vigilancia y control de la contaminación por Salmonella spp. en granjas avícolas comerciales” establecido por la Resolución Senasa N° 86 del 4 de marzo de 2016, es de aplicación en forma obligatoria en todas las granjas de pollos parrilleros y granjas de gallinas de posturas comerciales del país y está dirigido a los veterinarios responsables sanitarios avícolas, a los responsables técnicos de los laboratorios adheridos y a los veterinarios de las oficinas locales del Senasa. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Objetivos Responsabilidades Veterinario responsable sanitario del establecimiento Laboratorio adherido / Director técnico Veterinario de la Oficina Local del Senasa Programa de Sanidad Aviar Actividades en granjas de pollo de engorde 1. Frecuencia de toma de muestra 2. Indicaciones 3. Método de muestreo Actividades en granjas de gallinas de postura 1. Frecuencia de toma de muestra 2. Indicaciones 3. Método de muestreo Medidas a adoptar ante una granja positiva Links Senasa Flujograma Marcha Bacteriológica https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/cb0910a79b3b55cc90d26ac254b03b22.pdf d07b0d3a98ec2ad58feb3fe5b5ceeef0 PDF Text Text �ÍNDICE Objetivos .....................................................................................................2 Responsabilidades .....................................................................................3 Aspectos operativos ...................................................................................5 Actividades .................................................................................................6 1. Inscripción de establecimientos ..............................................................6 2. Muestreo .................................................................................................7 2.1. Tipo y cantidad de muestras ................................................. …………7 2.2. Frecuencia del Muestreo ................................................................. …8 3. Envío de muestras ..................................................................................8 3.1. Protocolo de Muestras .........................................................................8 3.2. Destino de las Muestras ......................................................................8 3.3. Acondicionamiento de las muestras ....................................................8 4. Actividades de los laboratorios ...............................................................8 4.1. Diagnósticos ........................................................................................8 5. Información de resultados.......................................................................9 6. Evaluación de los resultados ..................................................................9 7. Medidas a adoptar ante una granja positiva .........................................10 8. Influenza aviar ......................................................................................11 Diagrama de flujo de las actividades del PNSA ........................................12 Diagrama de flujo para la remisión de muestras del PNSA ......................13 Marcha Bacteriológica para la detección de Salmonellas spp. .................14 Senasa Links ............................................................................................15 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Introducción El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos del Programa de Control de las Micoplasmosis y Salmonelosis de las aves establecido por la Resolución Senasa N° 882/2002, y la base operativa para la Vigilancia Epidemiológica de la Influenza Aviar en planteles de reproducción, en el marco del Plan Nacional de Sanidad Avícola (PNSA). Está dirigido a los veterinarios locales de las oficinas del Senasa, a los veterinarios de las empresas avícolas a cargo de planteles de reproducción y a los responsables técnicos de los laboratorios adheridos al Programa, encargados de analizar las muestras. Objetivos 1. Controlar las micoplasmosis producidas por Mycoplasma gallisepticum (MG) y Mycoplasma synoviae (MS) y las salmonelosis producidas por Salmonellas inmóviles (Salmonella ser. Gallinarum biovares Gallinarum y Pullorum) y Salmonellas móviles (Salmonella ser. Enteritidis, S. ser. Typhimurium y S. ser. Heidelberg) en planteles de aves reproductoras abuelos, reproductoras padres de todo el país. 2. Incorporar en la vigilancia epidemiológica de la influenza aviar a la totalidad de las cabañas de reproductores abuelos y padres del país. 3. Detectar la presencia de anticuerpos de influencia aviar de baja patogenicidad en aves reproductoras. 5. Controlar la sanidad de la totalidad de las aves vivas (aves de hasta 72 hs.) y huevos fértiles que ingresan al país en carácter de importaciones, mediante la toma de muestras en el punto de ingreso, la cuales serán procesadas por la Dilab, para el diagnóstico de micoplasmosis, salmonelosis, influenza aviar y de la enfermedad de Newcastle. 2 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Responsabilidades Veterinario responsable sanitario del establecimiento Cada granja de reproducción avícola deberá contar con un profesional veterinario como responsable sanitario ante el Programa de Sanidad Aviar, que será el encargado de la implementación del presente programa en la granja a su cargo. Por consiguiente debe: a. Tomar la muestra del establecimiento b. Remitir la muestra al laboratorio adherido al Programa de Sanidad Aviar (Se adjunta link de la lista de laboratorios adheridos en la página 15). c. Enviar la planilla de resultados a la oficina local del Senasa, proporcionado por el laboratorio adherido. (Se adjunta link de planilla de envío de resultados, página 15) d. Presentar a la oficina local del Senasa autorización de vacunación contra Micoplasma en aquellos lotes autorizados. e. Ante hallazgos positivos deberá contactarse en forma inmediata con el veterinario de la oficina local correspondiente a su zona. Veterinario de la Oficina Local del Senasa Los profesionales con asiento en las oficinas locales deben: a. En cada oficina local deberá estar la planilla de inscripción de cada establecimiento que corresponda al PNSA, actualizado, es decir, en cuanto a capacidad del establecimiento y firmado por el Veterinario Responsable vigente. b. Recibir del veterinario responsable del establecimiento, del propietario de la granja avícola o del responsable técnico del laboratorio las copias del formulario de resultados, las mismas deben estar firmado por el Director Técnico del laboratorio. (Se adjunta link de formulario de resultados en la página 15). 3 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 c. Cargar dicho informe en el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (Sigsa), como antecedente sanitario, los cuales figuran como: MUESTREO DE SALMONELLA Y MICOPLASMA EN AVES-REPRODUCTORES (PNSA) d. Debe fiscalizar el cumplimiento del plan y archivar en la carpeta N° 24 las planillas de informe de resultados. e. En caso de recibir resultados positivos debe comunicase con el Programa de Sanidad Aviar. f. Debe firmar el protocolo de remisión de muestras (punto 8) presentado por el laboratorio adherido. De esta forma las muestras para el diagnóstico de influenza aviar son recibidas por la Dilab sin arancel. g. Verificar el cumplimiento del Plan Nacional de Sanidad Avícola en plantas de incubación mediante la toma de muestra de huevos picados no nacidos, provenientes de la granja de reproductoras abuelas y padres, (Auditorias PNSA), según el cronograma enviado por el Programa de Sanidad Aviar, al principio de cada año. Laboratorio adherido / Director técnico a. El laboratorio adherido debe poseer Director Técnico con Título habilitante. b. El laboratorio debe contar con un libro de actas foliado donde deberá registrar la totalidad de las muestras que ingresan. En donde figuren los siguientes datos: fecha de ingreso y Nº de Protocolo interno/n° de acta, RENSPA, procedencia, fecha de toma de muestra, tipo, cantidad de muestra, pruebas a realizar, resultados, fecha del mismo, firma y fecha del responsable quien retira el resultado. c. Procesar la muestra remitida por el veterinario responsable del establecimiento avícola. d. Informar el resultado al veterinario sanitario de la granja. En el caso que el veterinario responsable de la granja no puede remitirlo, deberá llevarlo a la oficina local del Senasa correspondiente a la jurisdicción del establecimiento. (Se adjunta link de formulario de resultados en la página 15). e. Cuando los laboratorios no estén en condiciones de realizar las pruebas de serotipificación deben remitir la cepa aislada de Salmonella a la Dirección 4 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 del Laboratorio Animal, perteneciente a la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico del Senasa (Dilab). Talcahuano 1660 Martínez, Buenos Aires. Previo al envío, se debe informar a mesa de entradas vía electrónica: mesalabadm@senasa.gob.ar con copia a maherrera@senasa.gob.ar o comunicarse por cualquier consulta a los siguientes teléfonos, (011) 48746702/03 en el horario de 8 a 15 hs. La muestra debe ser remitida con el protocolo “AVES- Tipificación de Salmonella spp”. (Se adjunta link de protocolo de tipificación en la página 15). f. Conservación de las cepas: cuando el laboratorio adherido tenga la capacidad de serotipificar, debe conservar las cepas aisladas por un período no menor a UN (1) año, para estudios posteriores de fago tipificación; pruebas de sensibilidad antimicrobiana u otras. g. Debe presentar al Programa de Sanidad Aviar, de manera anual, un informe de los diferentes serotipos aislados. El cual debe detallar número de RENSPA, nombre del titular, fecha de aislamiento y bacteria aislada Programa de Sanidad Aviar El Programa de Sanidad Aviar, desde el Senasa Central coordinará las actividades del Plan, auditará y actuará ante la aparición de casos positivos. Aspectos operativos La estrategia para controlar y erradicar la micoplasmosis y salmonelosis se basa en la utilización de planteles de reproductores libres de estos patógenos, manejados bajo estrictas medidas de bioseguridad. En lo que respecta a la vacunación, cabe mencionar: Salmonelosis: no está permitida la vacunación con Cepa 9R en planteles de reproductoras, debido a que el Senasa ha aprobado su uso en gallinas de postura comercial. En planteles de reproductoras está autorizada la vacunación con bacterinas y con cepas vivas de Salmonella Enteritidis. 5 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Micoplasmosis: no está permitida la vacunación en planteles de reproductoras, las vacunas vivas de MG y MS están aprobadas por el Senasa para gallinas de postura comercial. Sin embargo, atento a que actualmente se cuenta con lotes de reproductores vacunados, se procederá a un retiro paulatino, estando permitida la misma hasta el 1 de enero del 2019. Asimismo, el uso de vacunas vivas en reproductores, será restringido bajo solicitud de autorización ante Senasa. Procedimiento para la solicitud de la vacuna El procedimiento para solicitar la vacunación la realizará el veterinario responsable del establecimiento, elevando una nota de pedido al laboratorio proveedor de la vacuna, en la que justificará su utilización, indicando nombre de la granja, Renspa, tipo de explotación, categoría de aves, cantidad de aves e identificación del lote. El Laboratorio enviará la solicitud al Programa de Sanidad Aviar quien otorgará la autorización de vacunación del establecimiento, informando al veterinario solicitante y al mismo laboratorio para la liberación de la vacuna. Al momento de presentar los resultados en la Oficina Local, el veterinario privado deberá acompañar la planilla de resultados con la correspondiente copia de la autorización de vacunación. Actividades 1. Inscripción de establecimientos Todas las empresas avícolas que posean granjas de aves reproductoras abuelas o padres y/o plantas de incubación deberán inscribir cada una de ellas en el Programa Nacional de Sanidad Avícola (PNSA). Como pre requisito para inscribirse en el mismo, se deberá completar los formularios del Registro Nacional de Multiplicadores e Incubadores Avícolas (Renavi), creado por medio de la Resolución Nº 79 en el ámbito de la Ex Secretaría de Agricultura, Ganadería, Pesca y Alimentos y tiene la finalidad de disponer de datos relativos a la población avícola, necesarios desde el punto 6 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 de vista estadístico y económico. La inscripción al Renavi es de carácter gratuito y obligatorio. Se instrumenta a través de la presentación de dos formularios que deberán enviarse por correo postal. Para consultas puede ingresar al sitio web http://www.agroindustria.gob.ar/sitio/areas/renavi/#, o comunicarse telefónicamente al (011) 4349-2157 Fax 011-4349-2349, o vía correo electrónico renavi@magyp.gob.ar Una vez inscripto en el Renavi, deberán cumplirse los siguientes pasos: 1. La inscripción se realiza en la oficina Local del Senasa que corresponde a la jurisdicción del establecimiento. 2. Completar una planilla de inscripción que figura como Anexo II de la Resolución Senasa N° 882/2002 para cada granja de reproducción y/o planta incubación. (se adjunta link página 15) 3. Conjuntamente con la planilla de inscripción, deberán presentar una memoria descriptiva de las instalaciones y una memoria operativa del establecimiento que incluya los planes sanitarios (vacunas, edades, tratamientos y controles) que se aplican en el mismo. 2. Muestreo Inmediatamente después de la inscripción se deberá comenzar con el muestreo de las aves bajo el siguiente esquema: 2.1. Tipo y cantidad de muestras Se considera como unidad epidemiológica al núcleo o plantel o lote, partiendo del concepto que se trata de aves de la misma edad, distribuidas en uno, dos o más galpones, que reciben el mismo manejo sanitario y productivo. a. Granjas de recría: se tomarán 30 muestras de sueros individuales y 30 muestras de hisopados cloacales por núcleo, plantel o lote de recría. Las mismas serán de 15 muestras por galpón, tomándose 2 galpones. Por lo tanto se obtendrá 15 hisopos por pool, armándose 2 pooles de hisopos, uno por galpón. 7 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 b. Granjas de reproductores: se tomarán 30 muestras de suero individuales y 30 muestras de hisopados cloacales por núcleo, plantel o lote de reproducción. Las mismas serán de 15 muestras por galpón, tomándose 2 galpones. Por lo tanto se obtendrá 15 hisopos por pool, armándose 2 pooles de hisopos, uno por galpón. 2.2. Frecuencia del Muestreo a. Reproductores en período de recría: a las 9 y 18 semanas. b. Reproductores abuelos: cada 4 semanas. c. Reproductores padres: cada 9 semanas. 3. Envío de muestras 3.1. Protocolo de Muestras Las muestras deben ser tomadas por el veterinario responsable de la empresa y deben ser enviadas al laboratorio adherido al Programa de Sanidad Aviar acompañada de un protocolo. En la página 15 del presente manual, figura el link en el cual se podrá encontrar el protocolo referencia con los datos mínimos requeridos por el Senasa. 3.2. Destino de las Muestras Las muestras deben ser remitidas a los laboratorios adheridos para realizar los análisis en apoyo al PNSA (ver link de laboratorios adheridos página 15). 3.3. Acondicionamiento de las muestras Las muestras deberán enviarse refrigeradas, identificadas, en envase cerrado y acompañadas del protocolo de envío mencionado en el punto 3.1. 4. Actividades de los laboratorios 4.1. Diagnósticos A partir de las muestras remitidas se realizan las siguientes pruebas: 8 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 - Micoplasma Gallinarum y Micoplasma Synoviae: prueba serológicas de aglutinación rápida en placa (ARP) y/o Elisa. - Salmonella spp.: bacteriología para aislamiento y posterior tipificación de Salmonella ser. Gallinarum, biovares Gallinarum y Pullorum, Salmonella ser. Enteritidis, Salmonella ser. Typhimurium, Salmonella ser. Heidelberg. (Ver flujograma pág. 15) 5. Información de resultados 1. Los veterinarios responsables de cada empresa avícola, o en su defecto el responsable técnico del laboratorio deben entregar una copia de la planilla de resultados a la Oficina Local correspondiente a la granja. La misma, debe estar firmada y sellada por el Director Técnico del laboratorio. 2. Si bien los muestreos/análisis deben realizarse según el punto 2.2, los resultados de cada establecimiento pueden presentarse en la oficina local dentro de un período no mayor a 6 (seis) meses. Estos datos sanitarios se cargaran al Sigsa con fecha del último resultado, constatando el cumplimiento de los análisis. 6. Evaluación de los resultados Las planillas deben ser presentadas en las oficinas locales correspondiente a la jurisdicción del establecimiento, con el objetivo de registrar el cumplimiento del PNSA en el Sistema. Cabe mencionar, que también se considerará negativos a aquellos establecimientos presenten la planilla de informe con resultados “positivos” para MG y/o MS, y que la acompañen del permiso de vacunación contra estos agentes. En caso de resultados positivos, los veterinarios responsables del establecimiento estarán obligados a informar los resultados dentro de las 48 horas de haber recibido la confirmación de la serotipificación a la oficina local del Senasa, la cual informará al Programa de Sanidad Aviar, que evaluará las medidas a tomar ante esta situación. 9 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 7. Medidas a adoptar ante una granja positiva La estrategia para controlar y erradicar la micoplasmosis y salmonelosis se basa en la utilización de planteles de reproductores libres de estos patógenos, manejados bajo estrictas medidas de bioseguridad. En caso de detectar planteles infectados con Mycoplasma gallisepticum (MG) y/o Mycoplasma synoviae (MS) y las salmonelosis producidas por Salmonellas inmóviles (Salmonella ser. Gallinarum biovares Gallinarum y Pullorum) los lotes deben ir a faena controlada. En caso de detectar Salmonellas móviles (Salmonella ser. Enteritidis, Salmonella ser. Typhimurium y Salmonella ser. Heidelberg), se debe realizar el tratamiento correspondiente. Cada situación se analizará en forma particular, elaborándose una propuesta de trabajo que deberá considerarse un compromiso de trabajo al que le dará cumplimiento en un plazo establecido. 10 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 PROGRAMA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA PARA LA INFLUENZA AVIAR 8. Influenza aviar Los laboratorios adheridos que procesan las muestras, deben remitir sueros para el análisis serológico de esta enfermedad exótica en nuestro país, a la Dilab (Talcahuano 1660, Martínez Buenos Aires) al Departamento de Enfermedades Exóticas 1 (UNA) vez al año en reproductores abuelas y padres. Se tomarán 20 sueros por plantel o lote 1 vez al año. Los resultados estarán disponibles en el Sistema Integral de laboratorio (SIL), y los originales serán enviados al Centro Regional y luego distribuidos a las Oficinas Locales, los cuales cargaran el Antecedente Sanitario de su cumplimiento en el Sigsa. Las muestras se deben remitir a la Dilab utilizando el “Protocolo de remisión de muestras de aves” (se adjunta link en la página 15), considerando para completarlo los siguientes puntos: 1. Motivo: 1.1 Vigilancia Programada en Granja de reproductoras - PNSA (IA). 2. Establecimiento: todos los datos de la granja (importante el Renspa ya que por sistema se obtiene el resto de los datos) y el nombre del Laboratorio del adherido del cual proviene la muestra. 3. Tipo de Producción: Reproductoras Livianas o Pesadas (Padres o Abuelas). 4. Muestras. Tipo: Sueros / Cantidad: 20 (VEINTE) / Identificación: número del lote. 5. Funcionario Actuante: Veterinario del Senasa, de esta forma las muestras son recibidas por la Dilab sin arancel. Puede firmar el veterinario local correspondiente a la granja muestreada, o bien, el veterinario de la oficina local más cercana al laboratorio adherido 11 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Diagrama de flujo de las actividades del PNSA Programa de control de las micoplasmosis, salmonelosis e IA Muestras tomadas por veterinarios responsables del establecimiento Laboratorios Adheridos al PNSA Informe de resultados a los veterinarios de la empresa Programa de vigilancia epidemiológica para la influenza aviar Laboratorio central de Martínez (Dilab) Informe a la Oficina Local Resultados a la oficina local Cargar datos en Sigsa Cargar datos en Sigsa 12 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Diagrama de flujo para la remisión de muestras del PNSA Plantel o Núcleo Recría Reproductores Abuelos Reproductores Padres 9 semanas y 18 semanas Cada 4 semanas Cada 9 semanas 30 sueros 30 hisopados cloacales (2 pooles de 15 c/u) LABORATORIOS ADHERIDOS AL PNSA 30 sueros Micoplasma MG y MS ARP O ELISA 30 hisopados cloacales (pool de 15) 2 marchas bacteriológicas. Marcha bacteriológica Salmonella ser. Gallinarum, Pullorum, Enteritidis, Typhimurium y Heidelberg INFLUENZA AVIAR RA/RP: 20 sueros una vez al año. Serotipificación Envío al Dilab-Senasa RA: reproductores abuelos RP: reproductores padres Tipificación propia 13 o Envío a la Dilab �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Marcha Bacteriológica para la detección de Salmonella spp. Muestra Agua de Peptona Tamponada (APT) 1/10 (15 hisopos + 135 ml) 37° C 18 h ± 2 Caldo Rappaport Vassiliadis 1:10 41,5±1ºC 24 h XLD Agar 37±1ºC 24 h±3 Nota: No usar Tetrathionato M. Kauffmann debido a que inhibe el crecimiento de las Salmonellas inmóviles Siembra directa Mac Conkey 37±1ºC 24 h±3 Otro medio selectivo (SS o Mac Conkey o medio cromogénico) 37±1ºC 24 h Confirmación Bioquímica TSI-LIA-SIM-UREA-CITRATO Confirmación serológica OS-A / OS-B OS-A + o Envío a la Dilab 14 Tipificación propia �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Senasa Links Listado de laboratorios adheridos al PNSA http://www.Senasa.gob.ar/laboratorio/laboratorios-adheridos-al-programa-deaves Resolución Senasa Nº 882/2002 http://www.Senasa.gob.ar/normativas/resolucion-882-2002-Senasa-servicionacional-de-sanidad-y-calidad-agroalimentaria Planilla de inscripción al Plan Nacional de Sanidad Avícola http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/2._planilla_de_inscripcion_a l_pnsa_882-02.pdf Protocolo de remisión de muestras de aves del PNSA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/3.protocolo_remision_de_m uestras_salmonella_spp_pnsa_882.02.pdf Protocolo para tipificación de Salmonella spp. http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/5._protocolo_tipificacion_sa monella_movil_0.pdf Protocolo de remisión de muestras para IA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/4._protocolo_de_remision_d e_muestras_para_ia1.pdf Planilla de informes de resultados del PNSA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/6._planilla_de_envio_de_res ultados_-pnsa.pdf 15 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Programa de control de Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos operativos. Programa de control de micoplasmosis y salmonelosis en aves reproductoras abuelos y padres. Programa de vigilancia epidemiologica para la influenza aviar en aves reproductoras. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2018 Relation A related resource Resolución Senasa N° 882/02 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0070 Abstract A summary of the resource. l presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos del Programa de Control de las Micoplasmosis y Salmonelosis de las aves establecido por la Resolución Senasa N° 882/2002, y la base operativa para la Vigilancia Epidemiológica de la Influenza Aviar en planteles de reproducción, en el marco del Plan Nacional de Sanidad Avícola (PNSA). Está dirigido a los veterinarios locales de las oficinas del Senasa, a los veterinarios de las empresas avícolas a cargo de planteles de reproducción y a los responsables técnicos de los laboratorios adheridos al Programa, encargados de analizar las muestras. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Objetivos Responsabilidades Aspectos operativos Actividades 1. Inscripción de establecimientos 2. Muestreo 2.1. Tipo y cantidad de muestras 2.2. Frecuencia del Muestreo 3. Envío de muestras 3.1. Protocolo de Muestras 3.2. Destino de las Muestras 3.3. Acondicionamiento de las muestras 4. Actividades de los laboratorios 4.1. Diagnósticos 5. Información de resultados 6. Evaluación de los resultados 7. Medidas a adoptar ante una granja positiva 8. Influenza aviar Diagrama de flujo de las actividades del PNSA Diagrama de flujo para la remisión de muestras del PNSA Marcha Bacteriológica para la detección de Salmonellas spp. Senasa Links Enfermedades de las Aves https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/b2c9e893eae71f918c69d8cb3927c340.pdf 66e2355e6c88669a07329d9ff763adfb PDF Text Text www.senasa.gob.ar MANUAL DE PROCEDIMIENTOS CONTINGENCIA DE LA INFLUENZA AVIAR año 2017 Programa de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal �Autoridades Méd. Vet. Jorge Horacio Dillon Presidente Ing. Agr. Guillermo Luis Rossi Vicepresidente Méd. Vet. Ricardo Maresca Dirección Nacional de Sanidad Animal Méd. Vet. Cora María Espinoza Dirección de Programación Sanitaria Autores Vet. Daniel A. Caría Vet. Ma. Eugenia Ferrer Vet. Natalia S. Chuard Colaboradores Miembros de la Comisión Nacional de Sanidad Avícola (Conasa) 2 �Índice Objetivo ...................................................................................................................... 3 Introducción ................................................................................................................ 3 Características de la enfermedad ............................................................................... 5 Etiología...................................................................................................................... 6 Resistencia ................................................................................................................. 7 Virulencia .................................................................................................................... 7 Cuadro clínico............................................................................................................. 8 Reservorios ................................................................................................................ 9 Transmisión .............................................................................................................. 10 Potencialidad zoonótica ............................................................................................ 10 Población hospedadora ............................................................................................ 11 Diagnóstico ............................................................................................................... 12 Diagnóstico diferencial ............................................................................................. 12 Prevención y profilaxis .............................................................................................. 12 Policía sanitaria ........................................................................................................ 13 CAPÍTULO 1 ACCIONES Y PROCEDIMIENTOS ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACIÓN DE ENFERMEDAD ........................................................................................................ 14 CAPÍTULO 2 VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ............................................................................. 23 CAPÍTULO 3 INVESTIGACIÓN EPIDEMIOLÓGICA ..................................................................... 26 �CAPÍTULO 4 SACRIFICIO SANITARIO Y ELIMINACIÓN ............................................................. 29 CAPÍTULO 5 LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN .................................................................................. 43 CAPÍTULO 6 MEDIDAS DE PROTECCIÓN PARA LOS TRABAJADORES .................................. 45 CAPÍTULO 7 PROCEDIMIENTOS EN PLANTAS DE FAENA ....................................................... 51 CAPÍTULO 8 REPOBLACIÓN Y CENTINELIZACIÓN ................................................................... 53 CAPÍTULO 9 TOMA DE MUESTRAS, CONSERVACIÓN Y ACONDICIONAMIENTO .................. 55 CAPÍTULO 10 DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO ........................................................................ 62 INVESTIGACIÓN EPIZOOTIOLÓGICA.................................................................... 65 2 �Objetivo El presente manual de procedimientos, según Resolución Senasa N° 73 del 18 de febrero 2010, tiene como objetivo proporcionar información técnica al profesional del Senasa, sobre las acciones que se deben llevar a cabo para controlar y erradicar a la influenza aviar de declaración obligatoria (IA) en caso de presentarse en nuestro país. Resulta igualmente esencial que veterinarios privados, técnicos, productores, así como cualquier persona involucrada en la avicultura, conozca los procedimientos que implementará el servicio veterinario oficial en caso de presentarse IA , con el propósito que se sumen a un esfuerzo conjunto, fortaleciendo de esta manera las acciones para su control y eliminación. Atento a lo anterior, los productores y/o empresas avícolas deberán confeccionar un plan de contingencia propio, acorde a los lineamientos y valores del presente manual, previendo para cada granja el estudio de la zona (radio de 3 km.), los insumos y contactos necesarios para su implementación, ya sea para la notificación, para implementar el sacrificio, enterramiento, y la limpieza y desinfección del predio. Introducción La influenza aviar, también conocida como peste aviar o gripe aviar, es una enfermedad exótica en nuestro país, es extremadamente contagiosa entre la población avícola, la cual provocaría elevada mortalidad en aves de corral, disminución de la producción avícola, restricción de movimientos de aves, productos y subproductos, tanto a nivel nacional como internacional, así como elevados costos para su control y erradicación. Es una enfermedad altamente contagiosa que afecta tanto a las aves domésticas como a las aves silvestres. Cabe aclarar, que se han aislado virus de influenza aviar, aunque con menos frecuencia, en algunas especies de mamíferos, como ratas, ratones, comadrejas, hurones, cerdos, gatos, tigres, perros, caballos, así como en los humanos. 3 �Según el Código Terrestre establecido por la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE), la «influenza aviar» de declaración obligatoria ante la OIE se define como una infección de las aves de corral y de otras aves, incluyendo las aves silvestres, causada por cualquier virus de la influenza A de alta patogenicidad (IAAP), o por todos los virus de influenza de tipo A perteneciente a los subtipos H5 y H7 de baja patogenicidad cuando se detectan en las aves de corral. Todos los subtipos H5 y H7 deben notificarse cuando se detectan en las aves de corral debido al riesgo de que se conviertan en altamente patógenos por mutación. Estos virus se dividen en dos categorías: virus de la influenza aviar de alta patogenicidad y virus de la influenza aviar de baja patogenicidad. 1. Los virus de la influenza aviar de alta patogenicidad tienen un de Índice de Patogenicidad (IPIV) superior a 1,2 en pollos de seis semanas de edad, o causan la muerte en al menos el 75% de los pollos de cuatro a ocho semanas de edad infectados por vía intravenosa. Los virus H5 y H7 que no tienen un IPIV superior a 1,2 o que causan una mortalidad inferior al 75% en una prueba de capacidad letal intravenosa deberán ser secuenciados para determinar si en el sitio de escisión de la molécula de hemoaglutinina (H) se hallan presentes múltiples aminoácidos básicos. Si la secuencia de aminoácidos es la misma que la observada en otros virus de influenza aviar de alta patogenicidad aislados anteriormente, se considerará que se trata de virus de influenza aviar de alta patogenicidad. 2. Los virus de la influenza aviar de baja patogenicidad son todos los virus de influenza de tipo A pertenecientes a los subtipos H5 y H7 que no son virus de la influenza aviar de alta patogenicidad. Sospecha de influenza aviar: se considera a la aparición de una o más aves con algún signo clínico o con lesiones anatomopatológicas compatibles con IA o aves en las que se hubiere detectado aumento repentino de la mortandad, sin la confirmación del diagnóstico etiológico realizado en el Laboratorio del Senasa. 4 �Caso de IA o ave infectada con IA: se considera a la aparición de un ave doméstica o silvestre infectada por el agente patógeno (IA), con o sin signos clínicos manifiestos y corroborado el diagnóstico etiológico en el laboratorio oficial de Senasa. Foco de influenza aviar: se considera a la aparición de una o más aves infectadas por el agente patógeno (IA) con o sin signos clínicos en una unidad epidemiológica; y corroborado el diagnóstico en el laboratorio del Senasa. Explotación infectada de influenza aviar: se considera a una explotación de aves comerciales, predio de traspatio caseras o de otra índole con aves domésticas, ornamentales o silvestres, en la que se confirme la presencia de al menos un foco de IA. Características de la enfermedad Existen infinidad de subtipos de virus de influenza. Las diferencias antigénicas entre ellos se basan en el subtipo de la hemoaglutinina (H) y de la neuraminidasa (N) presentes. Los subtipos que afectan a las aves son específicos de estas y las infecciones en las aves domésticas, incluidos pavos, pollos, gallinas, perdices, gallinas de guinea, codornices, faisanes, gansos y patos varían desde infecciones respiratorias leves o subclínicas, hasta la presentación aguda y generalizada con severa mortalidad. Históricamente, los problemas más severos de influenza aviar han sido causados por virus de los subtipos H5 y H7, los que inicialmente pueden presentarse como de baja patogenicidad y después por mutación en su hemoaglutinina, se transforman en virus de alta patogenicidad. Los virus pertenecientes al subtipo H9, se han presentado en ocasiones con mediana patogenicidad. Durante el siglo XXI los brotes más importantes de IA han sido producidos por virus de los subtipos de H5N1, H5N2, H5N3, H5N5, H5N6, H5N8, H5N9, H7N1, H7N2, H7N3, H7N4 y H7N7. La IA es una enfermedad altamente contagiosa, que afecta a gallinas, pollos y pavos, aunque es probable que todas las especies aviares sean susceptibles a la 5 �infección. En algunos casos la enfermedad se presenta con pocos signos clínicos o bien en forma fulminante, matando a las aves, sin que se observen signos previos. Las tasas de morbilidad y mortalidad son muy variables. Lo que más frecuentemente se observa, es una alta morbilidad y baja mortalidad, sin embargo, en el caso de virus altamente patógenos la morbilidad y la mortalidad pueden alcanzar al 100 %. Etiología El virus de la influenza pertenece a la familia Orthomyxoviridae, es un virus RNA segmentado y envuelto. De acuerdo a sus nucleoproteínas y proteínas matrices se clasifican en tres tipos: A, B y C. A su vez, atendiendo a sus dos antígenos de superficie, hemoaglutinina (H) y neuraminidasa (N), se clasifican en subtipos. Los virus de la influenza aislados de aves pertenecen sin excepción al tipo A y contienen los subtipos hasta ahora conocidos (1-16 H y 1-9 N) en las más variadas combinaciones. Entre los virus de la influenza de las aves y de los mamíferos existen relaciones de parentesco antigénico. En los murciélagos se han detectado H17 y H18 Estos virus exhiben una gran variabilidad antigénica y capacidad de mutación, así como un amplio espectro de virulencia. No hay correlación entre la virulencia y el subtipo antigénico, porque las formas virulentas y avirulentas pueden pertenecer a un mismo subtipo. Los virus de baja patogenicidad solo tienen la capacidad de replicar en los tejidos traqueales e intestino delgado; en contraste, el virus de alta patogenicidad tiene la capacidad de traspasar barreras, difundirse a la sangre y dañar todos los tejidos del ave, con fundamento en este principio, se realiza la prueba de Índice de Patogenicidad (IPIV) como prueba confirmatoria de patogenicidad. Las variaciones de los antígenos principales H y N son las causas de los cambios en la epizootiología de la influenza tipo A. 6 �Resistencia La resistencia de los virus aviares de la influenza en el medio ambiente es escasa. Los rayos ultravioletas los inactivan rápidamente. Son sensibles a pH ácidos, y relativamente estables sólo con valores de pH comprendidos entre 6 y 8. Las temperaturas 60°C anulan con gran rapidez su contagiosidad; para su inactivación pueden aplicarse 56°C/3 horas o 60°C/30 min. Los virus de la influenza son sensibles a los desinfectantes viricidas tales como agentes oxidantes y disolventes de lipídicos, también se inactivan por la acción de la formalina y compuestos de yodo. La mayoría de los estudios sobre persistencia ambiental del virus de IA han sido llevados a cabo en América del Norte bajo condiciones climáticas frías, con los siguientes hallazgos:  Los virus de IA pueden sobrevivir en las heces por al menos 35 días a 4 º C. y en el medio ambiente del galpón por más de 5 semanas.  Los virus de IA pueden permanecer infectivos en el agua de los lagos por más de 4 días a 22 º C y más de 30 días a 0 º C.  El virus de patos salvajes naturalmente infectados se conserva infectante en las heces a 4°C durante 30 días y a 20°C durante 7 días.  Pueden vivir hasta 105 días en aguas de lagos donde las aves acuáticas están presentes.  La acidificación del agua de bebida potencialmente contaminada hasta un pH de 2.5 o clorinación, puede ayudar a minimizar la difusión de la enfermedad.  Los virus de IA pueden vivir hasta 10 horas en picaportes de puertas (u objetos inanimados) Virulencia La patogenicidad de los virus de IA es extremadamente variable y se basa tanto en las características del subtipo del virus, como del hospedador. A menudo se ha 7 �observado que un virus patógeno para una especie avícola no necesariamente lo es para otra. La característica de los virus de IA es su capacidad de mutación, de manera que subtipos no patógenos pueden convertirse en patógenos, de aquí surge la recomendación de la Organización Mundial de Sanidad Animal de incluir en la influenza aviar de los subtipos H5 y H7 en la lista de enfermedades de declaración obligatoria y no a todos los casos en los que se detecte virus de otros subtipos. Cuadro clínico El período de incubación de la influenza aviar de alta patogenicidad (IAAP) es en promedio de tres días (con un rango de 24 horas a siete días). Según el Código Sanitario para los Animales Terrestres de la OIE, el período de incubación de la influenza aviar altamente patógena es de 21 días. Los signos y síntomas son muy variables. Las aves enfermas pueden reflejar alteraciones en el sistema respiratorio, digestivo, reproductor y nervioso. Los signos más frecuentes son: disminución de la actividad locomotriz, reducción del consumo de alimentos, emaciación, problemas respiratorios incluyendo tos, estornudo, estertores, plumaje erizado, edema de la cabeza y cara, cresta y barbillas cianóticas y en ocasiones necróticas, desórdenes nerviosos, diarrea y en gallinas disminución de la postura. Las lesiones pueden ser muy variadas, desde la enfermedad hiperaguda con ausencia casi total de signos o lesiones, pero altamente mortal, hasta las epizootias caracterizadas por una enfermedad leve con baja mortalidad. En las aves domésticas, especie gallus-gallus, podemos encontrar:  Congestión grave de la musculatura  Deshidratación  Edema subcutáneo de la cabeza y del cuello  Secreciones nasal y oral 8 � Congestión grave de la conjuntiva, a veces con petequias  Exudación mucosa excesiva en el lumen de la tráquea o traqueítis hemorrágica grave.  Petequias en el interior del esternón, en la grasa serosa y abdominal, en las superficies serosas y en la cavidad corporal.  Congestión renal severa, a veces con depósitos de urato en los túbulos.  Hemorragias y degeneración de los ovarios y exudación en el oviducto.  Hemorragias en la superficie de la mucosa del proventrículo, particularmente en la unión con la molleja.  Hemorragias y erosiones de la mucosa de la molleja.  Focos hemorrágicos en los tejidos linfoides de la mucosa intestinal. En los pavos, las lesiones son similares a las de las gallinas, pero pueden ser menos marcadas. Los patos infectados por IAAP excretan el virus pudiendo no presentar ningún signo clínico o lesiones. Reservorios Los virus de la influenza aviar están difundidos en el ámbito mundial en muchas especies de aves silvestres sin provocar en ellos enfermedades. Corresponde dar particular importancia a las aves acuáticas silvestres, aves del orden anseriforme (patos, gansos y cisnes) y aves del orden Charadriiformes (chorlos, playeros, gaviotas, etc.), en las cuales los virus se multiplican en tracto digestivo, para ser expulsados con las heces y difundirse ampliamente en el medio ambiente acuático. También los patos domésticos pueden estar infectados en forma inaparente con virus de la influenza, y contagiar a otras especies de aves domésticas. 9 �Transmisión La principal fuente de contagio es el animal infectado que elimina el virus con las heces, pero también con otras excreciones y secreciones. Estas secreciones pueden contaminar las jaulas, los implementos, la ropa y el calzado de las personas, los vehículos, los equipos mecánicos de recolección de huevos, etc. que se transforman en los principales elementos diseminadores de la enfermedad. Apenas tiene importancia el contagio vertical. En los primeros brotes es difícil descubrir cuál fue la fuente de contagio; es frecuente responsabilizar entonces de ello a aves silvestres. Potencialidad zoonótica Normalmente, las cepas de influenza aviar infectan sólo a las aves. Sin embargo, desde el año 1997 se han registrado infecciones en personas a partir de virus de las aves de alta patogenicidad de los subtipos H5N1, H7N7 y H9N2, que han producido enfermedad de gravedad variable incluida la muerte de algunas personas. Para llegar a infectarse una persona debe tener contacto directo y estrecho con aves enfermas o sus secreciones, por lo que generalmente se considera una enfermedad ocupacional que afecta a personal vinculado con la industria avícola: veterinarios, granjeros, operarios de plantas, etc. En la mayoría de los casos la infección en personas con los virus de influenza aviar de alta patogenicidad provoca una conjuntivitis sin afectación general. Resultados de la vigilancia en humanos han identificado a los subtipos H2, H5, H6, H7 y H9 de la influenza tipo A como muy probables de transmitirse a los seres humanos. Solo grandes epidemias de influenza aviar de alta patogenicidad, con diseminación masiva de virus al medio y deficientes medidas de higiene, aumentan la posibilidad de exposición a las personas y consiguientemente la infección. Esto a su vez aumenta las posibilidades de intercambio génico entre virus de influenza humanos y animales. Esto puede ocurrir cuando los huéspedes (animal/humano) están coinfectados simultáneamente con ambos virus de influenza. Cuanto más frecuentes sean las coinfecciones mayor será la probabilidad de que surjan nuevos subtipos virales con características genéticas que permitan la transmisión eficiente de persona a persona. Las técnicas de diagnóstico molecular que hoy se emplean, 10 �permiten identificar el origen de los virus, comprobándose que cada especie que ha sido infectada ha dejado un rastro en el genoma viral. Población hospedadora Se estima que en el mundo existen 20.000 millones de aves migratorias pertenecientes a 10.000 especies de las cuales el 50 % migra. Las aves se distribuyen dependiendo de la especie y del hábitat que requieren. En estos sitios permanecen por un período de seis meses alimentándose lo mejor posible para emprender el viaje de regreso. Gallinas, pollos y pavos son las especies de aves más vulnerables a la infección, por lo que en ellas provocan morbilidad y mortalidad muy elevadas. Con menor frecuencia e intensidad enferman los patos. También son susceptibles otras especies de aves domésticas, como codornices, faisanes y pintadas; menos susceptibles parece ser los gansos y las palomas. El mismo virus puede transmitirse desde una especie de ave a otra, pero sólo rara vez provoca en ambas enfermedad de la misma gravedad. Los conocimientos sobre la inmunidad en la influenza aviar clásica son escasos, puesto que los animales suelen morir o son sacrificados. Las cepas de virus poco virulentas y los virus vacunales inactivados generan una inmunidad que, sin embargo, protege sólo contra el mismo subtipo. Las aves inmunizadas pueden enfermarse, sin embargo los signos y lesiones que desarrollan son menos graves así como también es menor la cantidad de virus que excretan y diseminan en el medio ambiente. Hay indicios de que ciertos animales excretan el virus todavía algunas semanas después de superar la enfermedad. Si las aves se crían en alojamientos abiertos y la zona es rica en humedales, resulta posible el contacto con aves silvestres, y con ello la infección de las aves de corral. 11 �Diagnóstico Debido a la variabilidad de los signos clínicos, el diagnóstico clínico solo puede ser considerado presuntivo. El diagnóstico definitivo debe ser realizado en el laboratorio mediante la utilización de pruebas serológicas, muestra se considera positiva virológicas y moleculares. La cuando se realiza el aislamiento viral y la identificación y caracterización del virus conociendo el subtipo H y N y la prueba de Índice de Patogenicidad Intravenosa (IPIV), que informa si se trata de un virus de alta (VIAAP) o baja (VIABP) patogenicidad. Los siguientes signos clínicos ayudan al diagnóstico:  Depresión severa e inapetencia  Marcada disminución de la producción de huevos  Edema facial con crestas y barbillas tumefactas y cianóticas  Hemorragias petequiales en las superficies de las membranas internas  Muerte súbita (la mortalidad puede alcanzar 100%) Diagnóstico diferencial IAAP: Enfermedades respiratorias, especialmente cólera aviar agudo. Enfermedad de Newcastle, patógena. Laringotraqueítis infecciosa aguda. Intoxicaciones varias. IABP: Newcastle lentogénica. Laringotraqueítis infecciosa. Bronquitis Infecciosa. Micoplasma. Prevención y profilaxis Las medidas de prevención se centran en las prácticas de manejo y las medidas de bioseguridad tendientes a evitar la introducción de la enfermedad y su diseminación. Las aves silvestres son causa potencial de posibles infecciones para las aves domésticas. 12 �Cuando la infección es producida por virus de baja patogenicidad, los esfuerzos deben estar orientados a contener el problema en su forma original, para evitar la conversión a formas más patógenas del virus. En este sentido, las granjas o zonas en cuarentena, son esenciales para evitar la diseminación del virus y así evitar dar lugar a la conversión. En los países en los cuales la IA nunca ha sido detectada, la aparición de formas no patógenas debe ser evaluada, en cuanto la misma es potencialmente una posibilidad de aparición de las formas muy patógenas Si el problema es causado por virus de alta o de baja patogenicidad de declaración obligatoria el enfoque debe ser hacia la erradicación, por medio del sacrificio, la despoblación, desinfección y limpieza de las instalaciones y el control epidemiológico con personal calificado de la zona afectada. Las vacunas monovalentes y polivalentes tienen la capacidad de proteger contra la mortalidad y la morbilidad. Estas vacunas reducen la severidad de la enfermedad y la diseminación del virus, pero éste no se eliminará de la población avícola. Policía sanitaria Esta enfermedad se encuentra incorporada al grupo de enfermedades a que se refiere el Artículo 4° de la Ley N° 3959 de Policía sanitaria de los animales, y por lo tanto son de aplicación para ella las regulaciones previstas en esa Ley, entre las que se incluye la denuncia obligatoria, interdicción preventiva ante la presencia de sospechas o casos de IA y otros. 13 �CAPÍTULO 1 ACCIONES Y PROCEDIMIENTOS ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACIÓN DE ENFERMEDAD Procedimiento ante la sospecha de enfermedad El sistema de registro y notificación de enfermedades denunciables de los animales es de aplicación obligatoria en todo el territorio de la República Argentina. El Senasa, es la autoridad de aplicación del sistema. La base normativa de la notificación de enfermedades está fundada en las Resoluciones Senasa Nº 422/2003 y 540/2010, las cuales dan lugar a la notificación de sospechas y su correspondiente investigación epidemiológica hasta la confirmación o no de la enfermedad sospechada. El sistema se activa con la denuncia de un productor, veterinario privado, transportista, etc., en una Oficina Local preferentemente de la jurisdicción en donde se encuentra el predio con el o los animales sospechosos. La denuncia de una presunción de enfermedad es registrada en la oficina local con una planilla de "Registro de enfermedad denunciable de los animales", llenando en forma completa los datos requeridos. Dentro de las DOCE (12) horas de registrada una denuncia, el veterinario local deberá proceder a cumplimentar la Intervención Sanitaria en el predio denunciado, protocolizando dicha visita de acuerdo al formato establecido en la Resolución Senasa Nº 540/2010. El Senasa implementará rápidamente acciones tendientes a confirmar o descartar la presencia de actividad viral. Entre estas actividades se incluyen: 1. Interdicción del establecimiento afectado y de los establecimientos vecinos que por razones geográficas o de contacto se justificare y comunicación al propietario y/o responsable mediante acta. 2. Censo de todas las aves del establecimiento o local por categoría (identificando el número de aves halladas vivas, muertas y enfermas) e identificación y censo de otras especies animales presentes en la explotación. 14 �3. Toma de muestras y envío al laboratorio oficial del Senasa de acuerdo a las normas técnicas que se detallan en el capítulo 9 del presente manual. En todos los casos, las muestras deberán ser acompañadas del protocolo de sospecha de enfermedad denunciable (Resolución Senasa N° 540/2010) y de un informe de la investigación realizada en terreno, así como de las medidas de control a las que fueron sometidos los animales afectados durante dicha investigación (cuarentena, prohibición del movimiento, disposición de cadáveres, etc.). La información deberá ser remitida a la Dirección de Epidemiología y Análisis de Riesgo (DEyAR) con copia al Programa de Sanidad Aviar. 4. Aislamiento de todas las aves de manera de garantizar que no tomen contacto con otras aves. 5. Prohibición de la salida de aves que se encuentran en el establecimiento y del ingreso de otras aves al mismo. 6. Los movimientos o traslados de personas, otras especies animales, vehículos, alimentos, residuos o cualquier elemento capaz de transmitir la enfermedad, estarán subordinados a la autorización de la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA) o a las personas que el Senasa designe. 7. En caso de detectarse el tránsito de aves susceptibles a IA, productos o subproductos de aves, sin la autorización correspondiente, serán considerados de tránsito ilegal y de alto riesgo sanitario; realizándose en forma inmediata su decomiso y posterior sacrificio sanitario o destrucción, sin tener derecho el titular de los mismos a indemnización alguna. 8. Desinfección de las entradas y salidas del establecimiento y de las instalaciones que se encuentren en el mismo con los desinfectantes autorizados oficialmente para tal fin. 9. El Senasa mantendrá, integrará y operará el Dispositivo Nacional de Emergencia de Sanidad Animal establecido por Resolución Senasa N° 779 del 26 de julio de 1999, y expedirá las normas oficiales que establezcan las medidas de seguridad que deberán aplicarse al caso particular en el que se diagnostique la presencia de una 15 �enfermedad o plaga exótica de los animales. Estas medidas se cumplirán hasta que se garantice la ausencia de enfermedad por métodos clínicos y de diagnóstico de laboratorio. Procedimientos ante la confirmación del foco Si se confirmara por las pruebas de laboratorio un foco de influenza aviar de notificación obligatoria, se implementaran procedimientos destinados al control y rápida erradicación de la enfermedad, para lo cual se combinan diferentes estrategias: 1. Se activa el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias (Sinaesa) según la Resolución Senasa N° 779/99, lo que implica la reunión de sus integrantes, la comunicación interna y externa del alerta a fin de que se extremen las medidas de vigilancia en todo el país y que se implementen las medidas sanitarias correspondientes. 16 �El Sinaesa actúa a dos niveles: 1.1. Nivel central: define políticas y estrategias.  Declara el estado de Emergencia Sanitaria Nacional  Activa el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias  Comunicación oficial (Entidades agropecuarias, industria, países vecinos y con relación comercial, Organismos internacionales) 1.2. Nivel regional.  Equipos Regionales de Emergencias Sanitarias. 2. Delimitación de tres zonas: Zona de foco: comprende el establecimiento afectado (puede involucrar más de uno). Zona de perifoco: de un radio mínimo de TRES (3) kilómetros, alrededor de la zona de foco. Zona de vigilancia: de un radio mínimo de SIETE (7) kilómetros, alrededor de la zona de perifoco. A continuación se describen las medidas que se deben aplicar según la zona: En la« zona de foco» se aplicarán las siguientes medidas:  Continúa la interdicción del predio, establecido durante la sospecha de la enfermedad.  Conformación de un equipo de trabajo encargado de realizar las tareas de la vigilancia epidemiológica, de acuerdo a las pautas técnicas que se indican en el capítulo 2 del presente Manual.  Sacrificio sanitario in situ de todas la aves del establecimiento (ver capítulo 4). 17 � Destrucción y enterramiento de cadáveres, huevos, restos de alimentos, cama usada, guano, etc. (ver capítulo 4).  Limpieza y desinfección de las instalaciones y sus alrededores, implementos, vehículos de transporte y de todo material que pueda estar contaminado utilizando para tal fin técnicas y desinfectantes autorizados oficialmente y los procedimientos que se detallan en el capítulo 5 del presente Manual.  Vacío Sanitario de un período de espera o vacío sanitario de 21 a 30 días por lo menos.  Centinelización se instalarán en los galpones o predios lavados y desinfectados, aves centinelas, para lo cual se deberá proceder de la forma que se describe en el Capítulo 8 del presente Manual.  Investigación epidemiológica: el Senasa garantizará que se realice la investigación epidemiológica correspondiente a fin de establecer el origen de la infección inicial y detectar una posible difusión de la enfermedad, indagando, el tiempo transcurrido desde el ingreso del agente etiológico hasta la aparición de los signos, los posibles contactos establecidos entre las aves afectadas y otras y/o personas, movimientos registrados en los establecimiento. Información a recabar con el fin de extremar las medidas de control y prevenir la difusión de la enfermedad. La investigación epidemiológica se deberá realizar siguiendo los principios técnicos que se detallan en el capítulo 3 del presente Manual.  Vacunación: el Senasa evaluará la necesidad de implementar un plan de vacunación de las aves de corral u otras, en explotaciones o locales que se encuentren o no en las zonas afectadas. De adoptarse como medida de control, la vacunación contra influenza aviar, la misma se realizará con las vacunas autorizadas por el Senasa y exclusivamente bajo la supervisión del mismo, utilizando registros de vacunación y documentación mediante actas.  Comunicación a la OIE y a los países de la región: la Dirección Nacional de Sanidad Animal del Senasa efectuará las comunicaciones correspondientes dentro de los plazos determinados a la Organización Mundial de Sanidad Animal, a todos 18 �los países y particularmente a los estados miembros del Mercosur y a la República de Chile, las novedades registradas en la República Argentina referentes a la influenza aviar de declaración obligatoria y a la evolución de las mismas mediante un informe técnico completo y detallado sobre los hechos registrados y las medidas implementadas. En la «zona de perifoco» se aplicarán las siguientes medidas:  Localización y censado de todas las explotaciones avícolas, incluidos los predios de aves de traspatio.  Inspección clínica de las aves y vigilancia epidemiológica de todos los establecimientos/predios de aves de la zona.  Desinfección adecuada de todas las entradas y salidas de esos lugares.  Los movimientos de aves (para faena o cría) y huevos (para consumo o incubación) se realizarán únicamente bajo la autorización del Senasa, por lo que se establecerá un control de tránsito dentro de la zona.  Se deberá proceder a faena controlada, con la correspondiente identificación de la carne procedente de las mismas.  El transporte de aves de un día o huevos para incubación, se realizarán de preferencia a establecimientos dentro de la zona de perifoco o de vigilancia o a un establecimiento con control oficial.  El transporte de huevos para consumo, se realizarán preferiblemente a un establecimiento elaborador de ovoproductos o deberán ser identificados para su comercialización previa desinfección de los mismos.  En caso de ser necesario se implementará el sacrificio de las aves.  Estará prohibida la realización de ferias, exposiciones o mercados en los cuales se concentren aves domésticas u otras.  No habiéndose registrado otras novedades, las medidas en la «zona de perifoco» 19 �se mantendrán durante 21 días como mínimo a partir del día en que finalizó la desinfección del establecimiento afectado. Luego de este período la zona de foco pasará a formar parte de la «zona de vigilancia». En la «zona de vigilancia» se dispondrán las siguientes medidas:  Localización y censado de todas las explotaciones avícolas o locales en los que se encuentren aves.  Inspección clínica y vigilancia epidemiológica en determinados establecimientos/predios de aves de la zona  Control de los desplazamientos y traslados dentro y fuera de la zona.  En lo referente a las aves que se trasladen a faena, y a los huevos para incubación, podrán ser trasladados con autorización del Senasa, con identificación de las carnes y desinfección de los huevos, previo al traslado.  Los huevos para consumo podrán ser transportados a un establecimiento elaborador de ovoproductos o deberán ser identificados para su comercialización previa desinfección de los mismos.  Estará prohibida la realización de ferias, exposiciones o mercados en los cuales se concentren aves domésticas u otras.  De no haberse registrado novedades, las medidas adoptadas en la «zona de vigilancia», se mantendrán durante un período de 30 días como mínimo, a partir de haber se realizado la desinfección en el establecimiento infectado. 20 �3. Recuperación del estatus de “libre” De acuerdo a lo dispuesto por el Código Sanitario para los Animales Terrestres de la OIE en el artículo 10.4.3, si se detecta la presencia de infección en aves de corral, el país, la zona o el compartimento libre hasta entonces de la influenza aviar podrán recuperar su estatus sanitario: a. En el caso de infección por los virus de la influenza aviar de alta patogenicidad, tres meses después de haber aplicado medidas de sacrificio sanitario (que incluyan la desinfección de todas las explotaciones afectadas), siempre y cuando se haya ejercido una vigilancia acorde con los artículos 10.4.27. a 10.4.33. durante ese período de tres meses. b. En el caso de infección por los virus de la influenza aviar de baja patogenicidad, podrán sacrificarse las aves de corral para consumo humano a condición de que reúnan las condiciones descritas en el artículo 10.4.19. o podrán aplicarse medidas 21 �de sacrificio sanitario, pero en ambos casos: tres meses después de la desinfección de todas las explotaciones afectadas, siempre y cuando se haya ejercido una vigilancia acorde con los artículos 10.4.27. a 10.4.33. durante ese período de tres meses. 22 �CAPÍTULO 2 VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA Introducción La vigilancia epidemiológica se deberá organizar en forma inmediata y simultáneamente con las tareas tendientes a la erradicación, las actividades de la vigilancia epidemiológica. En la zona del perifoco la vigilancia epidemiológica se realizará en todos los establecimientos/predios de aves de la zona, en cambio, en la zona de vigilancia se planificará dependiendo de la situación. La vigilancia epidemiológica tiene como objetivos principales: a. Determinar e identificar los establecimientos o predios que se encuentran involucrados en el foco. b. Determinar el grado de compromiso con la enfermedad en cada uno de estos establecimientos de acuerdo a la existencia en los mismos de aves que han estado expuestas, aves con signos de enfermedad o aves que resultan positivas a las pruebas diagnósticas. c. Evaluar de acuerdo a la información que proceda de esta vigilancia el grado de dispersión de la enfermedad, para controlarla y prevenir una difusión aún mayor. d. Registrar las características del foco y las acciones llevadas a cabo con el fin de crear un antecedente ante futuros nuevos eventos. El responsable del equipo de vigilancia, deberá prever de acuerdo a la cantidad de establecimientos poseedores de aves, existentes en la zona, la conformación de un equipo de profesionales y técnicos, que deberán organizarse en grupos que puedan operar respetando extremas medidas de bioseguridad y la mejor eficiencia en cuanto a evitar el ingreso innecesario de personas en lugares contaminados. La vigilancia epidemiológica comprende las tareas de encuesta epidemiológica y muestreo de aves. 23 �Encuesta epidemiológica La encuesta deberá considerar en cada caso obtener la información anamnésica de cada establecimiento, que deberá realizarse bajo conceptos generales y teniendo en cuenta los aspectos propios de la actividad avícola que se detallan en el Capítulo 3 del presente Manual. NOTA: además de la encuesta, se debe solicitar un informe semanal de todos los datos productivos y sanitarios de los establecimientos ubicados dentro de la zona de contingencia. Muestreo de aves El muestreo se lleva a cabo para evaluar la situación de la enfermedad y poder detectar casos no identificados mediante la clínica. Para realizar el muestreo de las aves se deberá optar por un diseño estadístico, que considere las características de la población avícola en la zona, determinando las subpoblaciones susceptibles (aves industriales, aves de traspatio, aves ornamentales, otras especies de aves de corral, otras especies animales susceptibles, etc.) y los tipos de explotaciones avícolas existentes (parrilleros, ponedoras, reproductoras, recrías u otras). A partir de esta información se deberá establecer la unidad epidemiológica para el muestreo, para lo cual también se considerará la existencia de sistemas productivos con una sola edad o múltiples edades, la posible existencia de núcleos de reproducción o de barreras sanitarias naturales o artificiales existentes y los niveles de bioseguridad que se aplican en la zona y que puedan influir en el criterio de la unidad epidemiológica asignada para el muestreo. De esta información surgirá el criterio de tomar como unidad epidemiológica el galpón, la granja, el gallinero o predio. A efectos del muestreo en establecimientos industriales podrá considerarse como unidad epidemiológica para el muestreo la granja, constituido por uno o más galpones, que alojen aves de una misma especie, con un manejo sanitarioproductivo y medidas de bioseguridad comunes. O bien se podrá considerar, de acuerdo a lo señalado anteriormente como unidad epidemiológica a los galpones (ej. 24 �en núcleos de reproducción), siendo aquellos que alojen un número variable de aves de la misma edad y una misma condición productiva. El tipo de pruebas de laboratorio que serán empleadas para el procesamiento de las muestras y la sensibilidad y especificidad de las mismas, también deberá ser contemplado para establecer el tipo y el tamaño de la muestra a extraer. El muestreo serológico deberá tener una frecuencia no menor a 7 días y no mayor a 15 días. En todos los casos el diseño empleado deberá considerar trabajar con un nivel de confianza del 95 % como mínimo y con una prevalencia estimada no mayor al 5%. Además, como una variante del diseño, podrán incluirse características epidemiológicas de los establecimientos consideradas de riesgo para el contacto con el virus, con el fin de realizar un muestreo dirigido. 25 �CAPÍTULO 3 INVESTIGACIÓN EPIDEMIOLÓGICA En todos los casos en que en una explotación avícola se sospeche, notifique o compruebe la existencia de influenza aviar de declaración obligatoria, se realizará una investigación epizootiológica exhaustiva para determinar, en la medida de lo posible, el origen y la dispersión del agente y prevenir brotes adicionales. El veterinario local del Senasa será el responsable de realizar una encuesta epizootiológica inicial con la confección del Protocolo de Enfermedad Denunciable que se anexa en el presente Manual, el que enviará en el menor tiempo posible a la Dirección Nacional de Sanidad Animal. Los objetivos principales de la encuesta epizootiológica son: a. Confirmar la sospecha de IA de declaración obligatoria. b. Detectar las fuentes de contaminación o exposición y el posible origen de la enfermedad. c. Estimar el período de tiempo en el cual pudo estar presente la enfermedad. d. Establecer las posibles contaminaciones y nuevos lugares de riesgo considerando los movimientos de animales, personas y vehículos. e. Localizar estos nuevos lugares de riesgo y proceder a su investigación. f. Evaluar de acuerdo a la situación, las posibilidades de implementación de vacunación. A modo de guía se establecen las pautas generales para la realización de una encuesta epizootiológica detallada: 1. Datos generales de la explotación, a consignar:  Los datos del establecimiento.  El tipo de explotación y tipo de producción. 26 � Los datos particulares del titular, encargado o propietario de las aves.  La especie de ave, edad, categoría existente y origen de las mismas.  Las características de la explotación avícola. 2. Anamnesis y datos clínicos, a consignar:  El número total de aves, el número de aves enfermas y muertas según especie y categoría.  Los días transcurridos desde inicio de primeros signos clínicos.  Los signos clínicos.  Los porcentajes de mortalidad previos a la ocurrencia de la enfermedad.  Los tratamientos efectuados (detallar motivos, los productos utilizados, la vía de administración, la dosificación, los resultados, el o los administradores, etc.)  Las vacunaciones aplicadas (detallar la vacuna utilizada, la vía de administración, el o los administradores, etc.) 3. Datos de las explotaciones avícolas o tenedores de aves en proximidad a la explotación investigada, consignar:  La existencia de otras explotaciones avícolas y la distancia aproximada.  La presencia de aves enfermas o muertas.  La existencia de lagunas, humedales, cotos de caza u otros lugares de concentración de aves silvestres, especialmente aves acuáticas migratorias y eventos relacionados con mortandad en dichas aves. 4. Determinar movimientos de animales, personas, vehículos y maquinarias. a. Movimiento de animales, investigar:  La entrada y salida de aves dentro de los 30 días previos al inicio de signos 27 �clínicos (detallar la fecha, la cantidad, el origen o destino).  La entrada y salida de otras especies animales dentro de los 30 días previos al inicio de los signos clínicos (detallar la fecha, la cantidad, el origen o destino). b. Movimientos de personas, investigar:  Las visitas a la explotación durante los 30 días previo al inicio de signos clínicos.  Si hubieron personas trabajando en la explotación relacionadas o no, en forma directa con las aves (veterinarios, supervisores o recorredores, albañiles, personal de empresas de desinfección, vacunadores, repartidores de gas, repartidores de alimentos, etc.). Las visitas del personal de la explotación a otras explotaciones avícolas durante los 30 días previo al inicio de signos clínicos. c. Movimientos de vehículos y maquinarias, investigar:  Los vehículos que han ingresado en la explotación durante los últimos 30 días, detallando fecha de ingreso, origen, motivo de ingreso, etc. (tener en cuenta vehículos de entrega/retiro de alimento, de cama de galpón, guano, gas, etc.)  Si se compartió maquinaria o alimentos con otras explotaciones. Se podrá considerar como una guía las preguntas que se adjuntan en el Informe de investigación del capítulo 11 del presente Manual. 28 �CAPÍTULO 4 SACRIFICIO SANITARIO Y ELIMINACIÓN Sacrificio sanitario La legislación del Senasa establece que la erradicación de la influenza aviar de declaración obligatoria debe realizarse mediante el sacrificio sanitario obligatorio de las aves enfermas o sospechosas y sus contactos, y su posterior eliminación, con el fin de detener la replicación del virus y evitar la difusión de la enfermedad. Dado que no siempre la enfermedad cursa con alta mortalidad, esta medida deberá aceptarse como imprescindible para controlar la diseminación del virus en el caso de presentación de un brote de influenza aviar de baja patogenicidad de declaración obligatoria (H5/H7). Los criterios principales, para el sacrificio, en términos de bienestar animal, son que el método sea indoloro, consiga una rápida inconciencia y muerte, requiera una mínima inmovilización, evite la excitación, sea apropiado para la especie, sea irreversible y minimice el estrés animal. El método de sacrificio debe garantizar la seguridad de los operarios, así como de otras especies animales que se encuentren en la explotación y no debe tener consecuencias adversas sobre el medio ambiente. Se deberá fijar una zona buffer externa y comenzar allí con el sacrificio, de afuera hacia adentro para evitar diseminaciones de la epizootia durante el proceso. El sacrificio sanitario se realizará lo más rápido posible (24 – 48 hs.) luego de la confirmación de la enfermedad y dentro de la misma explotación infectada o lo más cerca posible. Los propietarios de los animales, objetos y construcciones que el Senasa mande a sacrificar o destruir en virtud de la autorización que la Ley Básica de Policía Sanitaria de los Animales Nº 3.959 le confiere, tendrán derecho a exigir una indemnización según lo establecido por esta Ley en sus artículos 24 a 28. 29 �Consideraciones previas al sacrificio Para la correcta ejecución del sacrificio es esencial planear previamente las actividades teniendo en cuenta el método más adecuado, según las características del establecimiento y de las aves a ser sacrificadas. La planificación de las actividades deberá realizarse teniendo en cuenta:  La ubicación de la explotación o predio.  La distancia desde el galpón a otros edificios (viviendas, otras granjas).  El acceso a las instalaciones que permitan la entrada de maquinaria.  Las especies, el tamaño y el número de animales presentes en la explotación.  El sistema de producción existente (a piso, a jaula, semi-intensivo, u otro).  Los detalles estructurales del galpón (cerrado, abierto, presencia de subdivisiones o separaciones del galpón, sistema de ventilación, tipo y características de las aberturas, volumen total del galpón).  El acopio del material necesario (abastecimiento de CO2 u otro, material para el sellado de aberturas, disponibilidad de contenedores aptos para la inundación con gases, maquinaria, ropa protectora, equipos de limpieza y desinfección, etc.).  La determinación de personal suficiente y operarios especializados. Métodos para el sacrificio de aves El Senasa determinará para cada caso los procedimientos de sacrificio que correspondan aplicar, pudiéndose implementar también la matanza por faena sanitaria, según las condiciones prácticas que se detecten, el número y especies de animales afectados y la patogenicidad del subtipo viral encontrado. Por lo tanto no se considera definitiva la lista de los procedimientos posibles enumerados a continuación. Son factibles los siguientes métodos químicos y físicos para sacrificio de aves: 30 �1. Gasificación con dióxido de carbono (CO2) 2. Sistema de espuma de alta hermeticidad. 3. Dislocación cervical. 4. Electrocución. 5. Gasificación con nitrógeno o argón. 6. Gasificación con mezclas de gases. 7. Agentes inyectables. 8. Gasificación con monóxido de carbono (CO). 9. Gasificación con ácido cianhídrico (HCN). A continuación se describirán los primeros cuatro métodos de sacrificio: 1. Gasificación con dióxido de carbono (CO2) Siempre que sea posible se utilizará, preferentemente, el sacrificio de las aves mediante gasificación con CO2. Este método de eutanasia para aves es muy rápido y eficaz, fácil de utilizar y con riesgos mínimos para los operarios. El CO2 es un gas incoloro, no inflamable, no explosivo y que no genera efectos adversos al medio ambiente. A concentraciones superiores al 60% actúa como agente anestésico y produce depresión del sistema nervioso central con rápida pérdida de la conciencia y muerte. La bibliografía recomienda situar las aves en una atmósfera de CO 2 mayor al 70%, ya que pierden la conciencia muy rápido debido al efecto narcótico del gas. Sin embargo en condiciones prácticas parece ser suficiente la exposición a una concentración mínima del 55% al 60% del volumen del compartimiento. La concentración incidirá en la velocidad de muerte de las aves. 31 �En animales conscientes el CO2 al 100% puede causar grave disnea y angustia. Solo se recomienda su uso al 100% en pollitos de hasta 72 horas de vida, debido a que son más tolerantes al mismo. Si es posible se debe disponer de mecanismos por los cuales la concentración de CO2 se pueda medir rápidamente y con exactitud. Se debe tener la precaución de mantener su concentración constante por al menos 3 minutos, luego de 20 minutos de exposición al gas hay que asegurarse que los animales estén muertos. Los materiales necesarios para realizar este tipo de sacrificio son:  Tubo de CO2.  Válvula de doble manómetro.  Manguera de ½ pulgada.  Calentador.  Láminas de polietileno 200 micrones.  Media sombra. Se debe conocer con anterioridad cuáles son las empresas abastecedoras del gas y un volumen de gas estimado para solicitar el suministro necesario. En este último sentido es preciso que se calcule previamente el volumen (m 3) del compartimiento donde se sacrificarán las aves, siendo el volumen a gasificar igual a largo x ancho x altura x 0,55, o bien, largo x ancho x (altura de la cabeza del ave + aproximadamente 50 cm). La cantidad necesaria de CO2 en kg a solicitar es igual al volumen efectivo a gasificar x 2 (1 m3 ~ 1,9 kg CO2). Un tubo de 50 litros rinde aproximadamente para sacrificar entre 22.000 a 30.000 aves, dependiendo de la etapa reproductiva que se encuentre. Se debe tener presente que se requiere de una fuente de energía eléctrica de al menos 0,8 Kva. 32 �Las gasificaciones con CO2 pueden realizarse en el galpón donde se encuentran las aves o bien en contenedores externos; la elección depende en parte del sistema de producción de las aves (a piso, a jaula) y las características estructurales del galpón. 1.1. Gasificación con dióxido de carbono en el galpón Se puede utilizar este método en el caso de sacrificio de aves que son criadas a piso (por ejemplo pollos de engorde, reproductores, recría de gallinas de alta postura, etc.). En este caso se proponen dos métodos: a. Formando previamente corrales dentro del galpón o bien en galpones equipados con paredes ajustables, se deben forzar las aves hacia un lugar más restringido; luego deben encerrarse las aves bajo una tela plástica formado una cápsula lo más hermética posible, en donde se introduce el gas por medio de mangueras desde la parte inferior de la cápsula (el CO2 es un gas más pesado que el aire y tiende a acumularse en la parte inferior). b. Cerrar con telas plásticas las ventanas, puertas y otras eventuales salidas de aire, lo más herméticamente posible para minimizar la fuga del gas; y posteriormente introducir el gas mediante mangueras. Consecutivamente al sacrificio el personal especializado determinará la concentración de gas en el interior, para que comience la extracción segura de las aves. Los animales muertos deben ser humidificados mediante una fina neblina de agua y la recolección y eliminación posterior realizarse con la menor producción de polvo posible. Únicamente ingresará el personal necesario para el retiro de las aves y el número del mismo deberá ser reducido al mínimo. 33 �Pasos para el sacrificio y destrucción de cadáveres: Paso 1 Prepare una cámara virtual con láminas de polietileno de al menos 6 m de ancho. Utilizando 2 m de su ancho como piso, algunos operarios sostienen en alto las paredes de este túnel. Paso 2 Se hace entrar una cantidad de aves, que para 240 m 2 debería ser de 3.000 a 3.200 gallinas, se introduce una manguera de 30 m de largo perforada, que se encuentra conectada a la válvula de liberación de CO2. Se cubren las aves con la media sombra, para evitar la ruptura de la lámina de polietileno con las garras. Es muy importante sellar bien las uniones de las láminas de polietileno para que no se filtre el gas. Se debe indicar con color donde se encuentran las primeras perforaciones, para garantizar que las perforaciones se encuentren dentro de la cámara virtual. Paso 3 Se pliegan las paredes laterales, anteriores y posteriores de esta cámara virtual y se libera el gas durante aproximadamente 5 a 8 minutos, o el tiempo que sea necesario hasta evidenciar la muerte de todas las aves. Un equipo de sacrificio entrenado (6 a 8 personas) en un plantel industrial de aves, podrá sacrificar 30.000 aves para lo cual utilizará un tubo de gas. De acuerdo a estos parámetros se deberá definir un modelo que determine cuantos puntos de aplicación de gas se requieren, en función del rendimiento de cada uno. 1.2. Gasificación con dióxido de carbono en contenedores o receptáculos En el caso de aves criadas a jaula, se deben extraer de las mismas y colocarlas en contenedores. Antes de manipular a las aves se aconseja pulverizar agua sobre las jaulas para disminuir la producción de polvo y reducir el riesgo de dispersión del agente. 34 �Para este procedimiento se deberán utilizar contenedores provistos de tapas, los cuales se puedan cerrar en forma lo más hermética posible (pueden también usarse los acoplados de camiones para este fin). El CO2 es más pesado que el aire, por ello un llenado incompleto del contenedor puede evitar la exposición a los animales más altos o que se encuentran en la parte superior. En lo posible la cámara debe ser llenada previamente con CO2 hasta el 55 - 60% de su volumen antes de introducir los animales en ella. Los contenedores pueden así colocarse en un camión y ser transportados hasta el lugar escogido para su eliminación. Los camiones que contengan aves sacrificadas en caso de brote deberán vigilarse hasta el final de su recorrido. 2. Método de espuma de alta hermeticidad Es un método eficiente, que hace posible un sacrificio sanitario rápido y seguro para la erradicación de enfermedades, permite mejorar el bienestar animal durante el proceso de sacrificio sanitario y disminuye el riesgo potencial de exposición humana, debido que se requieren de 2 a 3 operarios. El proceso completo de despoblación toma entre dos y tres horas. Necesita grandes cantidades de agua para su utilización. Emplea una tecnología que combina el agua y espuma con burbujas de CO 2. La misma es efectiva solo para aves criadas en el piso y ha sido probada como un método de despoblación para: pollos, codorniz, patos y pavos, existiendo diferencias en el tiempo de deceso entre especies, siendo de aproximadamente 3 a 5 minutos en pollos y 10 minutos para patos y pavos. Las espumas a base de agua utilizadas para la despoblación deben ser de fácil disponibilidad, biodegradable, compatible con los métodos de eliminación de canales y de ningún riesgo para la salud humana. La aplicación debe realizarse de una manera que perturbe a las aves lo menos posible y evite el amontonamiento o el hacinamiento. 35 �La espuma se aplica al 1%, por lo tanto, si para 10 m2 se necesitan 160 a 180 litros de agua se utilizará de 1.6 a 1.8 litros espuma. Se debe considerar que para sacrificar pavos se debe utilizar el doble, debido a la altura a la que debe alcanzar la espuma. Los concentrados de espuma pueden usarse con agua potable, dura o salada, pudiendo haber diferencias de rendimiento, siendo el agua potable la recomendada. Los sistemas de suministro de espuma deben producir espuma que tenga la consistencia y densidad apropiadas para ocluir completamente la vía aérea superior de las aves domésticas; de modo que cuando se sumerge en la espuma, la oclusión de las vías respiratorias se produce de manera rápida y abrumadora, de modo que las aves no luchan indebidamente. En este momento, el tamaño de burbuja deseado de la espuma basada en agua usada para la despoblación de aves de corral no debe exceder 1,58 cm y preferiblemente debería ser menor. En sólo 15 minutos, la máquina elimina 15.000 pollos alojados en un galpón de 100 metros de largo por 12 de ancho. El equipo de sacrificio es conducido a la puerta del galpón. Se comienza a rociar espuma densa con altura ajustable. Cabe aclarar que no mata a las aves por contacto, no ahoga las aves y no desinfecta las aves. Produce un bloqueo del aire, por tal motivo la cabeza de las aves debe estar cubierta hasta la muerte. Para que el sistema funcione, debe haber una cobertura de 15 a 30 cm de espuma sobre las cabezas de las aves. La espuma a base de agua debe demostrar un tiempo de persistencia de no menos de 30 minutos (independientemente de las condiciones climáticas o la exposición solar) para asegurar que todas las aves han sido sacrificadas correctamente. En términos de tiempo hasta la muerte y porcentaje total de la población muerta cuando la espuma a base de agua es utilizado en cualquier tipo o edad de aves de corral, el sistema de espuma utilizado debe dar como resultado la muerte del 95% de las aves dentro de los 7 minutos o menos después de que las aves hayan sido completamente sumergidas en la espuma. 36 �3. Dislocación cervical Para la eutanasia de un número reducido de aves puede realizarse el sacrificio mediante la dislocación del cuello (utilizando pinzas de Burdizzo, tijeras o las manos). La pinza de Burdizzo tiene particular utilidad para el sacrificio de aves de corral con cuello fuerte (patos, gansos, etc.). La técnica consiste en separar el cráneo y el cerebro de la médula espinal aplicando una presión a la base posterior del cráneo. 4. Electrocución Es la técnica utilizada en plantas de faena, pero este sacrificio es realizado por unidades de matanza móvil, en caso de disponer con las mismas. Eliminación de cadáveres Existen varios métodos para eliminar las aves muertas, desechos y otros desperdicios. Preferentemente se debe proceder al enterramiento en el mismo establecimiento u otro lugar adecuado para este fin, aprobado por el Senasa. Cuando nos es posible o conveniente el enterramiento, la mejor opción es elaborar compostas o bien la incineración. Los huevos u otro material orgánico contaminante (guano, cama de galpón, restos de alimentos, productos, basura, etc.) deberán recogerse con cuidado a fin de que se elimine junto con las canales. 1. Enterramiento El enterramiento es el procedimiento más adecuado para la eliminación de animales y otros elementos de riesgo, ya que generalmente es cómodo, económico, rápido y seguro; sin embargo hay que considerar los siguientes factores en la toma de decisiones:  Los lugares para el entierro deberán contar con la aprobación de los reglamentos locales y oficiales encargados de la protección del medio ambiente. 37 � Disponibilidad del terreno para reducir al mínimo la distancia a través de la cual se transporta el material infectado, es apropiado que el enterramiento se realice en la misma granja.  Tipo de suelos (suelos rocosos pueden imposibilidad la actividad).  Profundidad del manto freático.  Presencia de tuberías de agua, gas, electricidad, drenaje, teléfonos u otras.  Disponibilidad de la máquina retroexcavadora, camiones de volteo, tractores, así como su accesibilidad al terreno  Presencia de corrientes de aguas como canales, arroyos, ríos u otros.  Posibilidad de inundación del terreno  Pendientes del suelo. Otra opción que podría resultar adecuada, es optar por un lugar de enterramiento común para varias granjas en una zona determinada. Para la construcción de la fosa debe usarse maquinaria pesada (camiones de volteo, tractores, excavadoras y retroexcavadoras), asimismo, antes de iniciar su construcción es importante considerar lo siguiente:  El tamaño será en base al número y peso de las aves  Para su llenado se debe calcular 600 kg/m3 de fosa.  La fosa no debe ser muy ancha (no más de 6 metros).  La fosa debe ser larga, con la posibilidad de irse rellenando por fracciones.  Es conveniente dejar un terraplén por el frente para que pueda ingresar el vehículo con los cadáveres o los residuos.  Se debe dejar un metro entre las aves sacrificadas y el piso superior (relleno). 38 � Se puede construir más de una fosa, previendo que no se cruce por alguna que esté llena. En las fosas se debe eliminar también restos de alimentos, excretas, huevos, basura y material que no garantice la desinfección. Para el cálculo del tamaño de fosa se deberá previamente calcular el peso del lote de aves que será preciso enterrar, el que a su vez depende del tipo de producción (pollos de engorde, reproductores pesados o livianos, gallinas de alta postura de huevos blancos o de color, u otras especies); y de la edad de las aves o semanas de cría, estos datos pueden ser provistos por el propietario, por técnicos especializados en avicultura o bien obtenerse de tablas. A modo de guía tener en cuenta que un kilo de peso tiene un volumen promedio de 0.06242 m3. El volumen de la fosa se deberá calcular multiplicando el valor anterior por el peso medio y la cantidad promedio de aves alojadas. Se recomienda cubrir la fosa con láminas geo textiles o nylon evitando la contaminación del manto freático, posteriormente colocar los cadáveres y cubrirlos con 40 centímetros de tierra, y colocar sobre la misma una capa uniforme de hidróxido de calcio [Ca (OH)] antes de terminar de llenar la fosa. También es conveniente evitar poner la cal directamente sobre los cadáveres porque retrasa y puede evitar su descomposición. Debido a la producción de gases por descomposición de los cadáveres se puede producir una considerable expansión del material enterrado por lo cual no se compactará asentará la tierra al recubrir la fosa, asimismo, para evitarlo se debe colocar tubos cribados para su ventilación. ATENCIÓN: en caso de usar como método de sacrifico la espuma, no colocar en la fosa de eliminación las aves junto al guano o cama debido al exceso de gas metano que produce, lo cual puede causar la explosión de la fosa. 39 �2. Incineración La incineración es el método menos recomendable para la eliminación de una gran cantidad de aves, principalmente por su elevado costo y por el tiempo que se requiere para hacerlos cenizas; sin embargo, si por alguna razón es necesario realizar este método, se debe considerar lo siguiente:  Aprobación de los organismos oficiales encargados de la protección medio ambiente  Disponibilidad de agua o material contra incendios.  El método no puede utilizarse en épocas de lluvias  Considerar la dirección de los vientos  Se requiere gran cantidad de combustible  Se requiere de un acomodo especial de los cadáveres para asegurar una buena incineración  Una inadecuada incineración incrementa el riesgo de escape de virus, al dejar cadáveres semiquemados.  Un error puede generar accidentes personales, locales o ambientales  Las cenizas tienen que enterrarse o llevarse a un relleno sanitario  El método provoca severa contaminación ambiental. Este método es adecuado al utilizarse hornos crematorios convencionales cuando se trata de pocas aves sacrificadas. 3. Compostaje El compostaje es un proceso de descomposición controlada de la materia orgánica. La descomposición ocurre en un ambiente aerobio en presencia de determinadas condiciones de pH, temperatura y humedad, en la cual microorganismos mesófilos y 40 �termófilos elevan la temperatura por un tiempo determinado permitiendo así la inactivación viral. Este método puede ser alternativo al enterramiento en sitios en que, por razones de legislación o alto nivel de las napas freáticas, no se permita el enterramiento. Para su planeamiento se deben considerar la disponibilidad de materiales necesarios para su realización (ej.: fuente de carbono como paja), su ubicación y el tiempo requerido para la inactivación viral a temperaturas adecuadas (15 días a temperaturas mayores a 62ºC). Se puede realizar luego una eliminación definitiva enterrando el compost. Eliminación de la cama, deyecciones de aves o productos avícolas La cama, las deyecciones, los huevos u otros deberán tratarse mediante un método idóneo para eliminar el virus. Dicho método deberá incluir una de las siguientes manipulaciones: 1. Se enterrarán con los cadáveres a una profundidad que impida el acceso a parásitos, aves silvestres u otros animales. 2. Se incinerarán o tratarán con vapor de agua a temperatura de 70 °C o mayor. 3. Se amontonarán y humidificarán (si resultara necesario para facilitar la fermentación), se cubrirán para mantener el calor de forma que se alcance una temperatura de fermentación mínima de 20°C y se mantendrán cubiertos durante 42 días. 4. En el caso de haber utilizado como método de sacrificio la espuma, la cama o guano debe enterrarse en forma separada de las aves sacrificadas. Medidas higiénico sanitarias que deben contemplarse en el sacrificio y eliminación La realización del sacrificio y la eliminación de los lotes afectados se realizarán bajo la supervisión del Senasa. 41 �Teniendo en cuenta que el hombre es el principal vehiculizador del virus entre granjas y sobre todo a grandes distancias, estas actuaciones exigen contemplar una serie de medidas higiénico-sanitarias destinadas a la eliminación efectiva del virus y a evitar su propagación, por ello es necesario que:  En el sacrificio y eliminación deben participar exclusivamente el número de personas necesarias para el mismo. Estando personal afectado únicamente a estas áreas, sin tener contacto con otras granjas avícolas.  Se disponga de un lugar de desinfección a la entrada y/o salida de la explotación para vehículos y calzados.  Todo el personal deberá utilizar ropa adecuada para tal fin, y todo el material descartable deberá ser eliminado en la misma explotación.  El material no desechable deberá desinfectarse en forma adecuada previo a ser retirado de la explotación.  Se mantenga una adecuada y estricta higiene de las manos y desinfección de botas, después del contacto con aves de corral o con superficies contaminadas. 42 �CAPÍTULO 5 LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN Procedimiento de limpieza y desinfección Las operaciones de limpieza y desinfección se llevarán a cabo bajo la supervisión del inspector veterinario del Senasa. Previo a la desinfección se informará al avicultor/propietario de las medidas de bioseguridad y protocolo de limpieza que se ha de efectuar. El personal que conforma el equipo de limpieza y desinfección deberá estar provisto de ropa protectora adecuada, en lo posible descartable y toda la ropa y calzado deberá ser limpiada y desinfectada al terminar el operativo y ser provisto de ropa y calzado limpio para salir del establecimiento. 1. Desinfección 1.1. Una vez extraídos los cadáveres, restos de alimentos o cualquier materia orgánica para su eliminación, se rociarán todas las superficies en las que hayan estado en contacto con las aves infectadas y las cercanas a los mismos, con desinfectantes autorizados por el Senasa. 1.2. El desinfectante deberá permanecer durante VEINTICUATRO (24) horas como mínimo. 2. Primera limpieza profunda y desinfección 2.1. Se realizará una limpieza profunda de las instalaciones con un producto desengrasante (detergentes u otros surfactante autorizados) y agua. Deberán preferentemente emplearse sistemas de limpieza a presión a fin de favorecer la eliminación de la suciedad adherida y agua caliente. 2.2. Se rociará nuevamente con desinfectante indicado, todas las superficies tratadas, y se dejarán transcurrir SIETE (7) días. 43 �2.3. Los implementos, bebederos, comederos, jaulas, nidos, incluyendo las dependencias ajenas como cuarto de baños, almacenes de alimentos y utensillos, depósitos de pienso, depósitos de agua de bebida, etc. deberán tratarse en forma similar con especial atención al uso de agua caliente o vapor a temperatura de 70°C o mayor. Aquellos implementos que se pudieran remover del galpón, se ubicarán en un lugar apartado y cubierto al amparo de otros animales o aves durante por lo menos 21 días. 2.4. Los desagües y conductos de evacuación, se llenarán con desinfectantes concentrados. 3. Segunda limpieza profunda y desinfección 3.1. Una vez transcurridos siete días, se realizará nuevamente otra limpieza profunda con un producto desengrasante y abundante agua y se rociará nuevamente con un desinfectante. 3.2. Luego de realizada la limpieza y desinfección se procederá a realizar un programa integrado de control de plagas (artrópodos y roedores), ya que los mismos pueden actuar como vectores mecánicos, mediante productos insecticidas y rodenticidas autorizados por el Senasa. Desinfectantes y productos químicos recomendados Los desinfectantes que pueden emplearse en el proceso de desinfección en brotes de IAAP recomendados para el virus de la influenza aviar son los agentes tensoactivos catiónicos (sales de amonio cuaternario 4%), agentes oxidantes (hipoclorito de sodio 2%, hipoclorito de calcio 2% y Virkon®), aldehídos (glutaraldehido 2%; formalina y gas formaldehído), ácidos (ácido cítrico 2%) y álcalis (hidróxido de sodio 2%, hidróxido de calcio 3%; carbonato de sodio 4%); fenoles sintéticos 2% y ácido cresílico 2%. Este listado no es definitivo y se podrán utilizar otros compuestos que determine oportunamente el Senasa. 44 �CAPÍTULO 6 MEDIDAS DE PROTECCIÓN PARA LOS TRABAJADORES Introducción Estas medidas son válidas para las actividades en las cuales los trabajadores entran en contacto directo con el virus de la influenza aviar altamente patógena. El contacto directo puede ocurrir en el manipuleo de aves enfermas o sospechosas o durante el desarrollo de actividades que impliquen el contacto con fluidos o excreciones de animales. Los animales infectados eliminan el virus con sus excreciones, y secreciones, particularmente la materia fecal es altamente infecciosa. El contagio en el hombre se puede producir tanto por vía aerógena como por contacto a través de las mucosas. Las actividades que implican un contacto directo con el virus de la influenza aviar altamente patógena son:  El manipuleo de aves enfermas o sospechosas en granjas avícolas.  La práctica de la medicina veterinaria, incluyendo el examen post mortem.  El sacrificio de aves.  La eliminación de carcazas.  Los trabajos de limpieza y desinfección de las granjas contaminadas. Por lo general se puede considerar a la influenza aviar de alta patogenicidad como una zoonosis de baja transmisibilidad. Medidas de protección para el contacto directo con aves enfermas o sospechosas Se han desarrollado una serie de recomendaciones debido a la detección de casos humanos asociados a la epizootia en aves de corral. Antes de ingresar a áreas avícolas y proceder a la manipulación de aves enfermas y sospechosas o materiales contaminados, así como en el sacrificio de los animales enfermos y en los trabajos 45 �de limpieza y desinfección, se deberá disponer de equipos de protección personal que serán utilizados durante toda la jornada de trabajo, mientras dure la exposición al riesgo y se quitarán al salir de las explotaciones y se desecharán en las mismas o guardarán en contenedores herméticamente cerrados de tal manera de permitir su posterior limpieza y desinfección en un lugar designado por el Senasa a tal fin. Se debe asegurar que todos los trabajadores tengan acceso a los Equipos de Protección Individual (EPIs) y a la información y capacitación para el uso de los mismos. Los componentes de un equipo de protección individual necesarios para una correcta protección son: 1. Protección corporal: ropas protectoras, preferiblemente mamelucos desechables con manga larga y ajustables en los extremos más un delantal impermeable. 2. Protección de cabeza con gorro desechable que cubra completamente los cabellos. 3. Protección de pies con botas de goma o poliuretano que puedan ser desinfectadas, y preferentemente cubre botas desechables. En el caso de visitas múltiples es obligatorio el uso de cubre botas desechables. 4. Protección de manos con guantes protectores desechables (de nitrilo o vinilo) o guantes de trabajo de goma resistente que puedan desinfectarse; para evitar dermatitis pueden usarse guantes de algodón por debajo de los guantes protectores. 5. Protección respiratoria mediante respiradores que cubran boca y nariz. En casos particulares se podrán requerir equipos de respiración autónoma. 6. Protección ocular por medio de anteojos protectores, que deben lavarse y desinfectarse después de su uso. El procedimiento de colocación y retirada del EPIs descripto a continuación se basa en las recomendaciones de la Organización Mundial de la Salud (OMS) con el fin de reducir al mínimo la posibilidad de auto-contaminación y auto-inoculación. Se han sugerido también otras alternativas válidas como la que propone el Centro de 46 �Control de Enfermedades de Atlanta (CDC) u otras recomendadas por los fabricantes. La secuencia de colocación del equipo es la siguiente: 1. Colocarse el mameluco descartable. 2. Colocarse los cubrebotas, sellar con cinta los extremos al mameluco, si es necesario. 3. Colocarse el protector respiratorio y verificar su ajuste. 4. Colocarse el gorro desechable. 5. Colocarse los anteojos protectores. 6. Por último, colocarse los guantes, por encima de las mangas de la bata. La secuencia de retirada del equipo es la siguiente: 1. Retirar los anteojos protectores. 2. Retirar el gorro. 3. Retirar la bata y cubrebotas. 4. Retirar los guantes protectores, y evitar el contacto de las superficies contaminadas con piel o mucosas. 5. Realizar un lavado higiénico de manos. 6. Retirar la mascarilla, tomándola desde las bandas elásticas, sin tocar la parte frontal. 7. Realizar otro lavado higiénico de manos. La higiene de las manos debe consistir en el lavado con agua y jabón por 15 a 20 segundos o el uso de otros procedimientos estándares de desinfección de las manos. 47 �Los EPIs desechables deben ser eliminados adecuadamente, disponiéndolos en bolsas plásticas y dentro de un recipiente con tapa y cuidando que no contaminen otros lugares. El dispositivo de plástico debe ser cerrado cuidadosamente antes de su eliminación. Los EPIs no desechables deben almacenarse en bolsas plásticas hasta su posterior limpieza y desinfección. Usar una muda limpia de ropa protectora en cada instalación visitada. Después de visitar una instalación afectada las personas no deben acudir a lugares de reunión pública (bares, restaurantes, etc.) sin haberse duchado, incluyendo lavado del pelo y cambiado de ropa. Protectores respiratorios Los protectores respiratorios son los únicos que han sido diseñados para proporcionar protección de las vías respiratorias a los trabajadores dado que poseen un filtro que impide la penetración de aerosoles del tamaño inferior a una micra y permiten un ajuste facial necesario para evitar la entrada de aire por los bordes laterales. Los protectores respiratorios de partículas N-95, N-99 y N-100, ofrecen un mínimo de eficiencia para filtrar el 95%, 99% y 99,97% de las partículas aéreas de una micra o inferiores respectivamente y con un ajuste facial adecuado (menos del 10% de fuga). El uso de los niveles de protección más altos deberá ser considerado en el caso de gran producción de aerosoles. Los protectores respiratorios pueden tener o no una válvula. Los protectores respiratorios con válvula, dejan pasar libremente el aire exhalado. 48 �Recomendaciones para el uso de protectores respiratorios Normas generales  Uso individual.  Mantener ajustado al marco facial.  Desechar cuando se observe roto, cuarteado, sucio o humedecido.  Luego de su uso, evitar manipular la parte exterior sin guantes y evitar el contacto con la cara. La mascarilla debe cubrir la boca y la nariz y estar sujeta de manera que prevenga la salida de aire por los lados. La colocación y retirada de los respiradores ha de ser cuidadosa: la correcta colocación del respirador comprende inicialmente el ajuste de las cintas alrededor de la cabeza, las cuales deben estar apretadas pero cómodas para el operario y se debe ajustar la varilla metálica alrededor de la nariz, de manera que se amolde al contorno facial y no haya fugas de aire. Posteriormente se puede realizar una prueba de ajuste perfecto: 1. Cubrir la mascarilla en su totalidad con las manos. Realizar una inspiración forzada con lo que la mascarilla debe deprimirse ligeramente (la tela del respirador se arrugara, en respiradores sin válvula). 2. Realizar una la expiración forzada, lo que provocará el efecto contrario. El aire no debe salir a través de la cara, sino de la mascarilla. Al retirar la mascarilla debe evitarse el contacto con su parte externa y se deben lavar las manos luego de quitarla y desecharla. Nunca deben ser llevadas colgadas alrededor del cuello. Se deberá sustituir los protectores respiratorios, cuando la respiración sea dificultosa (lo que indica que está obstruido), si está húmedo, sucio o arrugado, ya que disminuye su eficacia. 49 �Prevención médica laboral Si se tiene una fuerte sospecha o se confirman uno o más brotes de gripe aviar por subtipo H5N1 u otra cepa de virus de IAAP, los servicios de Salud Pública realizarán un análisis del riesgo de exposición y determinarán la necesidad de vacunación y/o terapia antiviral profiláctica y/o vigilancia estrecha para todas las personas y trabajadores con riesgos de exposición. Los sectores de salud animal y humana colaborarán en la mejor ejecución de las medidas recomendadas. 50 �CAPÍTULO 7 PROCEDIMIENTOS EN PLANTAS DE FAENA Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o confirmación de presencia de influenza aviar. En el caso de que el inspector veterinario asignado a la planta de faena reciba una comunicación del veterinario oficial del servicio de campo en la que se indica que un determinado lote de aves que ha sido enviado a faena a esa planta con su autorización, proviene de una zona donde se ha detectado un foco o de una zona que se encuentra bajo vigilancia por sospecha o confirmación de la ocurrencia de una enfermedad exótica tal como la influenza aviar, se deberá proceder como a continuación se detalla: 1. Identificación del o los lotes indicados. 2. Autorizar la faena de ese o esos lotes al final de la faena del día. 3. Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de la línea de faena al concluir la misma. 4. Garantizar que se realice la limpieza y desinfección en forma intensiva de los camiones que fueron utilizados para el transporte de esos lotes, antes de que los mismos se retiren de la planta. 5. Identificar la partida faenada a fin de que la misma se destine a subproductos cocidos, harinas, u otros cuyo proceso de elaboración incluya la aplicación de temperatura suficiente de manera que garantice la destrucción de los agentes causales de enfermedad. En el caso de que el inspector veterinario no hubiera recibido comunicación, pero observase en la inspección pre-mortem que las aves presentan síntomas compatibles con la influenza aviar (síntomas respiratorios, nerviosos, plumaje erizado, presencia de aves muertas, etc.), deberá proceder como a continuación se detalla: 51 �a. Extraer muestras de las aves del lote sospechoso tal como se indica en el Capítulo 9 del presente Manual y enviar las mismas al laboratorio del Senasa, con carácter de urgente y a fin de que se confirme o no la sospecha. b. Avisar al veterinario de la oficina del Senasa que corresponde a la zona de origen de las aves. c. En cuanto a la faena del lote, proceder como se indica en los puntos 1 a 4 del párrafo anterior. d. Identificar las carcasas una vez faenadas apartadas de otras aves en cámara, a la espera de los resultados del laboratorio. e. De confirmarse el diagnóstico por pruebas de laboratorio (de influenza aviar o de otra enfermedad tal como la enfermedad de Newcastle, deberá cumplirse con lo indicado en el punto 5) del párrafo anterior. f. Si el resultado del laboratorio no confirmase el diagnóstico de influenza aviar u otra enfermedad tal como la enfermedad de Newcastle, y de evaluarse que la carne o carcasas cumplen con las condiciones de higiene y sanidad, la mercadería podrá ser liberada para su comercialización. 52 �CAPÍTULO 8 REPOBLACIÓN Y CENTINELIZACIÓN La introducción de aves de corral en explotaciones que hayan sido despobladas como consecuencia de las medidas de control y erradicación implementadas, sólo podrá realizarse una vez que hayan sido levantadas las medidas de restricción a los movimientos en la zona de foco y vigilancia y se haya demostrado la ausencia de actividad viral en las explotaciones previamente infectadas. El procedimiento a seguir para demostrar la ausencia de actividad viral en las explotaciones afectadas podrá realizarse mediante la centinelización. El procedimiento de centinelización comprende la introducción de aves centinelas o testigos a las explotaciones previamente desinfectadas y la demostración de ausencia de actividad viral en dichas aves. El procedimiento se realizará con las siguientes pautas generales: 1. Las aves centinelas serán introducidas en la explotación o establecimiento por decisión del Senasa y con autorización, bajo supervisión del personal del Senasa. Se deberá:  Introducir preferentemente aves libres de patógenos específicos (SPF) y/o que hayan dado resultados serológicos negativos respecto de influenza aviar, dentro de los 14 días anteriores a su introducción.  Tener como mínimo 3 semanas de edad.  Estar identificadas o marcadas. 2. Se introducirá un número de aves centinelas equivalente a un rango del 1% al 5% de la capacidad instalada de cada galpón. 3. En cualquier caso el número de aves centinelas a introducir no podrá ser menor a 10 (diez). 4. Deberán haber pasado como mínimo 21 días posteriores a la finalización de las 53 �tareas de limpieza y desinfección. 5. Las aves deberán tener acceso y contacto con toda la superficie del galpón o gallinero, para lo cual se forzará a su contacto mediante el uso de corrales o desplazamiento por paredes ajustables. 6. Las aves centinelas permanecerán en la explotación por un mínimo de 21 días. 7. Se realizará un examen clínico supervisado por el personal del Senasa al menos una vez por semana y se someterán a exámenes de laboratorio serológicos y virológicos a la totalidad de las aves centinelas semanalmente mientras permanezcan en la explotación. 8. Todas las aves que mueran durante dicho período serán sometidas a exámenes de laboratorio (patológicos y virológicos) para descartar IA. 9. Una vez transcurrido el período estimado las aves no deberán presentar signos clínicos ni diagnóstico de laboratorio compatible con influenza aviar para considerar que la enfermedad ha sido erradicada. 54 �CAPÍTULO 9 TOMA DE MUESTRAS, CONSERVACIÓN Y ACONDICIONAMIENTO Consideraciones generales 1. Para la detección de IA en aves de corral se deben enviar muestras de hisopados traqueales, cloacales y sueros. Se recomienda enviar, especialmente en silvestres, aves enteras recientemente muertas o moribundas sacrificadas en doble bolsa, refrigerada. 2. Las muestras deben enviarse a la Dilab del Senasa (Talcahuano 1660, Martínez, Provincia de Buenos Aires) acompañadas por el acta de toma de muestras que corresponda debidamente completada y protocolo de denuncia obligatoria (Resolución Senasa N° 540/2010). 3. Asegurarse de disponer del material necesario previo a la toma de muestras. Tener frascos y tubos disponibles individualmente para cada ave muestreada. 4. Se recomienda no realizar necropsias, para evitar la diseminación del virus, de proceder a realizar la necropsias se debe seleccionar el lugar adecuado para las mismas, y garantizar la bioseguridad de las maniobras en cuanto a vestimenta, eliminación de desechos (por incineración o entierro) y desinfección total del área de trabajo. 5. Las muestras deberán ser enviadas al Laboratorio por personal oficial de Senasa en condiciones de bioseguridad a la mayor brevedad. 6. Las muestras deberán estar acompañadas por los formularios “PROTOCOLO DE ENVIO DE MUESTRAS” y “PROTOCOLO DE NECROPSIA” (Resolución Senasa N° 540/2010) según corresponda. Materiales para la toma de muestras  Tubos de sangrado con tapón de goma o viales tipo eppendorf de 1,5 ml. 55 � Hisopos estériles sintéticos o semisintéticos (poliéster, rayón, nylon) con mango de plástico. No remitir las muestras en hisopos de algodón con mango de madera ya que interfieren con la sensibilidad del diagnóstico.  Tubos de 10 ml con tapa.  Agujas hipodérmicas estériles de calibre 25G (15/5) o 27G (15/3) para aves de pequeño tamaño y de calibre 21G (25/8) cono verde para aves de mayor tamaño.  Solución PBS o fisiológica estéril.  Tijera.  Etiquetas, tela adhesiva o cinta de papel.  Bolsas de nylon de 10 x 20 cm.  Marcador indeleble.  Alcohol etílico 96°.  Algodón y toallas de papel.  Conservadora con refrigerantes.  Solución desinfectante (Solución de iodopovidona, clorhexidina, etc.).  Gradillas.  Equipo de protección personal.  Material para necropsia: material impermeable y desechable para apoyar las aves, tijera para necropsia de aves, pinzas de mano izquierda, pinzas hemostáticas, nylon para sutura. 56 �Métodos para la extracción de muestras a. Hisopado cloacal, orofaríngeo o traqueal 1. Rotular los tubos o viales. 2. Para obtener el hisopado cloacal: levantar las plumas de la cola, despejando la zona cloacal e introducir el hisopo en la cloaca, rotar suavemente el hisopo dos o tres veces hasta obtener una muestra abundante. Obtener un hisopo por ave. 3. Para obtener un hisopo orofaríngeo o traqueal: levantar la cabeza del ave, abrir el pico e introducir el hisopo en la orofaringe o bien extraer suavemente la lengua para visualizar el orificio traqueal e introducir el hisopo en la tráquea. Rotar suavemente el hisopo dos o tres veces y obtener un hisopo por ave. 4. Sumergir el hisopo en el tubo con 1 a 2 ml de PBS o solución fisiológica estéril, si fuera un pool de 5 hisopados sumergir en 3 a 5 ml. 5. No colocar en el mismo tubo hisopos cloacales y traqueales. 6. Según el tipo de tubo utilizado, podrán remitirse muestras individuales de UN hisopo por cada tubo o bien pooles de hasta 5 (cinco) hisopos por tubo, siempre que se correspondan a un mismo predio, categoría y especie. 7. Refrigerar inmediatamente a temperatura de heladera (4° a 8° C) y remitir refrigerado en el mismo día de la toma de muestras (no congelar). 8. Los tubos deberán estar identificados individualmente y en paquetes por lote y deberán estar acompañados por el protocolo correspondiente de acuerdo al modelo adjunto. b. Sangre o suero Extracción de sangre en pollos, gallinas domésticas u otras aves domésticas o silvestres de tamaño mediano y grande: “Extracción de sangre por la vena alar”: 1. Para facilitar la obtención de suero, se recomienda el uso de viales tipo eppendorf. 57 �2. Se requiere una muestra de sangre de cada ave por tubo (INDIVIDUALES), el cual debe estar previamente identificado. 3. Colocar el ave en posición de decúbito lateral o ventral, extendiendo el ala, humedecer con algodón embebido en alcohol la cara ventral del ala y/o remover las plumas sobre la base ósea del eje humeral para permitir la identificación de la vena alar. 4. Insertar suavemente la aguja calibre 21G acoplada a una jeringa de 2,5 o 5 ml y aspirar levemente para evitar el colapso de la vena alar. Obtener un volumen de al menos 1 ml de sangre. 5. Las muestras de sangre deben dejarse a una temperatura que garantice la formación del coagulo y liberación del suero. 6. Una vez obtenido el suero refrigerar a temperatura de heladera y remitir (refrigerado) a la mayor brevedad. 7. Deberán tomarse muestras de sangre de todas las aves cuando el lote esté compuesto de menos de 20 animales y muestras de 20 aves cuando el lote sea mayor (de este modo, la posibilidad de detectar al menos un suero positivo será de 99 % sí el 25 % o más de la manada es positivo independientemente del tamaño de ésta). Extracción de sangre en aves domésticas o silvestres de tamaño pequeño: “Extracción de sangre por la vena yugular”. 1. Tomar el ave con la mano izquierda, colocando su cabeza entre el dedo índice y mayor (flexionando ligeramente el cuello hacia la izquierda del ave) y ambas patas entre el dedo anular y meñique, las alas deben quedar comprimidas en la palma de la mano. 2. Con unas gotas de alcohol humedecer la zona lateral del cuello y con el pulgar izquierdo ingurgitar suavemente la vena yugular derecha (realizar presión en forma paralela a la misma). 58 �3. Con la mano derecha insertar la aguja calibre 25G o 27G acoplada a una jeringa de 1 ml, extraer un volumen del 1% del peso corporal. 4. Al retirar la aguja, comprimir ligeramente hasta lograr la hemostasia. c. Órganos NOTA: SE RECOMIENDA NO HACER LA NECROPSIA A CAMPO, en caso de ser necesario realizar la técnica, debe ser realizada por técnicos con experiencia. 1. En caso de proceder a realizar la necropsia, examinar y obtener muestras en forma aséptica de aves recientemente sacrificadas con distintas etapas de enfermedad clínica, en una cantidad que sea muestra representativa de la población afectada, asignándoles números correlativos a fin de identificar frascos y protocolos de necropsia. 2. Los tejidos frescos para el aislamiento viral tales como hígado, bazo, tráquea, pulmón o cerebro, deben ser obtenidos de aves recientemente sacrificadas o muertas por la enfermedad con no más de 8 hs. post mortem (tiempo que deberá ser menor si la temperatura ambiental es elevada). 3. Se deberán colocar distintos órganos de una misma ave en un frasco. De enviar intestino o contenido intestinal, hacerlo en un frasco aparte. 4. Las muestras deben estar bien cerradas en recipientes herméticos con tapa a rosca y sellados. Se debe asegurar que las superficies externas se descontaminen adecuadamente. Enviar refrigerado. 5. Remitir muestras de hisopados y suero de aves enfermas o agónicas y aves con sintomatología recientemente sacrificadas, sin abrir, envueltas individualmente en triple bolsa plástica y enviadas refrigeradas. Conservación de las muestras a. Hisopados 59 �Los puntos críticos para la conservación de los hisopados cloacales o traqueales para la detección de influenza aviar son la temperatura de conservación y la demora en su envío. Las muestras obtenidas a campo deben conservarse a temperatura de heladera, entre 4° y 8° C hasta 24 hs. El tiempo máximo desde la toma de muestras hasta su recepción en la Mesa de Entrada del Laboratorio no debe superar las 72 hs, idealmente debe ser menor a 24 hs. No deben congelarse las muestras a -20 º C. Como consecuencia de una incorrecta conservación de las muestras, ya sea por demora en su envío o temperatura inadecuada, existe el riesgo de obtener falsos negativos. b. Sueros Deben remitirse en lo posible, sólo sueros límpidos, no hemolisados (de color rojo o marrón verdoso) ni contaminados (de aspecto turbio). Los sueros pueden ser mantenidos a temperatura de heladera (entre 4° y 8 °C) durante 7 días como máximo o bien congelarse a menos 20 °C, manteniéndose en temperatura sin sufrir cambios. La sangre entera NO debe congelarse. Acondicionamiento de las muestras para su envío Las muestras deben ser acondicionadas bajo normas de bioseguridad. El embalaje debe evitar la fuga de material infeccioso por rotura o mal empaque del envío. Las muestras deben ser enviadas en un sistema de triple embalaje. El sistema de tres envases consta de: 1. Un recipiente primario a prueba de agua, bien cerrado (tubo, vial o frasco con tapa a rosca), en el cual se colocará la muestra. 2. Un recipiente secundario resistente y a prueba de agua. 3. Un recipiente terciario o envoltorio externo. 60 �El espacio entre el recipiente primario y secundario debe llenarse con material absorbente (algodón o toallas de papel), para contener el material del recipiente primario, en caso de que ocurra una pérdida durante el transporte. Los protocolos y otro tipo de información, deben ser pegados con cinta adhesiva en el exterior del recipiente secundario. El hielo común o hielo seco debe colocarse en el exterior del recipiente secundario en un envase a prueba de fuga de líquido. Como recipiente terciario pueden usarse cajas conservadoras de telgopor de un espesor adecuado (2,5 cm o mayor), esta caja térmica podrá ser colocada en otra caja de cartón (cuatro envases). El empaque externo debe sellarse e identificarse debidamente indicando el remitente, destinatario, fecha y hora de envío. Es recomendable también, colocar en la caja de transporte una leyenda externa, bien visible: “IMPORTANTE: CONTIENE MATERIAL BIOLOGICO PARA DIAGNOSTICO AVIAR. TIEMPO DE ENVIO Y TEMPERATURA CRITICOS. ENTREGAR URGENTE AL DEPARTAMENTO DE AVES DE LA DILAB SENASA”. Atención: La parte externa de los recipientes debe ser cuidadosamente examinada y debe limpiarse y desinfectarse previo a su envío. Por otra parte, se necesita una buena comunicación y coordinación entre quien envía y quien recibe el material biológico, de manera que la muestra llegue a tiempo y en buenas condiciones. Es conveniente realizar arreglos con el destinatario, previo al envío, para asegurarse de que las muestras sean adecuadamente conservadas. 61 �CAPÍTULO 10 DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO En este apartado no se describirá el tratamiento de las muestras ni el procedimiento detallado de las técnicas analíticas para el diagnóstico de la influenza aviar, las cuales se encuentran contenidas en los procedimientos según Normas de Calidad vigentes de la Dirección de Laboratorio y Control Técnico del Senasa (Dilab). Estos últimos siguen los lineamentos de los Laboratorios de Referencia Internacional para diagnóstico de influenza aviar. Se enumeran a continuación las pruebas de laboratorio, serológicas, virológicas, moleculares y la inoculación en aves SPF, que se realizan en la Dilab para el diagnóstico del virus de Influenza aviar. Pruebas serológica El diagnóstico serológico de la influenza aviar, por tratarse de una enfermedad exótica, debe realizarse en la República Argentina en dos etapas pues se desconoce el subtipo que circula. En la primera etapa o screening se utilizan pruebas que detectan anticuerpos ante antígenos específicos de Tipo A es decir ante cualquier virus de la influenza aviar. Estos test serológicos son el Elisa Indirecto para sueros de gallinas y pavos y el cElisa para sueros de distintas aves. Ambas pruebas son altamente sensibles y la segunda, además de tener la ventaja de servir para distinto tipo de aves es de mejor especificidad. El Laboratorio Dilab del Senasa está acreditado en ambas técnicas ante el Organismo Argentino de Acreditación. Hay que tener en cuenta que positividad serológica al tipo A en aves acuáticas (silvestre y doméstico) es un hallazgo corriente. 62 �La segunda etapa es la detección de anticuerpos específicos de subtipos, se realiza mediante la prueba de inhibición de la hemaglutinación que determina anticuerpos específicos para los subtipos H1 a H15 Esta prueba se realiza tanto en aves silvestres como en aves de producción. Los sueros con títulos iguales o superiores a 1/8 son considerados positivos en aves silvestres Títulos iguales o superiores a 1/16 son considerados positivos en gallinas, pavos y otros Diagnóstico virológico Aislamiento viral en embriones SPF libres de patógenos específicos. Las muestras de hisopados cloacales y/o traqueales, materia fecal y/o el pool de órganos (bazo, hígado, plumón, cerebro, etc.) son procesadas e inoculadas en la cavidad alantoidea de, al menos, 4 huevos embrionados de gallina libres de patógenos específicos (SPF) de 9 a 11 días de edad. Luego de cada incubación y 2 o 3 pasajes ciegos (según corresponda) los fluidos alantoideos amnióticos se someten a la prueba de hemoaglutinación (HA). Si la prueba de HA resulta positiva: 1. Se verifica la esterilidad de los líquidos embrionados que han reaccionado a la prueba de HA. 2. Los fluidos hemoaglutinantes se someten a las pruebas de inhibición de hemoaglutinación con un antisuero policlonal específico para el virus de la enfermedad de Newcastle para descartar la citada enfermedad. 3. Con los líquidos alantoideos se realizan las pruebas de HI para la subtipificación de H (H1- H15). 4. Prueba biológica de Patogenicidad: el IPIV o Índice de Patogenicidad Intravenosa se realiza mediante la inoculación del líquido alantoideo estéril de los embriones 63 �inoculados, por vía intravenosa (IPIV) a aves SPF de 4 a 6 semanas de edad. Se considerará una cepa de alta patogenicidad aquella con índice IPIV igual o superior a 1,2. Diagnóstico molecular Diagnóstico molecular, se realiza por la prueba de Transcripción Reversa Reacción en Cadena de la Polimerasa en Tiempo Real (rRT-PCR), para su caracterización en influenza tipo A, y subtipos H5 y H7, linajes euroasiático y panamericano. Confirmación La Dirección de Laboratorios y Control Técnico del Senasa podrá recurrir según considere necesario a los Laboratorios de Referencia Internacional enviando la muestra positiva/sospechosa para confirmación y obtención del diagnóstico definitivo conociendo el subtipo H, N y la secuenciación viral. 64 �CAPÍTULO 11 INVESTIGACIÓN EPIZOOTIOLÓGICA 1. Información general 1.1. Datos de la explotación avícola:  Consignar especie y tipo de actividad.  Consignar nombre del establecimiento, domicilio y teléfono, número de Renspa y coordenadas geográficas.  Propietario del establecimiento: consignar nombre, domicilio y teléfono, correo electrónico.  Veterinario responsable: consignar nombre, domicilio, correo electrónico y teléfono.  Propietario de las aves en sistemas de producción integrados: consignar nombre de la integración, dirección comercial y teléfono.  Supervisor de zona: consignar nombre, domicilio, correo electrónico y teléfono. 1.2. Información de las aves en la explotación industrial:  Fecha de ingreso.  Número de crianza o número de lote.  Plantel de origen de las aves.  Planta de incubación de origen.  Número total de aves.  Cantidad de galpones.  Superficie (m² cubiertos). 65 �1.3. Edad y número de aves en cada galpón: Consignar por galpón, la edad de las aves, el número total de aves, el número de aves enfermas (%) y el número de aves muertas (%). 1.4. Presencia de otros animales en el establecimiento: Incluir otras especies de aves, animales de compañía, cerdos, bovinos, ovinos, equinos, etc. Consignar especie, raza, número total en la explotación, sexo y edad. 1.5. Realizar un croquis del lugar, indicando: Las distancias en metros, el norte, los edificios, los galpones, las rutas, los caminos, las vías ferroviarias, los riachuelos, los lagos y lagunas, los senderos, las tierras cultivadas y otros caracteres topográficos relevantes. 2. Signos clínicos, tratamientos y vacunaciones 2.1. Fecha en la cual se observan los primeros signos o lesiones por la persona encargada de cuidar las aves. 2.2. La mortandad o enfermedad es reportada por (indicar granjero, veterinario, supervisor, etc., e indicar nombre, dirección, teléfono y fecha de reporte). 2.3. ¿Murieron o fueron destruidos animales por causas de signos clínicos severos desde la aparición de la enfermedad? 2.4. Describir los signos clínicos y las lesiones que observe así como las descriptas por el propietario y por los otros veterinarios que visitaron el establecimiento antes que usted. Resumen de tratamientos durante los últimos 30 días. Consignar producto utilizado, fecha de inicio y finalización del tratamiento, cantidad de animales tratados, dosificación y vía de aplicación. Indicar motivo por el cual se suministró y nombre del veterinario que lo indicó y de la persona que lo administró. 2.5. ¿Se ha realizado vacunación? Sí ( ) No ( )  Resumen de vacunaciones durante los últimos 30 días. 66 � Consignar fecha de vacunación, tipo de vacuna, nombre comercial, número de serie, vía de administración, cantidad de animales vacunados. 3. Posible fuente de infección 3.1. Movimientos de animales vivos hacia el establecimiento:  Movimiento de aves hacia el establecimiento durante los últimos 30 días (incluir las estadías temporarias). Consignar fecha, especie, número de animales, edad, sexo, lugar de origen o de compra. Movimiento de otras especies de animales hacia el establecimiento en los últimos 30 días. Consignar fecha, especie, número de animales movilizados, edad, sexo, lugar de origen. 3.2. ¿Los lugares se encuentran cerca de un zoológico, laguna, cotos de caza o de otra fuente posible de contaminación? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar esta fuente, el lugar y la distancia además de los detalles sobre las visitas y contactos recientes. 3.3. ¿Miembros de la familia, o empleados y sus familias visitaron un país extranjero en el último año? Sí ( ) No ( ). Consignar lugar de residencia. 3.4. ¿Visitaron residentes de países extranjeros a la familia o empleados y sus familias en el último año? Sí ( ) No ( ). Consignar lugar de residencia. En caso de respuesta afirmativa, dar el nombre de las personas, el país de origen, las fechas de su estadía e indicar si ellos volvieron con carne o con productos derivados de la carne (precisar cuáles son). 3.5. ¿Miembros de la familia, empleados o su familia recibieron del extranjero productos alimenticios en el transcurso de los últimos doce meses? Si ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, dar el nombre de las personas, fechas, tipo de alimento, país de origen e indicar el uso de dicho producto alimenticio. 3.6. ¿Se importaron y utilizaron maquinarias y equipo agrícola en el 67 �establecimiento? Sí ( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, indicar el país de origen y la fecha de adquisición, indicar como se dispuso de las cajas y materiales de embalaje. 3.7. Describir la fuente y calidad de agua para las aves. 3.8. Indicar el nombre, dirección y teléfono del molino proveedor de alimentos para el establecimiento. 3.9. ¿Se introdujeron alimentos para las aves o para otros animales presentes en el establecimiento de otro origen diferente al habitual durante los últimos doce meses? Si ( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, indicar los productos, proveedores, nombres y lugares de origen y fecha de compra. 3.10. ¿Los alimentos para las aves estuvieron expuestos a animales o aves silvestres durante su almacenamiento o su utilización? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, explicar (por ej.: ¿Dónde? ¿Qué animales?, etc. 3.11. ¿Se cambió y/o repuso parte de la cama en el transcurso de los últimos dos meses? Si ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar nombre y dirección del proveedor, el origen, tipo de cama, cantidad de la misma, fecha de cambio y de compra y forma de entrega. 3.12. ¿Los animales de compañía u otras especies animales presentes en el establecimiento están alimentados con carne de pollo o huevos u otro alimento no comercial que provenga del exterior? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar el origen, nombre y dirección del proveedor, tipo y cantidad de alimento. 3.13. ¿Se introdujo estiércol del exterior en el transcurso de los últimos dos meses? Si ( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, indicar nombre y dirección del proveedor u origen del mismo, lugar de abono, forma y fecha. 68 �3.14. Según el granjero, ¿cómo se introdujo la enfermedad? 4. Dispersión de la enfermedad 4.1. Salida de aves vivas durante los últimos 30 días (incluir las salidas temporales, tales como exposiciones). Consignar fecha, cantidad, persona que realizó el transporte, destino y razón del movimiento. 4.2. Salida de huevos fértiles o de consumo durante los últimos 30 días. Consignar fecha, cantidad, persona que realizó el transporte, destino y razón del movimiento. 4.3. ¿Se sacaron otros productos animales del establecimiento durante los últimos 30 días? Si ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, describir los productos, la cantidad aproximada, indicar las fechas, por quién fueron sacadas e indicar dónde se encuentran dichos productos actualmente (si se sabe). 4.4. ¿Salieron y tuvieron acceso a otros establecimientos camiones, maquinarias u otros equipos, durante los últimos 30 días? (Incluir el material adquirido temporariamente o prestado). Sí ( ) No ( ) 4.5. ¿Los propietarios del establecimiento o empleados han vivido o trabajado en otros establecimientos durante los últimos 30 días? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar los nombres de las personas, las direcciones y ubicación de los establecimientos, las especies de animales que se cuidan y las compras o ventas efectuadas durante dicho período, si se conocen. 4.6. ¿Los miembros de la familia o la familia de los empleados tienen un empleo fuera del establecimiento? Sí ( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, indicar los nombres de las personas, lugares y naturaleza del empleo. Por ejemplo matadero, otra explotación avícola, planta de incubación, etc. 4.7. Enumerar los visitantes, su dirección y número de teléfono además de las 69 �fechas y motivo de las visitas durante los dos últimos períodos críticos; mencionar en especial los proveedores de alimentos, comerciantes de animales, supervisor de zona o recorredor de la empresa integradora (si posee), equipo de vacunación y toda persona que haya estado en la explotación. 4.8. ¿Se llamó a médicos veterinarios durante los últimos 30 días? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar los nombres y direcciones, número de teléfono, fechas y motivos de visita y los resultados (en los animales que estuvieron tratados, si hubo mejoría, etc.) 4.9. ¿Se transportó guano o cama de pollo o mortandad fuera del establecimiento durante los últimos 30 días? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar las fechas, la forma de transporte, el lugar donde fue enviado o abonado, el nombre y el tipo de animales existentes en el establecimiento al que fue enviado (si posee). 4.10. ¿Hay guano, cama de pollo, aves muertas o sus plumas por las rutas o caminos, afluentes o lagos comunes o sobre el terreno de los establecimientos vecinos que provienen de otros establecimientos de la región incluyendo el establecimiento afectado? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, describir. 4.11. ¿De qué manera se sacan los desechos o basura de los establecimientos (incluyendo la basura doméstica)?  ¿Retirado por los servicios municipales? Sí ( ) No ( )  ¿Enviado al basurero local? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, indicar el lugar y la distancia del establecimiento.  ¿Consumido por los animales? Sí ( ) No ( ). En caso de respuesta afirmativa, precisar qué animales, etc. 70 �4.12. ¿Los animales muertos durante los últimos 30 días fueron destruidos? Sí( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, quién se encargó de las carcasas. 71 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos. Contingencia de la influenza aviar. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2017 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa de Sanidad Aviar Dirección Nacional de Sanidad Animal Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0071 Abstract A summary of the resource. El presente manual de procedimientos, según Resolución Senasa N° 73 del 18 de febrero 2010, tiene como objetivo proporcionar información técnica al profesional del Senasa, sobre las acciones que se deben llevar a cabo para controlar y erradicar a la influenza aviar de declaración obligatoria (IA) en caso de presentarse en nuestro país. Resulta esencial que veterinarios privados, técnicos, productores y cualquier persona involucrada en la avicultura, conozca los procedimientos que implementará el servicio veterinario oficial en caso de presentarse IA , con el propósito que se sumen a un esfuerzo conjunto, fortaleciendo de esta manera las acciones para su control y eliminación. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Objetivo Introducción Características de la enfermedad Etiología Resistencia Virulencia Cuadro clínico Reservorios Transmisión Potencialidad zoonótica Población hospedadora Diagnóstico Diagnóstico diferencial Prevención y profilaxis Policía sanitaria CAPÍTULO 1 ACCIONES Y PROCEDIMIENTOS ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACIÓN DE ENFERMEDAD CAPÍTULO 2 VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA CAPÍTULO 3 INVESTIGACIÓN EPIDEMIOLÓGICA CAPÍTULO 4 SACRIFICIO SANITARIO Y ELIMINACIÓN CAPÍTULO 5 LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN CAPÍTULO 6 MEDIDAS DE PROTECCIÓN PARA LOS TRABAJADORES CAPÍTULO 7 PROCEDIMIENTOS EN PLANTAS DE FAENA CAPÍTULO 8 REPOBLACIÓN Y CENTINELIZACIÓN CAPÍTULO 9 TOMA DE MUESTRAS, CONSERVACIÓN Y ACONDICIONAMIENTO CAPÍTULO 10 DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO INVESTIGACIÓN EPIZOOTIOLÓGICA Enfermedades de las Aves https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/6e627c6e1d9b41ca4aabba29fbd40f68.pdf 09d3dbfc34f64843fc77100e29fde853 PDF Text Text �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 ÍNDICE Introducción ............................................................................................................. 2 I. ALCANCE: ........................................................................................................... 2 II. PROGRAMA DE CONTROL ............................................................................... 2 III. PRODUCTOS .................................................................................................... 4 IV. RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO INTEGRADO DE ROEDORES .... 5 V. CAPACITACIÓN ................................................................................................. 5 VI. PROTOCOLIZACIÓN DEL CONTROL .............................................................. 5 PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES APLICACIÓN DE CEBOS .................. 5 Consideraciones a tener en cuenta para el CONTROL DE MOSCAS .................... 7 Consideraciones a tener en cuenta para el ALPHITOBIUS DIAPERINUS ........... 12 ESTRATEGIAS DE APLICACIÓN. ........................................................................ 13 ANEXO I - PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES ........................................ 14 ANEXO II - PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS ............................................ 15 1 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 Introducción El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos para el control de plagas en los establecimientos avícolas, según lo normado en el Articulo 5.1.2 de la Resolución Senasa N° 542/2010, que establece la obligatoriedad de efectuar el control de roedores y desinsectación, se remiten las consideraciones a tener en cuenta para constatar su cumplimiento, mediante el uso de planillas de registros, las cuales pueden ser provistas como herramientas a los productores que no cuenten con la misma a fin de armonizar los criterios de documentación y constatación de estos procesos. A continuación se enumeran las consideraciones a tener en cuenta para el control de roedores en establecimientos avícolas comerciales: I. ALCANCE: la importancia económica y sanitaria que reviste el control de plagas, es un eslabón fundamental en la bioseguridad y sanidad de la producción avícola. Es por este motivo que es necesario realizar un control sistemático, implementando acciones permanentes para evitar la entrada y multiplicación de roedores a la granja. II. PROGRAMA DE CONTROL DIAGNÓSTICO: Para desarrollar un programa de control de roedores se debe comenzar por un diagnóstico previo en el terreno observando las diferentes señales de infestación que indiquen presencia de estos vectores, por ej. madrigueras, cuevas de paso activas, pisadas, caminos marcados en el pasto, manchas de rose en paredes, estructuras roídas, agujeros en cortinas, actividad en el entretecho, heces. ESTRATEGIA DE COLOCACIÓN DE CEBOS RODENTICIDAS: Una vez determinado el diagnóstico se utilizan dispositivos, como estaciones de cebado que contienen los cebos rodenticidas estos deben ser colocados en lugares estratégicos, dependiendo del grado de infestación y de la especie de roedor 2 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 presente (Rata de noruega, Rata de tirante o Laucha común). Todo dentro de un marco de seguridad. Se describen las medidas de seguridad en el uso de productos rodenticidas de acuerdo a la descripción del marbete del producto, manteniéndolo siempre en sitio alejado de niños, personas inexpertas o animales. PLANO DE INSTALACIONES: Se debe contar con un plano de las instalaciones donde se identifiquen y enumeren los cebos colocados de manera estratégica estos son:  Cebos fijos en el perímetro del predio y de los galpones  Cebos móviles en el interior del galpón durante el vacío sanitario (período que el galpón permanece sin aves). PLANILLA DE REGISTRO: Contar con un registro en el cual debe estar el nombre del producto rodenticida o de los productos utilizados, modo de uso, frecuencia de monitoreo y observaciones. Además, deben incorporarse todos aquellos datos considerados de interés, tales como recuento de madrigueras y/o cuevas de paso, sendas, materia fecal, rozaduras, daños, etc. MONITOREO: Se debe realizar un control periódico (semanal) que consiste en una revisación del estado de los cebos rodenticidas en perímetros, haciendo un recorrido de los distintos sectores según el plano de referencia y registrar todos los cambios observados (tales como presencia de roedores vivos, roedores muertos, presencia de materia fecal, consumo de cebo por acción de los roedores o reposición por deterioro). ESTRATEGIAS EN EL PERIMETRO DE GALPONES: El perímetro de los galpones es considerado el sitio donde los roedores pueden tener sus madrigueras y nidos, por lo tanto debe implementarse un sistema de control con cebos fijos, que también se identificarán y enumerarán en el plano de las instalaciones y se les dará el mismo tratamiento que a los del perímetro del predio. 3 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 Es importante inspeccionar el espacio entre galpones, en cercanías de los silos, en espacios divisorios de galpones y en salas o construcciones anexas (composta, baños/vestidores, sala de máquina, etc.), también en árboles huecos y debajo de la loza que sostiene los silos, donde según necesidad se usarán cebos móviles. Los cebos móviles serán utilizados en aquellos casos que sean necesarios una acción de control frente al consumo en una estación de cebado. El evento de consumo en una estación de cebado denota tránsito de roedores, tanto en el perímetro de los galpones, como en el perímetro del predio, por tal motivo es indispensable la inspección de 20 m a la redonda, buscando señales de presencia para colocar cebos móviles y controlar la población. El seguimiento del evento de consumo será por tres semanas o hasta cese de consumo (lo que ocurra primero). ESTRATEGIAS EN INTERIOR DE GALPONES: Durante el proceso de vacío sanitario de los galpones, se deberá intensificar el control ya que los roedores estarán restringidos de alimento (estrés por hambre), para lo cual se eliminará el alimento de los galpones, procediéndose después a colocar los cebos rodenticidas, que permanecerán durante el tiempo en que los galpones estén vacíos y se retirarán antes del lavado y desinfección. Los lugares recomendados para su colocación pueden ser: zócalos, cuevas de paso internas y entretechos de los galpones así como en cabreadas o sitios de ingreso al mismo. Es de suma importancia dar seguimiento a estos cebos para poder recuperarlos en caso de no ser consumidos. III. PRODUCTOS Estos deben ser aprobados por Senasa, además debe constar con el instructivo de modo de uso y las precauciones para las personas y animales. Es importante destacar que toda persona que participe de este programa debe tomar las medidas adecuadas para su protección individual, debe contar con guantes para la manipulación del rodenticida y ropa adecuada de trabajo que consta en la descripción del marbete de cada producto. 4 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 IV. RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO INTEGRADO DE ROEDORES  Mantenimiento adecuado del predio, con pasto corto y evitando que se acumulen objetos tales como ladrillos, maquinaria, restos de madera y/o materiales de construcción, etc.  Colocar cestos de basura con tapas para evitar que ingresen los roedores para el consumo de los residuos.  Después de un programa de desratización es importante la implementación de medidas correctivas y reparación de los daños ocasionados (cortinas rotas, roturas en zócalos, mallas rotas, etc.) para identificar posibles recolonizaciones. V. CAPACITACIÓN Todo productor y/o responsable del control debe recibir capacitación por parte de técnicos- especialistas en el “Control de plagas”. VI. PROTOCOLIZACIÓN DEL CONTROL PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES APLICACIÓN DE CEBOS Fecha de N° de Vacío Indicaciones N° Cebo constatación Galpón sanitario/ Producto Reposición de (fijo/móvil) o Área Producción reposición 5 Responsable Firma y aclaración �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 PLANO DE UBICACIÓN DE CEBOS RODENTICIDAS PARA GALPÓN EN VACIO SANITARIO PARA GALPÓN EN PRODUCCIÓN INFRAESTRUCTURA EDILICIA EXTERNA (Monitorear y controlar periódicamente) Oficina Sala de Máquinas Composta Vestuario Observar nidos y madrigueras Techo- Rata de tirante 6 Zócalos- Rata de noruega �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 Consideraciones a tener en cuenta para el CONTROL DE MOSCAS: Las moscas afectan a los animales ocasionándoles una serie de problemas, por su papel diseminador de enfermedades bacterianas, virales, micóticas y protozoales, entre otros. Se demostró que las moscas pueden viajar hasta 32 km., desde un punto de salida durante 24 horas, corroborando así el ámbito que puede ser afectado, durante una epizootia. Las moscas no solamente son una molestia para los trabajadores de las granjas y para la gente que vive y trabaja en los alrededores, sino que pueden tener un impacto significativo sobre la economía de la granja, ya que propagan enfermedades, reducen la producción, dañan la calidad del huevo y licúan las heces. Las moscas pueden transmitir alrededor de 50 enfermedades como es el caso de Campylobacter fetus subespecie jejuni, enfermedad de Newcastle, coccidiosis, cestodosis e influenza aviar y aún en huevos de mosca, recién puestos tienen potencial para transmitir patógenos al huevo comercial (por ejemplo, Salmonella).Las moscas también pueden reducir la productividad del lote, debido a la angustia que le causan a las gallinas y a los pollos de engorde la transmisión de enfermedades o como resultado de la actividad de los gusanos de la mosca en las heces y alteran constantemente la tranquilidad de las aves. Son diversas las especies de moscas a las que hay que responsabilizar por todas estas dificultades. La Musca doméstica, la mosca del establo Stomoxys calcitrans, y otras, pertenecientes a los géneros Calliphora y Chrysomyia son las más conocidas, éstas se reproducen por lo general sobre huevos rotos y aves muertas. Existen enemigos naturales de la mosca que, compartiendo su ambiente, tienen la oportunidad de frenar su proliferación y desarrollo. Entre ellos existen hongos, bacterias, protozoarios, nematodos, otros artrópodos (arácnidos), batracios, reptiles, pájaros y ciertos mamíferos especialmente el hombre. 7 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 La mejor manera de control de moscas es a través del saneamiento del medio, esto es: la privación de todos los medios o lugares de reproducción o crianza de las moscas, por medio del tratamiento y eliminación de basura, aguas negras y desechos industriales, así como el control de desperdicios alimenticios, excretas y otras fuentes menores de contaminación. Métodos de Control Existen tres tipos de métodos; culturales, biológicos y químicos. Son los cambios y desarrollo de los programas de producción animal los que influyen a favor de una mayor proliferación de insectos: incremento de la población de animales, su confinamiento, acopio de materias primas para su nutrición, etc. A continuación se describirán los tres métodos: 1. Métodos culturales: se refieren al manejo de la cama o guano, alimentos y buena ventilación de los ambientes de crianza. Es adecuado remover ocasionalmente la cama o guano y mantenerla seca, reduciendo así el hábitat de las larvas. Con la misma finalidad se evitará la putrefacción de alimentos y su desperdicio alrededor de los silos y comederos, así como también habrá que protegerlos de la humedad ambiental y lluvias, mediante coberturas en los almacenes respectivos. En cuanto a la ventilación que se necesita por el confinamiento de los animales en los galpones, se hace indispensable un adecuado diseño de las salas de crianza, para permitir la regulación permanente de la temperatura y humedad que se generan, con riesgo de favorecer el desarrollo de insectos. 2. Métodos biológicos: son aquellos métodos que corresponden a las acciones que realcen y preserven la natural ocurrencia de escarabajos y ácaros predadores y parásitos (avispas) de las moscas, lo cual tiene que ver con la desecación del estiércol para hacerlo lo más receptivo posible a ellos. Se recomienda no usar sobre el guano o cama productos químicos que afecten a estos predadores, es decir evitar aquellos insecticidas de amplio espectro. Entre los más comunes predadores se encuentran los escarabajos de las familias Staphinilidae e Histeridae, en ellas se destaca Carcinops pumilio que 8 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 en estado adulto puede consumir 13 a 24 huevos de mosca, diariamente. En cuanto a los ácaros predadores de las familias Macrochelidae, Uropodidae y Parasitidae; los más comúnmente encontrados son Macrocheles muscadomesticae y Glyptholaspis confusa. Estos se adhieren a las moscas adultas y son transportados a otras áreas. Respecto a las avispas, predominan las de los géneros Muscidifurax, Spalangia y Pachycrepoideus; generalmente ponen un huevo sobre la pupa de la mosca, después de atravesarla con su órgano ovipositor, la larva de la avispa se desarrolla parasitando y destruyendo a la pupa, para luego emerger como insecto adulto. 3. Métodos químicos: es aconsejable la combinación de estos tres métodos, para lograr el mejor aprovechamiento de los mismos. Como repelentes se utiliza las propiedades irritativas de los humos de combustión (quema de ramas verdes o papeles); otras veces se usan soluciones de olor fuerte tales como el alcanfor, esencia de pino, dietiltoluamida, etc. Como atrayentes sin insecticida se indican los papeles matamoscas o tiras con pegamento, para colgar en los cordones eléctricos o dinteles de las puertas; las feromonas (z-9 tricozene) son ingredientes de los cebos trampa con insecticida. Se pueden utilizar plantas venenosas, como el crisantemo, barbasco, etc., En la actualidad se tiende a fabricar productos a base de los principios activos de estas plantas, haciendo eco del concepto de emplear sustancias naturales que no contaminen el ambiente. La problemática del uso de métodos químicos se intensifica con la aparición de resistencias que actualmente ofrecen muchas plagas a los insecticidas. Aunque actualmente existe mucha variedad de fórmulas insecticidas, dentro de los grandes grupos químicos (organofosforados, carbamatos, piretroides y diamididas aromáticas), cuando una mosca adquiere resistencia a un insecticida en particular, a la larga los demás insecticidas del mismo grupo químico serán inefectivos contra ese tipo de mosca. Se explica así como un insecticida va seleccionando sucesivamente a la población resistente que cada vez se torna más evidente y peligrosa. Hay que aclarar sin embargo, que la 9 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 resistencia no proviene ni es promovida por el insecticida, sino que ya está presente en el insecto como característica enzimática propia de él. Los larvicidas: Los insecticidas comunes por lo general son malos larvicidas de moscas y el tratamiento de los hábitats larvales con esos productos se hace para matar a las hembras que ponen huevos y a los adultos nuevos. Existe cierta práctica de alterar la composición química del medio de cría de manera que aunque las hembras depositen los huevos en él, las moscas jóvenes no lleguen a su madurez. El ejemplo tradicional es la adición de bórax (ácido bórico) al estiércol, pero este tratamiento inutiliza al estiércol como fertilizante. Y además su uso en pesticidas o a nivel industrial podría ser peligroso si no se usa de manera adecuada, ya que además de ser más concentrado, se mezcla con otros químicos. Por consiguiente las prácticas recomendadas para el control de este vector radican en:  Evitar el aumento de humedad en el guano o cama, mediante el control de las posibles pérdidas de agua en los niples o bebederos y el manejo correcto de la ventilación.  Evitar la pérdida de alimentos, colocando los comederos a la altura correspondiente a cada etapa, para evitar desperdicio y evitar así el desarrollo larvario.  Control y manejo de la mortandad de aves (composta), así como de todos los desechos, evitando el desarrollo larvario. Según las estaciones del año, a modo se recomendación se aconseja lo siguiente, Primavera  Garantizar que se mantienen las buenas normas de higiene y manejo.  Reducir la reproducción potencial y los sitios de alimentación.  Asegurar que se usa un larvicida en una etapa lo suficientemente temprana para prevenir. 10 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018  Garantizar el control temprano de moscas adultas usando un insecticida residual (cebo esparcido). Verano  Garantizar y mantener buenas prácticas de higiene y manejo.  Aplicar cebo esparcido donde se congregan las moscas.  Aplicar un larvicida a intervalos de 14 días.  Monitorear la población de moscas.  Limpiar los desperdicios de alimento. Otoño  Extender gradualmente los períodos entre las aplicaciones de larvicidas e insecticidas.  Mantener prácticas de higiene.  Limpiar y guardar los equipos de aplicación. Invierno  Usar un adulticida para matar las moscas que sobrevivan.  Remover los sitios de alimentación restantes. En cuanto a la PROTOCOLIZACIÓN del control, se recomienda contar con una planilla de registro de uso de productos y fumigaciones, o bien llevar un registro en el Libro de Actas del establecimiento. PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS APLICACIÓN DE PRODUCTOS/FUMIGACIONES Fecha N° Galpón Producto / Principio activo 11 Indicaciones de uso Responsable Firma y aclaración �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 Consideraciones a tener en cuenta para el ALPHITOBIUS DIAPERINUS Para el control del Alphitobius diaperinus se debe realizar un control integrado, utilizando productos químicos autorizados y ejerciendo un control sobre su desarrollo Las prácticas recomendadas para el control de este vector radican en:  Evitar el aumento de humedad en la cama, mediante el control de las posibles pérdidas de agua en los niples o bebederos y el manejo correcto de la ventilación.  Evitar la excesiva acumulación de amoníaco (NH3) dentro de los galpones optimizando la ventilación.  Evitar la pérdida de alimentos, colocando los comederos a la altura correspondiente a cada etapa, para evitar desperdicio y la concentración en las zonas de comederos.  Evitar depositar la cama usada cerca de los galpones, para impedir migraciones.  Hacer controles químicos no solo en los galpones, sino también en la composta. En cuanto a la PROTOCOLIZACIÓN del control, se recomienda contar con una planilla de registro de uso de productos y aplicaciones, o bien llevar registro en el Libro de Actas del establecimiento. PLANILLA DE CONTROL DE ALPHITOBIUS DIAPERINUS APLICACIÓN DE PRODUCTOS Fecha N° Galpón Producto / Principio activo 12 Indicaciones de uso Responsable Firma y aclaración �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 ESTRATEGIAS DE APLICACIÓN. Se debe hacer un control continuo, es decir antes del ingreso de todo nuevo lote. Debido a su excelente acción para el control de Alphitobius se indica la utilización de cipermetrina. Durante la aplicación el objetivo es llegar a todos los sectores del galpón, y maximizar el contacto entre el insecticida y los insectos, ya que actúa por contacto. Para esto es necesario que el galpón esté libre de elementos, comederos levantados mínimo unos 30 cm, seco y con la cama lista para el nuevo ingreso. Dentro de las distintas presentaciones, los polvos se distribuyen de forma más uniforme y acceden a lugares donde los líquidos no pueden llegar. Se deben aplicar con elementos de seguridad (barbijo, máscara, guantes). Una vez aplicado el insecticida, dejar cerrado el galpón por lo menos 6 a 8 hs. En caso de utilizar cipermetrina más imidacropril, las consideraciones son las mismas que para la utilización de la cipermetrina sola. Lo que se incrementa debido al sinergismo de ambos insecticidas es el poder de volteo y el periodo residual. 13 �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 ANEXO I PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES Fecha de Constatación N° de Galpón o Área Vacío Sanitario /Producción N° Cebo fijo /móvil Producto 14 Reposición Indicaciones de reposición Responsable Firma y aclaración �Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018 ANEXO II PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS Fecha N° Galpón Producto/Principio Activo 15 Indicaciones de uso Responsable Firma/Aclaración � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Guia de buenas Prácticas. Control de plagas en establecimientos avícolas. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2018 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Comisión Nacional de Sanidad Avicola (CONASA) Dirección Nacional de Sanidad Animal Relation A related resource Resolución Senasa N° 542/2010 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0072 Abstract A summary of the resource. El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos para el control de plagas en los establecimientos avícolas, según lo normado en el Articulo 5.1.2 de la Resolución Senasa N° 542/2010, que establece la obligatoriedad de efectuar el control de roedores y desinsectación, se remiten las consideraciones a tener en cuenta para constatar su cumplimiento, mediante el uso de planillas de registros, las cuales pueden ser provistas como herramientas a los productores que no cuenten con la misma a fin de armonizar los criterios de documentación y constatación de estos procesos. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción I. ALCANCE II. PROGRAMA DE CONTROL III. PRODUCTOS IV. RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO INTEGRADO DE ROEDORES V. CAPACITACIÓN VI. PROTOCOLIZACIÓN DEL CONTROL PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES APLICACIÓN DE CEBOS Consideraciones a tener en cuenta para el CONTROL DE MOSCAS Consideraciones a tener en cuenta para el ALPHITOBIUS DIAPERINUS ESTRATEGIAS DE APLICACIÓN ANEXO I - PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES ANEXO II - PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS Guía de Buenas Prácticas https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/120a7a56d4aa980ace854017ca0868e3.pdf 47048c00bbfa5b4ad5f6773d72cca45b PDF Text Text �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 ÍNDICE Introducción ............................................................................................................. 2 Normativa Senasa ................................................................................................... 2 I. ALCANCE: ........................................................................................................... 2 II. FRECUENCIA Y PARÁMETRO DE CALIDAD: ................................................... 3 III. MUESTREO: ...................................................................................................... 3 IV. LABORATORIO DE ANÁLISIS: ......................................................................... 3 V. GESTIÓN DE DATOS:........................................................................................ 3 VI. ACCIONES CORRECTIVAS: ............................................................................ 4 Pautas para el manejo de agua en establecimientos avícolas ................................ 4 1. Consumo de agua ............................................................................................... 4 2. Calidad del agua ................................................................................................. 5 3. Análisis de agua ................................................................................................ 12 4. Toma de muestras ............................................................................................ 12 5. Pautas para mejorar de la calidad microbiológica del agua .............................. 13 6. Pautas para mejorar la calidad química del agua .............................................. 17 7. Mantenimiento de tanques de reserva y cañerías. ............................................ 19 1 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 Introducción En la producción avícola, el agua debe considerarse un factor de producción tan importante como las instalaciones, la genética, la nutrición y la sanidad. Es necesario considerar su cualidad nutritiva y su utilidad como vehículo terapéutico, lo que hace necesario saber su calidad microbiológica fisicoquímica. Asimismo, una mala calidad de agua puede provocar daños en las tuberías y equipos. Por tanto, asegurar la calidad del agua es esencial para los aspectos productivos y sanitarios de la explotación avícola, lo cual influye directamente en la rentabilidad del sistema. Sin embargo, la utilización del agua en la producción avícola debe analizarse no sólo por la optimización de su calidad en relación a parámetros fisicoquímicos y microbiológicos predeterminados, sino que se deben evaluar también las fuentes disponibles. Esta necesidad se hace particularmente visible si se tiene en cuenta que en la mayoría de las granjas avícolas las fuentes de agua utilizadas en producción son las mismas que utilizan las personas convivientes para su alimentación. Normativa Senasa En cumplimiento de lo establecido en el Punto 5.1.3 del Anexo II de la Resolución Nº 542/2010 del Senasa, el Programa de Sanidad Aviar establece un análisis de potabilidad del agua realizado con una frecuencia no mayor a DOCE meses, por las autoridades locales (Provinciales, Municipales o Departamentales) o institución reconocida para tal fin. I. ALCANCE: debe solicitarse análisis para determinar la calidad del agua de bebida a las granjas avícolas comerciales de todas las categorías, cualquiera sea su fuente de abastecimiento (pozo, red pública u otro) y cualquiera sea el destino comercial del producto final (consumo interno y/o exportación). 2 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 II. FRECUENCIA Y PARÁMETRO DE CALIDAD: a solicitar en forma obligatoria los ensayos microbiológicos que se efectuaran cada 12 meses y deberán extraerse dos muestras en simultaneo, bajada del tanque de almacenamiento y punto de distribución (final línea de bebederos), considerando los parámetros de la Tabla 1. Parámetro Límite Mesófilas aerobias totales 500 UFC/ml Coliformes totales ≤ 3 NMP/100 ml Escherichia Coli Ausencia/100 ml Pseudomonas Aeruginosa Ausencia/100 ml Tabla 1. Valores límite para parámetros microbiológicos en agua para consumo humano, según CAA. III. MUESTREO: las consideraciones relativas al muestreo (toma y remisión de muestras, acondicionamiento, conservación y envío) son responsabilidad del veterinario del establecimiento avícola y deben realizarse en base a los protocolos y materiales indicados por el laboratorio de análisis. IV. LABORATORIO DE ANÁLISIS: los análisis microbiológicos podrán procesarse en cualquier laboratorio local con experiencia en la materia, cuyos resultados deben ser avalados por el responsable técnico del mismo. V. GESTIÓN DE DATOS: los resultados del informe de ensayos analíticos será emitido por duplicado por el laboratorio, siendo el original para el titular del establecimiento y el otro deberá ser presentado a la Oficina Local (OL) de Senasa, el cual debe ser conservado durante el año de vigencia y cargado en el Sistema como: ANALISIS DE AGUA EN ESTABLECIMIENTO AVICOLA COMERCIAL Se debe asignar la vigencia del antecedente, la cual corresponde a un año desde la fecha de toma de muestra. 3 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 El duplicado debe ser conservado en la Carpeta de Aves (N° 24) de la OL durante el año de vigencia. Antes de su vencimiento, el veterinario sanitario debe presentar un nuevo resultado, y al momento de la carga en el sistema se modificara la fecha de vigencia del antecedente, es decir, no se debe cargar uno nuevo. VI. ACCIONES CORRECTIVAS: en caso que los resultados no cumplan con el criterio establecido se deberá solicitar al veterinario responsable del establecimiento avícola, que determine las acciones correctivas para controlar o revertir la situación. Otorgando una vigencia al antecedente de dos meses como máximo hasta que presente el resultado acorde a los parámetros requeridos. Pautas para el manejo de agua en establecimientos avícolas Si bien el Senasa solicita la realización de un análisis microbiológico anual en los establecimientos avícolas comerciales, la información que se proporcionará a continuación tiene como objetivo colaborar con el productor avícola, estableciendo pautas sobre los principales aspectos de la calidad del agua, y las consecuentes acciones preventivas y correctivas que permitirán optimizar el uso del agua disponible para sus aves. 1. Consumo de agua Es importante tener en cuenta el volumen que consumen las aves diariamente, este parámetro depende de varios factores, como la temperatura del ambiente y del agua, el tipo de alimentación, la calidad y la forma de administración. En general, se estima que el consumo del agua crece 6,5% por cada grado de temperatura ambiente por encima del confort recomendado de 21°C. Por lo tanto, al momento de proyectar la ubicación del establecimiento avícola, es de suma importancia conocer la disponibilidad de agua de la zona. 4 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 Tabla 2. Consumo promedio de agua diario en aves de producción. CONSUMO DE AGUA (ml/día) Edad (semanas) Pollo Parrillero Gallina de postura Reproductora 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 12 15 20 35 29 71 129 200 286 371 457 543 - 27 54 64 91 119 136 151 163 189 206 216 226 243 270-429 Gramos de alimento a consumir x 1,8 ml de agua a consumir 2. Calidad del agua Cuando consideramos la calidad de agua, tenemos que pensar en los principales parámetros que afectan a la misma, y pueden ser químicos y microbiológicos. 2.1. Parámetros químicos Para evaluar la calidad química del agua, deben considerarse: PH: Es un factor de intensidad a una temperatura determinada del carácter ácido o básico de una solución dada, donde se mide la actividad del ion hidrógeno. La alcalinidad y acidez del agua, están relacionadas con el pH, siendo estas la capacidad neutralizante de ácidos y bases de un agua. Este parámetro juega un papel importante en la solubilidad y estabilidad de los diferentes medicamentos que se suministran por vía acuosa. 5 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 En general, la acidez o alcalinidad del agua está condicionada por las características del suelo de donde proviene la misma. Así, los suelos calcáreos suelen ser alcalinos, resultando en aguas más “duras”, y los suelos graníticos suelen ser ácidos. En condiciones óptimas, el pH debería encontrarse entre 6,5 a 8,5. Los diferentes valores de pH pueden resultar corrosivos y precipitar medicamentos. Los pH más bajos (ácidos) pueden provocar la precipitación de ciertos medicamentos administrados en el agua, lo que podría ocasionar problemas de residuos en las canales de los pollos próximos al sacrificio. Asimismo, pueden afectar a los procesos digestivos y dañar el sistema de distribución del agua (tuberías, bebederos, válvulas, etc.), o bien pH más altos (alcalinos) debilitan el efecto de la cloración del agua, y aumentan la vulnerabilidad para la incrustación en los sistemas de distribución y usos del agua. Tabla 3. Influencia de parámetros químicos del agua en la actividad de desinfectantes Parámetros químicos pH ácido pH básico Dureza Materia orgánica Fenoles Glutaraldehído Amonio Cuaternario Yodo Cloro < < = = < = < < = = < < = < < < < < < < Tabla 4. Acción del pH sobre la solubilidad de diferentes medicamentos de uso común en la producción avícola. (Fuente: CEVA Salud Animal). Ácidos débiles Bases débiles Preferencia por aguas con pH > 7 Preferencia por aguas con pH < 7 Amoxicilina-Ampicilina-QuinolonasSulfamidas Colistina-Neomicina-OxitetraciclinaDoxicilina-Tiamulina 6 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 Sales disueltos totales (SDT): Comprende los sólidos suspendidos o disueltos en agua. Su contenido en el agua se expresa en miligramos sólidos totales por litro de agua (mg/l), o en su unidad equivalente de partes por millón (ppm). Para el agua destinada al consumo humano, se considera como valor recomendable que no supere los 1500 mg/l (C.A.A. art 982). En adición a la consideración cuantitativa que se realice sobre el contenido de solidos totales, también es necesario realizar una evaluación cualitativa, ya que dentro de las sales existen algunas consideradas neutras o “beneficiosas” (cloruro de sodio, bicarbonatos y carbonatos) y otras consideradas perjudiciales (sulfatos de magnesio, de sodio y de calcio, nitratos, nitritos, etc.). Dureza total Hace referencia principalmente a las cantidades de sales de calcio y magnesio disueltas en el agua. La dureza no es en sí una variable perjudicial para la salud de las aves. Sin embargo, sí es importante su control ya que la precipitación de estas sales puede dañar el sistema de purificación y distribución del agua, siendo la principal causa de obstrucción de los bebederos, cañerías y bombas dosificadoras y aspersores de agua. Asimismo, debe tenerse en cuenta que en monogástricos las cantidades excesivas pueden neutralizar el ácido clorhídrico, retardando la digestión. Un agua se considera blanda si tiene de 15 a 50 ppm, mientras que es catalogada como dura si tiene más de 180-200 ppm. Cloruros La forma más abundante es el cloruro de sodio, que le otorga sabor “salado” al agua. También puede encontrarse en formas de cloruro de calcio y magnesio. Sin embargo, en este último caso pueden otorgar un sabor amargo, y su exceso puede provocar diarrea. 7 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 Sulfatos Es posiblemente uno de los principales responsables de la mala calidad del agua en las explotaciones avícolas. Los sulfatos no son bien tolerados por las aves, provocando diarreas y retrasos en el crecimiento. Los niveles medios recomendables se sitúan en torno a los 125 mg/l. Sin embargo, cifras de 50 mg/l pueden resultar perjudiciales si se combinan con valores de magnesio o sodio superiores a 50 mg/l. Por otro lado, reduce la disponibilidad de cobre, magnesio, zinc y fósforo, lo que puede provocar carencias secundarias de estos minerales. Para prevenir estas situaciones, debe darse una relación ideal cloruros: sulfatos de 1:1. Es aconsejable que los valores de sulfato en el agua destinada a avicultura se encuentren por debajo de los 250 mg/l, siendo valores no tolerables los mayores a 400 mg/l. Valores por encima pueden producir diarrea temporaria, de mayor gravedad en animales de corta edad. Sin embargo, es probable que en los casos en que existan cantidades mayores, el agua sea rechazada naturalmente. Los sulfatos además de generar inconvenientes en la productividad del sistema, afectan las instalaciones corroyendo las superficies metálicas. Nitratos y nitritos La presencia de nitratos y nitritos en el agua de bebida puede ocasionar serios problemas de salud a los animales ya que van a disminuir la capacidad de transporte de oxígeno en la sangre. La hemoglobina reacciona con los nitritos formando metahemoglobina, perdiendo su capacidad para transportar el oxígeno. Los animales presentan cianosis, diarreas, retrasos del crecimiento e incoordinación de movimientos y finalmente la muerte. Los nitratos (NO3) provienen de la fase final de degradación de materia orgánica, razón por la cual pueden ser indicadores de contaminación bacteriana por residuos de origen animal y humano. Asimismo, se consideran 8 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 indicadores de la posible presencia de fertilizantes nitrogenados en el agua (lixiviación de fertilizantes). Es importante saber que los nitritos son diez veces más tóxicos que los nitratos; no obstante ello, la alta cantidad de nitratos resulta nocivo ya que en el estómago se transforman en nitritos. Para evaluar la gravedad de intoxicación con estos compuestos, debe tenerse en cuenta la edad, ya que son mucho más sensibles los animales jóvenes y seres humanos de corta edad. Niveles de nitratos por encima de 50 mg/l han ocasionado daños irreparables a las aves en ensayos de laboratorio. Recientes estudios han demostrado que niveles por encima de 20 mg/l repercuten negativamente en la ganancia media diaria, en el índice de transformación y en la velocidad de crecimiento. Asimismo, niveles entre 3-20 mg/l pueden afectar al desarrollo y crecimiento normal. Por su parte, los nitritos a dosis más bajas son mucho más tóxicos que los nitratos, de tal manera que dosis de 0,1 mg/l pueden resultar tóxicas para las aves. Arsénico La presencia de arsénico puede ser de origen natural (suelos de determinadas regiones) o de origen artificial (pesticidas y desechos industriales). Su efecto tóxico es acumulativo, por lo que aún el consumo de pequeñas cantidades puede producir una intoxicación crónica. El valor recomendable máximo para humanos es 0,01 ppm y para aves 0,05 ppm. Calcio Ya se ha mencionado la participación de este catión en la dureza y el sabor del agua. Se lo puede encontrar en diferentes sales solubles como fluoruros, fosfatos, bicarbonatos y sulfatos. 9 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 Magnesio El magnesio como tal, rara vez ocasiona problemas en las aves. Cuando se combina con el ión sulfato para formar el sulfato de magnesio, puede ocasionar diarreas en los animales. Valores medios de 14 mg/l serían los ideales. Investigaciones recientes apuntan que concentraciones de 50-100 mg/l de magnesio por sí solas no afectan al crecimiento de los pollos. Sin embargo, valores cercanos a 50 mg/l sí pueden retrasar el desarrollo si se combinan con niveles de sulfatos superiores a 50 mg/l. Al igual que el calcio, participa en conferir dureza al agua, así como sabor amargo, lo que la hace poco palatable. Bicarbonatos y carbonatos Confieren la característica de alcalinidad al agua. Amonio Es un compuesto indicador de procesos metabólicos, agropecuarios e industriales, el mismo puede venir de posibles contaminaciones por bacterias, aguas residuales o residuos de animales. La presencia de amonio en el agua de consumo no tiene repercusiones inmediatas sobre la salud, de modo que no se propone un valor de referencia basado en efectos sobre la salud; no obstante, el amoníaco puede reducir la eficiencia de la desinfección, ocasionar la formación de nitrito en sistemas de distribución, obstaculizar la eliminación de manganeso mediante filtración y producir problemas organolépticos. Si se comparan los valores utilizados en la avicultura con los adoptados por el CAA, no existen diferencias considerables entre los requerimientos para aves y seres humanos. De hecho, para algunas variables (exceptuando los de sustancias tóxicas, como arsénico y nitritos) son más “exigentes” los parámetros para producción avícola. Esto se evidencia principalmente para 10 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 aquellos parámetros relacionados con la utilidad del agua como vehículo de sustancias terapéuticas. En la Tabla 5 se detallan los estándares de valores de parámetros químicos para el agua utilizada en avicultura. Tabla 5. Valores de parámetros químicos para agua de consumo en avicultura Parámetros químicos Unidades Recomendable Intermedia No aconsejable pH U pH 7.0 a 7.5 6.5 a 7,0 - 7.5 a 8,5 < 6.5 - > 8,5 Sales Totales mg/l < 1000 1.000 a 1500 > 1500 Dureza Total mg/l 60 a 180 180 a 400 > 400 Cloruros mg/l < 125 125 a 350 > 350 Sulfatos mg/l < 50 a 200 200 a 400 > 400 Nitratos mg/l < 10 10 a 45 > 45 Nitritos mg/l < 0,005 a 0,01 0,01 a 0,1 > 0,1 Arsénico mg/l < 0,01 0,01 a 0,05 > 0, 05 Calcio mg/l < 60 60 a 200 > 200 Magnesio mg/l < 14 14 a 125 > 125 Amonio mg/l < 0,05 0,05 a 0,2 < 0,2 2.2. Parámetros microbiológicos La cantidad de microorganismos en el agua de consumo puede afectar la sanidad de las aves e indirectamente a la producción. La contaminación microbiológica del agua de bebida puede originarse en cualquier punto desde la fuente (napa) hasta los bebederos. El agua puede contener gran cantidad de bacterias (principalmente Salmonella spp, Vibrio cholerae, Leptospira spp, y Escherichia coli) y de virus. Así como también, protozoos patógenos y huevos de helmintos intestinales. Los principales inconvenientes originados por calidad microbiológica deficiente surgen de la contaminación por tratamientos inadecuados, perforaciones mal construidas o localizadas muy cerca de los pozos negros. 11 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 3. Análisis de agua Independientemente de la determinación del cloro activo residual y el pH, es necesario realizar muestreos periódicos del agua de suministro, para determinar posibles variaciones en su composición, realizar los ajustes necesarios en la adición de desinfectantes o la incorporación/ajuste de sistemas tratamiento fisicoquímico para eliminar sales inorgánicas o evaluar la necesidad de utilizar una nueva fuente (perforación). En cada explotación debe establecerse la frecuencia según las necesidades. Es recomendable contar con una caracterización completa del perfil hídrico y evaluar periódicamente si estos compuestos se modifican significativamente. Más allá de esta recomendación, a modo de guía, se debería realizar el análisis de agua ante las siguientes situaciones:  cuando se sospeche de contaminación de la fuente por eventos extraordinarios (inundaciones, prolongados períodos de lluvias intensas, colapso de pozos negros, aumento del nivel de las napas, etc.);  cuando aumenta el número de casos crónicos de patologías o disminución de índices productivos (principalmente diarrea, disminución de la ganancia o pérdida de peso) sin otras causas probables;  antes y después de realizar cualquier tratamiento en el agua, para evaluar su efectividad. 4. Toma de muestras Dependerá de las determinaciones que se vayan a realizar: 4.1. Análisis químicos:  Cantidad de la muestra: 2 (DOS) litros.  Lugar de toma: bajada del sistema de almacenamiento (tanque de reserva). 12 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018  Recipiente: envase limpio. Puede ser un envase reutilizado, siempre y cuando esté correctamente higienizado (por ejemplo, envase de agua destilada o de agua mineral, correctamente enjuagados). Conservar y remitir al laboratorio refrigerada.  Método:  Dejar correr el agua con la canilla abierta durante 5 minutos,  Proceder a llenar el envase enjuagando 3 veces y completar la botella hasta el nivel de la tapa, sin cámara de aire.  Refrigerar en conservadora y enviar cuanto antes al laboratorio. 4.2 Análisis microbiológicos:  Cantidad de la muestra: 250 ml.  Ídem anterior.  Recipiente: en envase estéril, provisto por el laboratorio o comprado en farmacia; en caso de envases de 100 ml, llenar tres envases.  Método:  Poner en marcha el bombeador durante dos minutos. Apagar.  Quemar la boca (canilla o salida del caño) con un hisopo de algodón embebido de alcohol.  Poner en marcha el bombeador, enfriar la salida y luego tomar 250 ml de agua.  Remitir al laboratorio en forma refrigerada, dentro de las 12 horas. 5. Pautas para mejorar de la calidad microbiológica del agua 5.1. Cloro 13 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 El agregado de cloro al agua es uno de los procedimientos bactericidas más ampliamente utilizados por su facilidad de uso y relativamente bajo costo. La clorinación puede realizarse en forma manual o automática, teniendo cada método sus características y ventajas particulares. Sin importar el método que se elija, es sumamente necesario evaluar la efectividad en la clorinación a fin de realizar los ajustes necesarios. 5.1.1. Clorinación manual Para la clorinación manual es muy importante ajustar las cantidades de cloro. Para ello, en primera instancia es necesario conocer la concentración de cloro en el preparado comercial que se utilizará, ya que la mayoría vienen en soluciones de hipoclorito de sodio. En la Tabla 6 se indica a modo de guía las cantidades de productos clorados a agregar, teniendo en cuenta la concentración de cloro del producto y la cantidad de agua a tratar. Tabla 6. Recomendaciones para la clorinación de agua para consumo según la concentración del preparado comercial. Concentración de cloro del producto 2 litros 10 litros 100 litros 1.000 litros 20 g/l 6 gotas 30 gotas 15 ml 150 ml 50 g/l 2 gotas 12 gotas 6 ml 60 ml 80 g/l 1 gota 7 gotas 3,5 ml 35 ml 100 g/l 1 gota 6 gotas 3 ml 30 ml Cantidad de agua a clorinar Es importante tener en cuenta que el agregado de cloro en exceso, más allá de las cantidades recomendadas, no mejora los resultados de la clorinación y puede resultar perjudicial para el consumo de agua, y eventualmente para la salud. Aplicando cantidades ajustadas de producto, el procedimiento resultará efectivo, siempre y cuando se tomen precauciones adicionales: 14 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018  Luego de aplicado el cloro, se debe dejar actuar durante 30 minutos antes de utilizar el agua;  Los preparados de cloro deben guardarse bien tapados y protegidos de la luz;  No deben utilizarse más allá de la fecha de vencimiento de los productos;  No deben adicionarse o mezclarse con otros productos químicos. 5.1.2. Clorinación automática La clorinación automática se realiza mediante la utilización de una bomba dosificadora o clorinador. En la Figura 1 se muestra un diseño esquemático de una toma de agua de perforación con la ubicación del clorinador. Figura 1. Esquema de una perforación de agua con ubicación de clorinador y bocas de toma de muestras. Tapa del tanque Bomba Dosificadora de Cloro o Clorinador Toma de muestra 2 Pozo negro Cava de Efluentes Toma de muestra 1 Mínimo 15 mts Dirección de la Napa 15 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 La ventaja del clorinador es que la dosificación es más exacta, pero tiene un mayor costo de inversión inicial, necesita un adecuado mantenimiento y control de clorinación. 5.1.3. Control de la clorinación Para evaluar la efectividad del procedimiento de clorinación, es necesario realizar la medición de cloro libre o cloro residual, que es la cantidad de cloro, en cualquier forma, que permanece en el agua después del tratamiento a fin de asegurar la potabilidad de la misma. La Organización Mundial de la Salud (OMS) señala que no se ha observado ningún efecto adverso en humanos expuestos a concentraciones de cloro libre en agua potable, no obstante establece un valor guía máximo de cloro libre de 5 ppm, afirmando explícitamente que se trata de un valor conservador. Si bien existen varias metodologías para realizar esta determinación, una forma sencilla de realizarla es mediante la utilización de kits comerciales. 5.2. Ácidos: Para el mejoramiento de la calidad microbiológica del agua también se ha probado el uso de ácidos tanto orgánicos (por ejemplo, ácido peracético y acético) como inorgánicos (por ejemplo, hidrogenosulfato de sodio). La principal acción de estos compuestos consiste en la disminución del pH, lo que limita el crecimiento microbiano. Su utilización en un programa de calidad de agua mejora el flujo de agua en las cañerías, optimiza la utilización de cloro, reduce la formación de biofilms, remueve minerales incrustados en las cañerías y elimina contaminantes. Los productos ácidos pueden utilizarse de tres formas: a. Continúa con dosificador; b. En máximo estrés, como regulador de la flora benéfica; 16 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 c. En limpieza de tuberías y sistemas de agua: en dosis altas durante 8 a 24 hs, requiriendo purga posterior. Antes de la utilización de esta opción se deberá analizar la composición del agua para evaluar la factibilidad técnica de poder utilizar el ácido y no producir agua con características corrosivas Si bien son productos de utilización relativamente sencilla, deben tomarse precauciones en su uso, como con cualquier producto químico, como disponer de la ficha técnica y la hoja de seguridad del producto, utilizar siempre elementos de protección personal (anteojos, guantes) y conservar los productos en lugares seguros. Es recomendable utilizar los ácidos en combinación con sustancias biocidas (cloro, dióxido de azufre, dióxido de cloro, hipoclorito de calcio, peróxido de hidrógeno, peroximinosulfato de potasio, ácido tricloroisocianúrico) para garantizar la acción antimicrobiana en el tiempo. 6. Pautas para mejorar la calidad química del agua Intercambiadores iónico: Se pueden describir todas las opciones de intercambio (cationes, aniones, mixtos, etc.) como así se realizó más abajo con la desnitrificación y descalcificación que son equipos dentro de esta clasificación 6.1. Ósmosis inversa: es un fenómeno físico por el cual el agua difunde desde una solución más concentrada a una menos concentrada a través de una membrana semipermeable, igualando las concentraciones a ambos lados de la misma. La ósmosis inversa es el proceso por el cual se revierte el fenómeno natural de ósmosis mediante la aplicación de una fuerza externa, de presión y velocidad específica, que permite obtener un filtrado eliminando los excesos de solutos y contaminantes. 17 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 Figura 2. Esquema de fenómenos de ósmosis y de ósmosis inversa. 6.2. Otros métodos: se describen a continuación otros métodos para mejorar la calidad química del agua. Filtración: las partículas más pequeñas pasan por un filtro quedando retenidas las de mayor tamaño. Existen diferentes métodos según la velocidad y el tamaño del poro: • Filtración rápida: este método reduce la turbidez y sedimento, como el hierro y manganeso disueltos previamente tratados por cloración u ozonización. • Filtración lenta: se utiliza en aguas con poca turbidez. Elimina algas, microorganismos, protozoos. • Ultra, micro y nanofiltración: reduce la cantidad de protozoos y virus. Floculación: en este método se le añade al agua coagulantes químicos (como sales de aluminio y de hierro) que forman flóculos sólidos de hidróxidos metálicos. Tiene la función de eliminar o reducir diferentes tipos de metales. 18 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 7. Mantenimiento de tanques de reserva y cañerías. Cualquier acción que se realice para garantizar la calidad del agua será insuficiente si no va acompañada de procedimientos de limpieza y desinfección de los depósitos de agua (tanques), las cañerías de transporte y los bebederos. 7.1. Tanques de reserva: En la Figura 3 se muestra un modelo instructivo para el lavado de tanques. Figura 3. Instrucciones para la desinfección de tanques domiciliarios. (Fuente: Aguas Santafesinas SA). 19 �Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018 7.2. Cañerías y bebederos. En adición a la limpieza de tanques, es sumamente necesario mantener la higiene de cañerías y bebederos, para lo cual se puede seguir el siguiente instructivo:  Abrir las bocas de suministro de agua para vaciar completamente las tuberías.  Bombear el producto de limpieza (acidificante concentrado) a través de las cañerías.  Se debe constatar que el agua salga con evidencia de acción del producto (espuma y/o suciedad).  Una vez que las cañerías se han llenado con la solución, cierre la grifería para que el producto actúe como mínimo de 8 horas y un máximo de 24 horas (o en su defecto, lo indicado por el fabricante.  Purgar las tuberías de agua después del período de espera, a los efectos de eliminar todo el producto desincrustante. 20 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Guía de buenas prácticas. Manejos de la calidad del agua de bebida en granjas Avícolas Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2018 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Comisión Nacional de Sanidad Avicola (CONASA) Dirección de Sanidad Animal Relation A related resource Resolución N° 542/2010 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0073 Abstract A summary of the resource. En la producción avícola, el agua debe considerarse un factor de producción tan importante como las instalaciones, la genética, la nutrición y la sanidad. Es necesario considerar su cualidad nutritiva y su utilidad como vehículo terapéutico, lo que hace necesario saber su calidad microbiológica fisicoquímica. Asegurar la calidad del agua es esencial para los aspectos productivos y sanitarios de la explotación avícola, lo cual influye directamente en la rentabilidad del sistema. Sin embargo, la utilización del agua en la producción avícola debe analizarse no sólo por la optimización de su calidad en relación a parámetros fisicoquímicos y microbiológicos predeterminados, sino que se deben evaluar también las fuentes disponibles. Esta necesidad se hace particularmente visible si se tiene en cuenta que en la mayoría de las granjas avícolas las fuentes de agua utilizadas en producción son las mismas que utilizan las personas convivientes para su alimentación. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Normativa Senasa I. ALCANCE II. FRECUENCIA Y PARÁMETRO DE CALIDAD III. MUESTREO IV. LABORATORIO DE ANÁLISIS V. GESTIÓN DE DATOS VI. ACCIONES CORRECTIVAS Pautas para el manejo de agua en establecimientos avícolas 1. Consumo de agua 2. Calidad del agua 3. Análisis de agua 4. Toma de muestras 5. Pautas para mejorar de la calidad microbiológica del agua 6. Pautas para mejorar la calidad química del agua 7. Mantenimiento de tanques de reserva y cañerías Guía de Buenas Prácticas https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/5483ca40d8d67ab911f648ffa52d5af6.pdf 17f5547a70b534766bfb07fc4b0e1b63 PDF Text Text Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección de Luchas Sanitarias Manual para la prevención y el control de brotes de laringotraqueitis Infecciosa aviar www.senasa.gov.ar Programa de aves y granja �MANUAL PARA LA PREVENCION Y EL CONTROL DE BROTES DE LARINGOTRAQUEITIS INFECCIOSA AVIAR DIRECCION NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL DIRECCION DE LUCHAS SANITARIAS PROGRAMA DE AVES Y GRANJA AÑO 2009 �Contenidos I. INTRODUCCION .................................................................................................. 3 II. AGENTE ETIOLÓGICO ...................................................................................... 4 i) ii) iii) iv) Clasificación .................................................................................................... 4 Resistencia ....................................................................................................... 4 Huéspedes........................................................................................................ 5 Susceptibilidad ................................................................................................ 5 III. PATOGENIA ....................................................................................................... 6 i) ii) iii) iv) v) Período de incubación ..................................................................................... 6 Transmisión ..................................................................................................... 6 Replicación y latencia...................................................................................... 7 Reactivación de infecciones latentes ............................................................... 7 Respuesta inmune ............................................................................................ 8 IV. SIGNOS CLÍNICOS Y LESIONES .................................................................... 8 V. DIAGNÓSTICO .................................................................................................. 11 i) Tipo de muestras............................................................................................ 12 ii) Pruebas diagnósticas...................................................................................... 12 iii) Diagnóstico diferencial.................................................................................. 12 VI. TRATAMIENTO ............................................................................................... 13 VII. CONTROL DE LA ENFERMEDAD EN CASO DE BROTE ........................ 13 i) ii) iii) iv) Consideraciones generales............................................................................. 13 Inmunización ................................................................................................. 17 Cuarentena ..................................................................................................... 15 Medidas generales de higiene y bioseguridad ............................................... 15 VIII. ANEXO. “INFORMACIÓN Y RECOMENDACIONES PARA EL AVICULTOR” ......................................................................................................... 19 IX. BIBLIOGRAFÍA................................................................................................ 23 -2– �I. INTRODUCCION La laringotraqueítis infecciosa (LTI) es una enfermedad viral que afecta al aparato respiratorio de pollos y gallinas, y se encuentra incorporada en el listado de enfermedades de declaración obligatoria de la Organización Mundial para la Sanidad Animal (OIE) y en el grupo de enfermedades a las que se refiere el artículo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria de los Animales, reglamentario de la Ley N° 3959, y por lo tanto es de responsabilidad del Senasa cuando asume un carácter epizoótico y su declaración es obligatoria en la República Argentina. Esta enfermedad produce pérdidas severas en la producción debido, tanto a la mortandad como a la disminución en la ganancia de peso o en la producción de huevos que causa en las aves infectadas. El primer brote de laringotraqueítis aguda se reportó en Rhode Island, al noreste de los Estados Unidos en el año 1925 (May y Tissler). La enfermedad tomó importancia considerable también en otros países de América, Europa, China, Sudeste de Asia y Australia. En América, actualmente el virus está presente en países como Canadá, Estados Unidos, México, Costa Rica, Colombia, Brasil, Argentina, Chile, Perú y Bolivia. En la Argentina, se producen periódicamente brotes de la enfermedad, especialmente en zonas con alta densidad de avicultura industrial y deficientes medidas de manejo y bioseguridad, donde conviven tanto granjas dedicadas a crianza de pollos como aquellas dedicadas a la producción de huevos y en muchos casos también aves caseras o de supervivencia (traspatio). Por lo general, estos brotes ocurren debido al pasaje del virus desde aves infectadas por exposición a un virus de campo o bien desde aves vacunadas con vacunas elaboradas en embrión de pollo, cuyo uso y comercialización -3– �actualmente está suspendido en la Argentina a través de la Disposición de la Dirección de Agroquímicos, Productos Farmacéuticos y Veterinarios del Senasa Nº 1559/2007. En algunos casos, también ocurren brotes en lotes de aves vacunadas, esto puede deberse a la presencia de títulos virales inapropiados en la vacuna o bien, a una administración deficiente de misma. Este manual tiene como objetivo servir como guía de actuación frente a la presentación de brotes de LTI en una determinada zona avícola con la finalidad de controlar la enfermedad y reducir al mínimo el impacto de la misma en el sector productivo. II. AGENTE ETIOLÓGICO i) Clasificación El agente causal de la laringotraqueítis es un virus ADN con envoltura; clasificado como miembro de la familia Herpesviridae en la subfamilia Alphaherpesvirindae y taxonómicamente identificado como Gallid herpesvirus 1. Sólo hay un tipo antigénico y éste afecta únicamente al aparato respiratorio de las aves con virulencia variable entre cepas. Las cepas naturales del virus de la laringotraqueítis (VLT) pueden ser altamente virulentas, dando lugar a tasas de morbilidad y mortalidad elevadas en pollos expuestos o bien, cepas de baja virulencia, que producen una enfermedad suave o poco aparente. ii) Resistencia -4– �Los herpesvirus son frágiles a las condiciones medio ambientales y por lo tanto, tienen poca capacidad de sobrevivir fuera de los animales infectados. El virus se inactiva rápidamente por el calor cuando está expuesto a 55º C por 15 minutos o 38º C por 72 horas (Jordan, 1966). Se describe que el precalentamiento de los galpones de crianza por 3 días a 37,8º C, ha tenido mucho éxito en la disminución de la carga viral y/o en la inactivación del virus. El VLT se inactiva en menos de 1 minuto con soluciones de cresol al 3% o por acción de una solución de soda cáustica (NaOH) al 1%. Las superficies pueden ser fácilmente decontaminadas con los desinfectantes iodóforos comerciales o las mezclas de halógenosdetergentes. La inactivación completa de la contagiosidad del VLT fue obtenida con una niebla del peróxido de hidrógeno al 5% como fumígeno para el equipo de los galpones de las aves de corral (Neighbour y otros., 1994). iii) Huéspedes El VLT tiene una alta especificidad de huéspedes. Solos los pollos y las gallinas son susceptibles al virus. En ocasiones también infecta a faisanes o pavos reales que están en contacto con pollos que excretan activamente el virus (Individuo y Bagust, 2003). No existe evidencia de que la LTI sea transmisible al ser humano u otros mamíferos. iv) Susceptibilidad Por lo general, se enferman las gallinas o pollos a partir de las 3 semanas de edad. -5– �III. PATOGENIA i) Período de incubación El período de incubación de la LTI es generalmente de 6 a 12 días. Sin embargo, la enfermedad puede evidenciarse a partir de los dos días después de la exposición viral. Se debe tener en cuenta que la excreción viral ocurre uno a dos días antes de la aparición de los signos clínicos (Davison et al, 1989), lo que alerta sobre la posibilidad de que la enfermedad se disemine con facilidad sin tener conocimiento de la situación sanitaria presente. ii) Transmisión Los brotes pueden ocurrir en cualquier época del año. El virus ingresa al organismo a través de la vía respiratoria ó a través de la conjuntiva y se encuentra principalmente en la tráquea y exudados de las vías aéreas superiores. La infección se transmite por contacto directo con exudados respiratorios espectorados o aerosoles. La enfermedad generalmente entra en un lote de aves por la exposición a aves enfermas o por la introducción de aves infectadas con virus latente que se reactiva. Estas últimas aves son importantes en la difusión y perpetuación de la enfermedad. Las aves también pueden infectarse a través del personal, los visitantes y los equipos contaminados (Beaudette, 1937; Dobson, 1935; Kingbury y Jungherr, 1958). Los perros, las ratas y los pájaros también pueden actuar como vectores mecánicos. La transmisión entre lotes ha sido asociada principalmente a la proximidad geográfica y las fallas en la bioseguridad (el movimiento de personal, la -6– �eliminación inapropiada de las aves muertas y heces, el intercambio de equipos entre las granjas, etc.) No se ha evidenciado la transmisión viral a través de huevos fértiles, ni la excreción del VLT en la cáscara de huevos procedentes de gallinas infectadas. iii) Replicación y latencia El sistema blanco de la infección es el respiratorio. El epitelio de la tráquea y la laringe siempre están afectados. La conjuntiva, los senos paranasales, los sacos aéreos y los pulmones también se pueden ver infectados. La replicación activa del VLT ocurre en la tráquea durante la primera semana posterior a la infección, y la eliminación viral es máxima durante los 7 a 10 días posteriores a la aparición de los primeros signos clínicos. A partir del fin de la excreción viral activa, se establece una fase de infección latente en el tejido nervioso, particularmente por invasión del virus al ganglio trigémino. Se ha demostrado que la tráquea y el ganglio trigémino son los principales sitios de latencia del virus de laringotraqueítis infecciosa. Las infecciones latentes son comunes en los herpesvirus, siendo el mecanismo biológico de subsistencia que, en el caso de la LTI, le permite al virus evadir la respuesta inmune del huésped y persistir en las parvadas. Esto ultimo ha sido demostrado por re-aislamiento del virus a partir de la séptima semana después de la infección mediante hisopados traqueales repetidos (Bagust, 1986), y a dos meses después de la infección a partir de cultivos de traquea (Adair y otros., 1985). iv) Reactivación de infecciones latentes Aunque las aves que sobreviven a la enfermedad son inmunes, desafortunadamente son portadoras sanas y pueden permanecer infectivas -7– �hasta por dos años y continuar excretando el virus en forma intermitente. El estado de latencia del virus es por lo tanto de gran importancia epidemiológica. La reactivación de infecciones latentes se ha asociado con el estrés causado por el inicio de la postura, la mezcla con otras aves (Hughes et. al., 1989) y el replume. Se debe considerar también la falta de alimentación durante dos o tres días previos al envío de las gallinas de fin de ciclo a faena. Durante el este traslado, las aves pueden excretar gran cantidad de virus. v) Respuesta inmune Luego de la infección con el VLT son generadas una variedad de respuestas inmunológicas. La respuesta por anticuerpos neutralizantes del virus se detecta en suero dentro de los 5 a 7 días posteriores a la infección. Esta respuesta inmune se mantiene en bajos niveles por un año o más (Hitchner y otros., 1958). La respuesta inmunológica mediada por células es conocida como la respuesta inmune protectora y es la respuesta generada por la vacunación (Nash y otros., 1985; Zarling, 1986). Los anticuerpos maternales para la LTI no protegen a la descendencia contra la infección ni interfieren con la vacunación (Fahey y otros., 1983). IV. SIGNOS CLÍNICOS Y LESIONES No todos los brotes de LTI tienen la misma severidad. La edad, la virulencia de la cepa así como otros factores relacionados con el medio ambiente u otras infecciones simultáneas pueden influir en la presentación clínica. -8– �La forma epizoótica de la enfermedad se caracteriza por ser de aparición repentina y propagarse rápidamente en el lote en tres a cinco días. La tasa de morbilidad es alta (90% - 100%) y la mortalidad puede variar entre el 5% y el 70%, aunque por lo general el promedio de mortalidad es del 10% al 20% (Hinshaw y otros., 1931; Seddon y Hart, 1935). Las aves rara vez están clínicamente enfermas por más de dos a tres días antes de la muerte y ocasionalmente pueden encontrarse muertas sin signos previos. El curso de la enfermedad en un plantel, por lo general dura de 15 a 20 días. Los signos clínicos y las lesiones a la necropsia son bastante característicos. Hay una marcada dificultad respiratoria, el ave extiende el cuello y la cabeza, abre el pico, cierra total o parcialmente los ojos y presenta una importante disnea inspiratoria. Esto se acompaña de estertores traqueales y/o quejidos largos. Aparecen accesos de tos cuando la cabeza es agitada en un intento del ave de desobstruir la traquea. Coágulos de sangre o moco teñido de sangre pueden ser expectorados al toser (Guy and Bagust, 2003). Por lo común se presenta conjuntivitis con lagrimeo y presencia de “ojos almendrados” y una secreción espumosa sale por las fosas nasales. Algunas aves pueden presentar cianosis en la cabeza. La producción, especialmente en gallinas ponedoras, disminuye en un grado variable del 5% al 15% durante 3 a 4 semanas. En el examen a la necropsia las lesiones se encuentran restringidas al aparato respiratorio superior. La lesión principal es una traqueítis hemorrágica, la totalidad o parte de la longitud de la tráquea esta llena con coágulos sanguíneos formando “moldes” o con moco teñido con sangre. Si bien esta lesión es la más característica de la enfermedad, sólo se observa en la minoría de los casos, generalmente asociada a cepas muy patógenas del VLT. Puede observarse también necrosis y formación de membranas difteroides. Solo el aparato respiratorio está involucrado y las vísceras por lo general, aparecen normales. La muerte se debe invariablemente a la asfixia. -9– �En las formas enzoóticas la morbilidad en el lote suele ser baja (aproximadamente un 5%), con una mortalidad del 0,1% al 0,2% (Raggi y otros., 1961). Las muertes ocurren a intervalos irregulares y prolongados. Estos brotes pueden existir en un lote por un período de meses y debido a la baja mortalidad y a las muertes esporádicas, puede parecer que no se justifique una investigación diagnóstica. Los principales signos son tos y jadeo cuando las aves son manipuladas o excitadas, secreción nasal y - 10 – �ocular y disminución en la producción. Algunos lotes manifiestan únicamente una enfermedad respiratoria suave y conjuntivitis. Las lesiones que se presentan por lo general son una traqueítis suave con o sin presencia de tapones caseosos, inflamación de los senos nasales y conjuntivitis. La denominada laringotraqueítis vacunal, en donde se aíslan virus similares a los vacunales en pollos de engorde no vacunados, son el resultado de la vacunación en zonas cercanas, en las aves destinadas a la producción de huevo comercial o huevo fértil. Se considera que el problema se inicia por el uso de vacunas con potencial de reversión, en zonas con deficiente bioseguridad. V. DIAGNÓSTICO Los signos clínicos y las lesiones deben considerarse como la primera parte del diagnóstico. En la mayoría de los casos los signos clínicos más consistentes son: conjuntivitis, lagrimeo, ojos almendrados, signos respiratorios leves, disminución del consumo de agua y alimento y del rendimiento productivo. En los casos severos son característicos los quejidos, los ahogos y la expulsión/expectoración de sangre. Las lesiones en tráquea son variables, sin embargo las más comunes son presencia de un edema traqueal y en los casos severos la mucosa traqueal se desprende como si fuera el forro de la manga de un saco. En la forma aguda de la LTI, la historia clínica de la enfermedad, la zona donde aparece y los signos y lesiones son casi patognomónicos. Sin embargo, la forma benigna no puede ser diferenciada clínicamente o a la necropsia de otras enfermedades respiratorias. En todos los casos, siempre es necesario demostrar la presencia del virus. - 11 – �i) Tipo de muestras Para el diagnóstico de LTI se debe obtener una muestra representativa de tráqueas y laringes de las aves recientemente muertas, de aves con signos clínicos y de aves aparentemente sanas. Se pueden obtener también conjuntivas y párpados. Las muestras deben enviarse refrigeradas en el menor tiempo posible. Asimismo es conveniente la extracción de al menos 30 muestras de suero por lote para un diagnostico diferencial. ii) Pruebas diagnósticas Se podrán realizar las siguientes pruebas diagnósticas: • Detección viral mediante la prueba de RT – PCR, de preferencia por su rapidez. • Aislamiento viral mediante cultivo en embriones de pollo de 9 a 11 días de edad o en cultivos celulares. • Identificación de los cuerpos de inclusión intranucleares eosinofílicos en la mucosa traqueal y posterior confirmación con la prueba de RT- PCR o aislamiento viral. iii) Diagnóstico diferencial Se deberá proceder a extraer muestras para realizar el diagnóstico diferencial con la Enfermedad de Newcastle y la Influenza Aviar. - 12 – �Otras enfermedades diferenciales son la Bronquitis Infecciosa Aviar, la Difteroviruela, Avitaminosis A, Cólera Aviar, Coriza Infecciosa, Reovirus y Adenovirus. VI. TRATAMIENTO Ningún tratamiento es eficaz una vez declarada la enfermedad. VII. CONTROL DE LA ENFERMEDAD EN CASO DE BROTE1 i) Consideraciones generales La prioridad para el manejo de un brote activo de LTI es la prevención de la diseminación del virus de las granjas inicialmente afectadas a otros establecimientos de la zona o región. La aplicación de las prácticas de aislamiento, cuarentena y desinfección son los puntos cruciales en el manejo del brote. La vacunación de lotes no expuestos, susceptibles, también puede ayudar a reducir el brote. Para la prevención y control de esta enfermedad debe considerarse que: - En el ámbito local o regional se requiere que la información fluya rápida y eficientemente desde las granjas y/o empresas involucradas en el brote hacia la Oficina Local del Senasa correspondiente. - El personal de la Oficina Local del Senasa deberá, en forma inmediata, concurrir al establecimiento afectado y procediendo de acuerdo al Manual de Procedimientos de Atención de Casos o Focos de Enfermedad, extraer y remitir muestras al laboratorio previamente designado para realizar el diagnóstico. 1 Brotes: presencia de dos o más focos de LTI, en un área geográfica determinada que guardan relación epidemiológica entre sí. - 13 – �- Se deberá establecer un Comité Técnico y de Control, conformado por personal de Senasa y un representante técnico de cada una de las empresas avícolas integradoras en la región y/o los veterinarios responsables sanitarios de los establecimietos avícolas en la zona. El Comité establecido se debe reunir en el menor tiempo posible una vez diagnosticado el brote, con el fin de: • Determinar la problemática (gravedad y magnitud o difusión) de la enfermedad. • Identificar los establecimientos avícolas involucrados en el brote. • Establecer la superficie geográfica en la que se hubiera confirmado la presencia del virus, así como las regiones de influencia, con el fin de definir las zonas de vigilancia y control. • Proporcionar asistencia técnica al personal y/o granjeros involucrados en el brote. • Armonizar los procedimientos, actividades y criterios para combatir la enfermedad y tomar decisiones unificadas. • Impartir instrucciones con relación a la vacunación. • Realizar un análisis retrospectivo y prospectivo del movimiento de aves, productos, subproductos, desechos (cama de galpón y/o guano), personas, vehículos, equipos o cualquier otro elemento capaz de diseminar la enfermedad o que hubiesen estado en contacto con las aves enfermas o fuentes de infección. • Seleccionar la mejor vía para el traslado de las aves vivas portadoras del virus con destino al sacrificio sanitario. - Todos los técnicos y granjeros deberán ser capacitados para reconocer los signos de la enfermedad y deberán solicitar - 14 – �rápidamente la confirmación del diagnóstico ante cualquier sospecha. Se recomienda tener disponible información para el granjero (se anexa un modelo al final del Manual). - Los granjeros, trabajadores y técnicos avícolas de la zona afectada deberán participar activamente, asumir un compromiso para el control de la enfermedad en dicha zona y cooperar en cuanto a las medidas de bioseguridad a implementar. ii) Cuarentena Es de suma importancia el aislamiento de los lotes infectados. La restricción del movimiento de aves sospechosas, enfermas o aquellas aparentemente sanas y expuestas a la enfermedad, así como sus productos y subproductos tiene como objetivo evitar la transmisión de la LTI a otras aves susceptibles no directamente expuestas dentro del predio, o entre granjas en una zona o región. La salida de aves de las granjas con brotes confirmados será permitida sólo cuando su destino final sea la faena. El levantamiento de la cuarentena se realizará una vez que el Senasa verifique la ausencia de signos clínicos de LTI y se cumplan con las actividades de vacunación preventiva, de higiene y bioseguridad de acuerdo a lo oportunamente establecido. iii) Medidas generales de higiene y bioseguridad En la zona o región donde se hayan confirmado brotes de LTI, todas las granjas avícolas deberán implementar estrictas medidas de higiene y bioseguridad. - 15 – �En los establecimientos avícolas con brotes de LTI se deberán implementar las siguientes medidas: - Prohibir el ingreso de visitas y vehículos. Sólo se debe permitir el ingreso del personal estable y de los vehículos que trasladen insumos (ej. alimento). - Las ruedas de los vehículos deben lavarse y desinfectarse al ingreso y egreso del establecimiento. - Eliminar la mortandad dentro del establecimiento diariamente, preferiblemente mediante composta. - Efectuar un riguroso control de plagas y otros animales dentro del predio. El virus de la LTI puede ser transmitido mecánicamente y por lo tanto deben llevarse a cabo esfuerzos para controlar las moscas y los roedores. Se debe prevenir la entrada de aves silvestres y de mascotas a los galpones e impedir el consumo de aves muertas. - Previo al traslado de las aves vivas portadoras del virus con destino al sacrificio sanitario, se debe rociar hasta mojar totalmente el plumaje de todas las aves con una solución detergente de amonio cuaternario antes de salir de la granja. El camión de transporte y las jaulas vacías se deben lavar y desinfectar en la planta de faena luego de la descarga de las aves. Estos tratamientos deberán estar supervisados por el veterinario responsable sanitario del establecimiento avicola y el jefe de servicio de Senasa en la planta de faena, respectivamente. - Las instalaciones que alojaron aves infectadas con LTI deberán ser rigurosamente decontaminadas una vez que la granja se encuentre vacía. Se procederá a su limpieza completa con detergente y agua, seguida con una adecuada desinfección bajo los requisitos que establezca el programa zonal y supervisado por el veterinario responsable sanitario del establecimiento. permanecer vacía durante al menos 15 días. - 16 – La granja deberá �- Los desechos (cama y/o guano) de los galpones deberán ser tratados por fermentación (composta) en el interior de los galpones, una vez vaciados de aves los mismos. El compostado de la cama de galpón se debe realizar por al menos 7 días, y debe alcanzar una temperatura interna de 54-60º C y una humedad de 24-29%. - El galpón se puede desinfectar con formol en todo su interior a una temperatura de 37º C durante dos (2) horas o bien se puede calentar durante 3 días a una temperatura de 37.8 º C. iv) Inmunización La vacunación preventiva se utiliza para inmunizar a las aves en zonas donde la enfermedad es endémica. La implementación de la vacunación sobre brotes confirmados dependerá de la rapidez con que se diagnostique la enfermedad, de la edad y del tipo de aves afectadas. Actualmente se dispone de un solo tipo de vacuna viva para laringotraqueítis producida en cultivo de tejidos y no reversible (LT-Ivax® de Lab. ScheringPlough). La vacuna generada en cultivo de tejidos se aplica por gota ocular. Da buena protección con poco grado de reacción, además de no diseminarse en forma horizontal. Se deberá vacunar siempre en forma individual, por vía ocular al 100% de las aves del lote. Por otro lado, existe otro tipo de vacuna de nueva tecnología o recombinante que no ha sido aprobada actualmente para su uso. Las vacunas recombinantes presentan como vector el virus de la viruela que expresa una fracción antigénica del virus de la LTI. No es reactiva y carece de virulencia y difusión. Su uso está condicionado a aves que no - 17 – �hayan sido inmunizadas contra la viruela o no hayan presentado la enfermedad. El método de aplicación de la misma es por punción alar o por inoculación subcutánea in-ovo, o al día de edad. VACUNA CULTIVO DE TEJIDOS VIRULENCIA DIFUSION LATENCIA REVERSION ++ - + - RECOMBINANTE - - - - En caso de brote, la vacuna a utilizar debe ser únicamente la producida en cultivo de tejidos y la vía de administración a ser empleada es por gota ocular. Es muy importante que los operarios vacunen al 100% de las aves, pues aquella que no es vacunada queda susceptible a la infección al no haber difusión horizontal del virus vacunal. En áreas de alto riesgo las gallinas de postura y los reproductores, deben ser vacunados durante la recría entre la cuarta y la sexta semana de edad, siendo revacunadas entre las 14 y las 20 semanas de edad. Los pollos de engorde no son vacunados habitualmente a menos que se encuentren en cercanías a un brote o si ha ocurrido un brote con anterioridad en la granja. Se recomienda vacunar los pollos entre los 21 y los 28 días de edad. En casos de alto riesgo podría implementarse la vacunación a partir de los 14 días de edad. Los pollos de menos de 14 días de edad no responden adecuadamente a la vacunación. Se deberá vacunar durante al menos dos crianzas consecutivas luego de la primera vacunación. - 18 – �VIII. ANEXO. “INFORMACIÓN Y RECOMENDACIONES PARA EL AVICULTOR” EN SU ZONA HAY UN BROTE DE LARINGOTRAQUEÍTIS INFECCIOSA ¿Qué es la Laringotraqueitis Infecciosa? La Laringotraqueitis (LTI) es una enfermedad respiratoria causada por un virus herpes, que afecta a las aves, fundamentalmente pollos y gallinas. Esta enfermedad debe ser reportada al Senasa. ¿Cómo se contagian las aves? El virus generalmente ingresa a la granja por introducción de aves infectadas o portadoras (aves que llevan la enfermedad, pero no muestran signos clínicos); por el movimiento del personal, visitantes, guano, vehículos y/o equipos contaminados (las secreciones respiratorias infectadas contaminan jaulas, equipo y ropa) El virus se puede también propagar mediante el viento y los camiones que llevan aves infectadas. ¿Cómo afecta la enfermedad a las aves? Una vez introducido en la granja, el virus de la LTI se disemina rápidamente por contacto. Las aves que se recuperan de la enfermedad pueden continuar trasmitiendo el virus por períodos muy prolongados de tiempo. El virus ingresa por el sistema respiratorio o la conjuntiva ocular. Las aves exhiben algunos o todos estos signos: �• Dificultad respiratoria (respiración a boca abierta con sacudidas frecuentes de cabeza, extensión de cuello y quejido largo característico). • Lagrimeo con presencia de “ojo almendrado” (conjuntivitis) y “ala sucia del lado afectado”. • Descarga nasal. Se debe sospechar de LTI cuando se presenta una enfermedad respiratoria generalmente aguda y repentina en pollos de más de 3 semanas de edad (generalmente 4 semanas de edad o más en pollos de engorde, y después de las 3 semanas de edad en gallinas de postura y reproductoras). El período de incubación El período de incubación de la LTI es de 6 a 12 días, pero la evidencia de la enfermedad se ha visto dos días después de la exposición al virus. Recomendaciones para la prevención y control 1- Confirme rapidamente la presencia de casos sospechosos de LTI por métodos de laboratorio. 2- Reporte rápidamente el brote a la Oficina de Senasa de su localidad. 3- Incremente la BIOSEGURIDAD en la granja: • Controle moscas y roedores. • NO mantenga aves de traspatio en su granja. • NO deje sueltas las mascotas (perros, gatos) • NO permita el ingreso de visitas (familiares, amigos, proveedores, etc). - 20 – �• NO visite otras granjas. • Restrinja el paso de vehículos. En caso de ingresar vehículos que traen insumos (alimento, gas) utilice los equipos de desinfección. No permita que baje el camionero. • NO comparta equipos con otros productores. • Desinfecte con viricidas aprobados a los vehículos e implementos (el virus es sensible a desinfectantes a base de fenol, yodóforos, cresol, y formaldehído). • Intensifique la higiene personal: utilice ropa y calzado limpio al entrar y salir del establecimiento; utilice pediluvios con solución desinfectante. • Elimine la mortandad diariamente por composta, enterramiento o incineración. • Mantenga una buena ventilación, con niveles bajos de amoníaco en los galpones. • NO alimente a otros animales con aves muertas. • Sacrifique al final del período de la crianza el 100% de sus aves. No regale ni deje aves de traspatio. • Composte por 7 días la cama del galpón o trátela con desinfectantes. • En caso de brote clínico en su granja: - Caliente el galpón a 37,8 º C por 3 días o bien desinfecte con formol a una temperatura de 37º C durante dos (2) horas. 4- - Realice un vacío sanitario mínimo de 15 días. - No movilice los desechos. Vacune a sus aves según la recomendación de su Médico Veterinario. Utilice vacunas a virus vivos producidas en cultivo de tejido por vía ocular. Utilice dosis completas. No rebaje la vacuna. Mantenga la - 21 – �vacunación por lo menos durante 3 crianzas consecutivas en pollos de engorde. Vacune a las pollas de postura durante la recría. - 22 – �IX. BIBLIOGRAFÍA -Hidalgo, H. Infectious laryngotracheitis: a review. Rev. Bras. Cienc. Avic., Sept./Dec. 2003, vol.5, no.3, p.157-168. ISSN 1516-635X. -Mariano Salem, E. M. Odor, M. Trouber S. Cloud, C. Pope. Aspectos a considerar en el diagnostico de laringotraqueítis infecciosa. Animal and Food Science, University of Delaware, 2005. -Andreasen JR. Jr, Glisson JR, Goodwin MA, Resurreccion RS, Villegas P, Brown J. Studies of infectious laryngotracheitis vaccines: Immunity in layers. Avian Diseases 1989; 33:524-530. -Bagust TJ, Calnek BW, Fahey KJ. Gallid-1 herpesvirus infection in the chicken. 3. Reinvestigation of the pathogenesis of infectious laryngotracheitis in acute and early post-acute respiratory disease. Avian Diseases 1986; 30:179-190. -Calnek BW, Fahey KJ, Bagust TJ. In vitro infection studies with infectious laryngotracheitis virus. Avian Diseases 1986; 30:327-336. -Williams RA, Bennett M, Bradbury JM, Gaskell RM, Jones RC, Jordan FTW. Demonstration of sites of latency of infectious laringotracheitis virus using the polymerase chain reaction. Journal of General Virology 1992; 73:2415-2430. -Cloud S.S., J.K. Rosenberger, C.R. Pope and M.M. Straight. Evaluation of Broiler Vaccination Programs for Infectious laringotracheitis Virus In Poultry. Vaccinationchniques Evaluation Workshop. 1995. - Dufour L., Control de Brotes de Laringotraqueítis, Federación Nacional de Avicultores de Colombia-FENAVI, publicación Nº139-Sección Sanidad. -Anónimo, Guidelines for erradication of infectious laryngotracheitis encompassing the broiler industry. Proc. 94th.Ann Mtg. U.S. Anim. Health Assoc. p.p. 337-339. 1990 �- Calneck, B.W. (Editor), Enfermedades de la aves, 11ª. Edición p.p.461469. - Hanson L.E., Bagust T.J. –Laryngotracheitis- diseases of Poultry. - Infectious Laryngotracheitis – Disease situation and control measures, Dr. Path Manathan, Pultry Industry Poultry, Factsheet ≠ 155, 2006. - 24 – � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual para la prevención y el control de brotes de la laringotraqueitis Infecciosa aviar Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2009 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección de Luchas Sanitarias Programa de aves y granja Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0074 Abstract A summary of the resource. La laringotraqueítis infecciosa (LTI) es una enfermedad viral que afecta al aparato respiratorio de pollos y gallinas, y se encuentra incorporada en el listado de enfermedades de declaración obligatoria de la Organización Mundial para la Sanidad Animal (OIE) y en el grupo de enfermedades a las que se refiere el artículo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria de los Animales, reglamentario de la Ley N° 3959, y por lo tanto es de responsabilidad del Senasa cuando asume un carácter epizoótico y su declaración es obligatoria en la República Argentina. Esta enfermedad produce pérdidas severas en la producción debido, tanto a la mortandad como a la disminución en la ganancia de peso o en la producción de huevos que causa en las aves infectadas. Table Of Contents A list of subunits of the resource. INTRODUCCION II. AGENTE ETIOLÓGICO i) Clasificación ii) Resistencia iii) Huéspedes iv) Susceptibilidad III. PATOGENIA i) Período de incubación ii) Transmisión iii) Replicación y latencia iv) Reactivación de infecciones latentes v) Respuesta inmune IV. SIGNOS CLÍNICOS Y LESIONES V. DIAGNÓSTICO i) Tipo de muestras ii) Pruebas diagnósticas iii) Diagnóstico diferencial VI. TRATAMIENTO VII. CONTROL DE LA ENFERMEDAD EN CASO DE BROTE i) Consideraciones generales ii) Inmunización iii) Cuarentena iv) Medidas generales de higiene y bioseguridad VIII. ANEXO. “INFORMACIÓN Y RECOMENDACIONES PARA EL AVICULTOR” IX. BIBLIOGRAFÍA Enfermedades de las Aves https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/6291a09a531e6bfed39bfe8c975ac39f.pdf 373df50bdbafdad41f8ceffab3b61780 PDF Text Text �SECRETARIA DE AGRICULTURA, GANADERIA, PESCA Y ALIMENTACION SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA Dirección de Laboratorios y Control Técnico Coordinación de Bacteriología Manual de Procedimientos para la Inspección Veterinaria l Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle (Resolución SENASA Nº 683/96) Buenos Aires - Mayo de 2000 República Argentina �SENASA Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Av. Paseo Colón 367, 9º piso BUENOS AIRES - REPUBLICA ARGENTINA Elaborado y redactado: Dra. Cora María Espinoza. Aprobado por: Dr. Alberto Pecker, director Nacional de Sanidad Animal; Dr. Marcelo De La Sota, director de Luchas Sanitarias Editor responsable: Lic. Cristina del Llano, coordinadora de Gestión Técnica. Diseño, armado y diagramación: Gabriel Rizzo y Jorge O. Díaz Diseño de tapa: Damián E. Atencio/Area de Diseño Gráfico Impreso en �PROLOGO El presente Manual de Procedimientos establece las normas operativas que deben ser ejecutadas ante la sospecha de foco de enfermedad de Newcastle y ante la confirmación del mismo. Dichas normas se encuentran legalmente amparadas por la Resolución Nº 683 del 31 de Octubre de 1996 del SENASA y su aplicación es responsabilidad de todos los agentes de este servicio Nacional y de los profesionales privados y propietarios ligados o vinculados al sector avícola en todo el territorio Nacional. �TABLA DE CONTENIDOS Capitulo 1 - Consideraciones generales y acciones Capitulo 2 - Procedimientos de limpieza y desinfección de la explotación avícola infectada Capitulo 3 - Aplicación del rifle sanitario o matanza en la explotación avícola infectada Capitulo 4 - Toma de muestras y remisión al laboratorio Capitulo 5 - Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o confirmación de presencia de enfermedad de newcastle La presente publicación ha sido estructurada de acuerdo con la Norma ISO/IEC Guide 25:1990. �8 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO I CONSIDERACIONES GENERALES Y ACCIONES DEFINICION: Newcastle es la enfermedad de las aves de corral, producida por cualquier cepa aviaria del Paramixovirus 1, con un Indice de Patogenicidad Intracerebral (IPIC) superior a 0.7 en pollos de un día de edad.» DENUNCIA: Los profesionales veterinarios, o personas responsables o encargadas de cualquier explotación avícola, industrial o doméstica, que detecten en las aves a su cargo signos de enfermedad de Newcastle o resultados de laboratorio compatibles con la misma, deben obligatoriamente y en forma inmediata realizar la denuncia al SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA. Las denuncias que se mencionan, serán recepcionadas en la Oficina Local del SENASA, más próxima al establecimiento o en forma telefónica, u otra a la sede Central del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD y CALIDAD AGROALIMENTARIA. PROCEDIMIENTO ANTE LA DENUNCIA: Ante la denuncia de un foco de la enfermedad de Newcastle o sospecha de la misma en uno o más establecimientos avícolas, el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD y CALIDAD AGROALIMENTARIA, pondrá la explotación bajo vigilancia oficial, a fin de garantizar que se adopten las acciones preventivas y profilácticas que a continuación se detallan: a) Censo de todas las aves del establecimiento detallando número de aves muertas, número de aves con síntomas clínicos y evolución de estos datos en el período de vigilancia. b) Toma de muestras y envío al laboratorio, en la forma y con las indicaciones que se detallan en el Capítulo 4. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 9 �c) Aislamiento de todas las aves garantizando que no tomen contacto con otras aves. d) Prohibición de ingreso de nuevas aves y salida de las que se encuentren en el establecimiento. e) Todos los movimientos de personas, animales, vehículos, cadáveres de aves, residuos, guano. implementos alimentos o cualquier otro elemento capaz de transmitir la enfermedad, estará subordinado a la autorización del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA o a la de las personas que este Servicio designe. Solamente se autorizará la salida de huevos para consumo, si los mismos se destinan directamente a un establecimiento procesador de ovoproductos (huevo líquido o deshidratado). f) Garantizar que se inicie la investigación epidemiológica correspondiente, de acuerdo a lo establecido en el Capítulo de este Manual. g) Desinfección de las entradas y salidas del establecimiento y de las instalaciones que se encuentran en el mismo. Estas medidas podrán hacerse extensivas a otras explotaciones vecinas si por su ubicación geográfica o contacto y movimiento de personas se sospeche de posible contaminación. PROCEDIMIENTOS ANTE LA CONFIRMACIÓN DEL FOCO: Si se confirma por las pruebas de laboratorio, el diagnóstico de enfermedad de Newcastle, el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CAIDAD AGROALIMENTARIA debe garantizar que se adopten las siguientes medidas: a) Delimitación de una «zona de foco» o «zona de protección» de un radio mínimo de cinco (5) Km rodeada de una «zona perifocal» o «zona de vigilancia» de un mínimo de diez (10) Km de radio. b) Sacrificio in situ de todas las aves afectadas del establecimiento y destrucción de los cadáveres y huevos. Estas operaciones se realizarán limitando al máximo el riesgo de propagación de la 10 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle enfermedad, de conformidad a lo establecido en el Capítulo 3 del presente Manual. c) Limpieza y desinfección de instalaciones y sus alrededores, implementos, vehículos de transporte y de todo material que pueda estar contaminado de acuerdo a lo que se establece en el Capítulo 2 del la presente Manual. d) Concluídas las operaciones indicadas en a, b, y c, deberá transcurrir un período de descanso o espera de 21 días como mínimo antes de volver a introducir aves en el establecimiento. e) En la «zona de foco» o de protección se aplicarán las siguientes medidas: e.1. Localización de todas las explotaciones avícolas de la zona. e.2. Visitas y exámen clínico y o de laboratorio si fuera necesario a todos los establecimientos, registrando resultados de las mismas. e.3. Desinfección apropiada de todos los lugares de salida y entrada de esos establecimientos. e.4. Control del tránsito dentro de la zona, de aves, personas que trabajen con las mismas, vehículos de transporte, cadáveres, huevos. e.5. Los movimientos de aves para su sacrificio al matadero, de pollitos de un día, de huevos para incubar o para consumo, podrán realizarse únicamente con autorización del Veterinario Oficial o de la persona que el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA designe. e.6. En caso de transporte para sacrificio, el Veterinario oficial responsable del establecimiento de faena deberá estar advertido de la llegada de esas aves para proceder a un sacrificio apartado de otras aves y para la identificación de la carne procedente de las mismas. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 11 �e.7. Los pollitos de un (1) día o huevos para incubación podrán ser transportados de preferencia a un establecimiento o planta de incubación dentro de la zona de foco o perifocal, o de lo contrario a un establecimiento con control Oficial. e.8. Los huevos para consumo podrán ser transportados preferiblemente a un establecimiento elaborador de ovoproductos, o bien deberán ser identificados para su comercialización dentro de la zona de foco o perifocal, o en otra zona previa desinfección de los mismos. e.9. No habiéndose registrado otras novedades, las medidas de la zona focal o de protección se mantendrán durante 21 días como mínimo a partir del día en que se realizaron las tareas de desinfección en el establecimiento. f) En la «zona perifocal» o de vigilancia se dispondrán las siguientes medidas: f.1. Localización de las explotaciones avícolas de la zona f.2. Control de los desplazamiento de aves y huevos para incubar dentro de la zona. f.3. Las aves destinadas a faena o los huevos para incubar si son transportados fuera de la zona perifocal, deberán declarar al establecimiento que se destinan el cual recibirá Control Veterinario Oficial. f.4. De no haberse registrado novedades en la zona, las medidas que anteceden se mantendrán durante 30 días después de haberse realizado las tareas de desinfección en los establecimientos infectados. g) Tanto en la zona focal como en la perifocal, estará prohibido la realización de ferias o exposiciones, el transporte de guano, desperdicios e implementos usados de galpones fuera de las zonas circunscriptas. 12 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle INVESTIGACION EPIDEMIOLOGICA: Deberán estudiarse los siguientes aspectos: -Estimación del período de tiempo de la presencia de la enfermedad de Newcastle en la explotación. -Posibles orígenes de la enfermedad en otras aves de corral o silvestres o en cautividad, así como aquellos que hayan podido contaminarse a partir del foco. -Movimientos de personas, vehículos, carne, cadáveres, guano, etc que hubieran podido introducir la enfermedad en el establecimiento. VACUNACION: EL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA puede disponer la puesta en marcha de un plan de vacunación de las aves de corral, cuestionadas y de urgencia, en explotaciones no sometidas a las restricciones establecidas en los puntos precedentes. FORMACION DE UNA COMISION TECNICA DE EMERGENCIA: EL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, puede disponer desde el principio la formación de una Comisión Técnica, constituida por profesionales veterinarios de organismos oficiales o privados destinada a coordinar las medidas de vigilancia y control del brote establecidas el presente Manual. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 13 �14 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 2 PROCEDIMIENTOS DE LIMPIEZA Y DESINFECCION DE LA EXPLOTACION AVICOLA INFECTADA 1era Limpieza y desinfección: a) Una vez extraídos los cadáveres y restos de alimentos o materia orgánica para su eliminación, se rociarán todas las superficies con las que hayan estado en contacto o cercanas a los mismos, con desinfectantes autorizados por el SENASA. El desinfectante deberá permanecer durante 24 hs como mínimo. 2da Limpieza y desinfección: a) Se realizará una limpieza profunda con un producto desengrasante y agua. b) Se rociará nuevamente con desinfectante indicado, todas las superficies tratadas, y se dejarán transcurrir 7 días. c) Se realizará nuevamente otra limpieza profunda con un producto desengrasante y abundante agua. d) Los implementos, bebederos, comederos, jaulas, nidos,etc. deberán tratarse en forma similar con especial atención al uso de agua caliente o sopleteado que supere los 70ºC. Se ubicarán en un lugar apartado y cubierto al amparo de otros animales o aves durante por lo menos 42 días. Los desagües y conductos de evacuación se llenarán con desinfectantes concentrados. El personal que conforma el equipo de limpieza y desinfección deberá ser provisto de ropa protectora adecuada, en lo posible descartable y toda la ropa y calzado deberá ser limpiada y desinfectada al terminar el operativo y ser provisto de ropa y calzado limpio para salir del establecimiento. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 15 �16 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 3 APLICACION DEL RIFLE SANITARIO O MATANZA EN LA EXPLOTACION AVICOLA INFECTADA a) El sacrificio de las aves se realizará dentro de la misma explotación infectada o lo más cerca posible, preferentemente en horas de luz adecuada. b) Se deberá evitar que se escapen animales. c) Primero se sacrificarán todas aquellas aves que presentaban signos clínicos y luego las que no presentaron signos clínicos pero que estuvieron en contacto riesgoso con las otras. d) La técnica de eutanasia será acordada con el personal técnico del establecimiento, de acuerdo a las posibilidades prácticas que se presenten. e) Los restos serán cubiertos por desinfectantes adecuados, protegidos de animales predadores, para luego poder ser destruidos. Toda la ropa y calzado de los operarios deberá ser dejada en el lugar del foco hasta su limpieza y desinfección. ELIMINACION DE LOS CADAVERES, MATERIALES Y RESIDUOS Para la eliminación de las carcazas, vísceras, estiércol, y alimentos, se podrá realizar el a) entierro o b) incineración. a) Los lugares para el entierro deberán contar con la aprobación de los reglamentos locales y oficiales encargados de la protección del medio ambiente. Las fosas de entierro deberán ser calculadas con una profundidad suficiente para permitir ser recubiertas con un metro de tierra. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 17 �No se aplicará cal a las carcazas salvo que el suelo sea muy húmedo. No se asentara la tierra al recubrir la fosa. b) Se recurrirá a la incineración cuando no se pueda realizar el entierro. Se deberá considerar la topografía del lugar, dirección de los vientos presencia de instalaciones u objetos de fácil combustión, disponibilidad de combustible y materiales que ayuden a la combustión, aprobación de los organismos oficiales encargados de la protección del medio ambiente, disponibilidad de agua o material contra incendio. 18 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 4 TOMA DE MUESTRAS Y REMISION AL LABORATORIO a. Muestras Hisopados de cloaca e hisopados traqueales de aves enfermas; materias fecales o contenido intestinal, tejido cerebral, tráquea, pulmones, hígado, bazo y otros órganos manifiestamente afectados procedentes de aves recién muertas o aves con sintomatología clínica sacrificadas y necropsiadas. a.1. Acondicionamiento de las muestras para su envío: Hisopados cloacales y o traqueales: los hisopos deben ser sumergidos en tubos conteniendo solución con antibiótico(*) o solución fisiológica estéril de manera que permita humedecer el extremo del hisopo que contiene el material a analizar. Organos: los órganos o trozos de órganos y tejidos deben remitirse en envases cerrados y limpios. (*)Solicitar solución con antibióticos a la Dirección de Laboratorios. Estas muestras deben enviarse en envases cerrados, identificados y refrigerados y acompañadas de un protocolo cuyo modelo se detalla en el punto b. b. Envío al Laboratorio Todas las muestras deben ser remitidas al Laboratorio correctamente identificadas y acompañadas por el protocolo que se detalla a continuación: Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 19 �SENASA PROTOCOLO DE REMISION DE MUESTRAS DE AVES FECHA DE TOMA DE MUESTRA ................./....................../.................... ESTABLECIMIENTO NOMBRE: ................................................................................................................................................................................................. UBICACION: Pcia: ........................................ Partido: ......................................................... Localidad: ................................................... SINTOMATOLOGIA REGISTRADA Y MORTANDAD DIARIA DEL LOTE: .................................................................................................................................................................................. VACUNACIONES: ..................................................................................................................................................................................... SOLICITA REALIZAR PRUEBAS VIROLOGICAS: .................................................................................................................................. BACTERIOLOGICAS: ............................................................................................................................................................................... SEROLOGICAS: ........................................................................................................................................................................................ PARASITOLOGICAS: ................................................................................................................................................................................ FECHA DE LA ULTIMA DOSIS CONTRA ENC: ...................................................................................................................................... MARCA: ............................................................................. SERIE: ......................................................................................................... MUESTRAS QUE SE ENVIAN HISOPADOS CLOACALES: ...................................................................................................................................................................... HISOPADOS TRAQUEALES: ................................................................................................................................................................... ORGANOS: ............................................................................................................................................................................... OTROS: ..................................................................................................................................................................................... CANTIDAD DE MUSTRAS ENVIADAS: .................................................................................................................................................. IDENTIFICACION DE LAS MUESTRAS: ................................................................................................................................................. MODO DE ENVIO: ................................................................ GARANTIZA INVIOLABILIDAD CON: ................................................... REFRIGERADA, CONGELADA, OTRA ................................................................................................................................... Lugar y Fecha 20 Resolución SENASA Nº 683/96 .................................................................. Firma del Veterinario Actuante �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 5 PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN PLANTAS FRIGORIFICAS DE AVES ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACION DE PRESENCIA DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE En el caso en que el Inspector Veterinario asignado a la planta de faena reciba una comunicación del Veterinario Oficial del servicio de campo en la que se indica que un determinado lote de aves que ha sido enviado a faena a esa planta, proviene de una zona donde se ha detectado un foco de enfermedad de Newcastle o de una zona que se encuentra bajo vigilancia por sospecha o confirmación de la ocurrencia de una enfermedad exótica tal como la Influenza Aviar, se deberá proceder como a continuación se detalla: 1) Identificación del o los lotes indicados 2) Autorizar la faena de ese o esos lotes al final de la faena del día 3) Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de la línea de faena al concluir la misma. 4) Garantizar que se realice la limpieza y desinfección en forma intensiva de los camiones que fueron utilizados para el transporte de esos lotes, antes de que los mismos se retiren de la planta. 5) Identificar la partida faenada a fin de que la misma se destine a subproductos cocidos, harinas, u otros cuyo proceso de elaboración incluya la aplicación de temperatura suficiente de manera que garantice la destrucción de los agentes causales de enfermedad. En el caso en que el Inspector Veterinario, no hubiera recibido comunicación, pero observase en la inspección pre-mortem que las aves presentan síntoma compatibles con alguna de estas enfermedades (síntomas respiratorios, nerviosos, plumaje erizado, pre- Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 21 �sencia de aves muertas, etc.), deberá proceder como a continuación se detalla: 1) Extraer muestras de las aves del lote sospechoso tal como se indica en el Capítulo 4 del presente Manual y enviar las mismas al laboratorio del SENASA de la Dirección de Laboratorios y Control Técnico con carácter de urgente y a fin de que se confirme o nó la sospecha. 2) Avisar al Veterinario de la Oficina Local del SENASA que corresponde a la zona de donde provienen las aves. 3) En cuanto a la faena del lote proceder como se indica en los puntos de 1) a 4). 4) Identificar las aves una vez faenadas apartadas de otras aves en cámara, a la espera de los resultados del laboratorio. 5) De confirmarse el diagnóstico por pruebas de laboratorio, deberá cumplirse con lo indicado en el punto 5) del párrafo anterior. Si el resultado del laboratorio no confirmase el diagnóstico de enfermedad de Newcastle o de Influenza Aviar, y de evaluarse que la carne o carcazas cumplen con las condiciones de higiene y sanidad, la mercadería podrá ser liberada para su comercialización. 22 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle Zona de vigilancia 10 Km. Zona de foco 5 Km. Acciones en la zona de foco y vigilancia: Interdicción del/las granjas Sacrificio en el foco de las aves afectadas Limpieza y desinfección en el foco Prohibición de ingreso de nuevas aves en la zona de foco Censo de todas las aves y granjas en las zonas Inspección de todas las granjas de las zonas e implentación de medidas de bioseguridad Control del tránsito de vehículos y personas Control del destino de huevos, aves y BB de 1 dia Aviso a las plantas de faena de la zona de foco y de vigilancia Las medidas establecidas, se mantendrán durante 21 dias en caso de no registarse nuevos focos Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 23 �24 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPÍTULO 6 CONTROL Y FISCALIZACION DE LA VACUNACION OBLIGATORIA CONTRA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE DE PALOMAS MENSAJERAS (RESOLUCION Nº 723/00) La Resolución Nº 723/00 de la S.A.G.P.y A, establece que la vacunación contra la enfermedad de Newcastle de todas las palomas mensajeras del país es obligatoria. Se ha determinado que estas aves son altamente susceptibles a contraer el virus de la enfermedad de Newcastle ( conocido como Paramixovirus de la paloma). Dada la actividad que las palomas mensajeras desarrollan y que durante las carreras toman contacto con otras aves, las mismas significan un riesgo potencial para la difusión de la enfermedad para la cual la Argentina se ha declarado libre ante la OIE. Por esta razón se ha establecido su vacunación obligatoria después de comprobar que los casos de Newcastle registrados ocurrían en palomas que no han sido vacunadas o en las que se ha aplicado un plan de vacunación o una vacuna inadecuada. La resolución 723/00, establece que el SENASA es el organismo responsable para fiscalizar y controlar la vacunación. Para ello se deberá proceder de la siguiente forma: 1) Cada Asociación Colombófila, deberá presentar anualmente ante el SENASA (Oficinas Locales) un censo completo de las palomas mensajeras que se encuentran inscriptas en la misma, con los certificados de vacunación correspondientes. 2) Las Asociaciones Colombófilas que organicen carreras en cualquier punto del país, deberán avisar de la o las mismas a la Oficina Local del SENASA indicando las fechas programadas, así Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 25 �como el lugar de la «largada» con anticipación al evento y al mismo tiempo presentar el listado de palomas inscriptas en la carrera con sus correspondientes certificados de vacunación. Todas las palomas deben estar vacunadas antes de su primer vuelo. 3) Los vehículos que trasladen palomas dentro del territorio Nacional deberán hacerlo acompañados de la siguiente documentación: Certificado de Vacunación contra la enfermedad de Newcastle y Autorización de Tránsito otorgada por SENASA en la que se avala el Certificado de Vacunación y se autoriza el tránsito por el período de tiempo que establece la cobertura vacunal de acuerdo al tipo de vacuna utilizada y a la fecha de vacunación. Dicho documento será otorgado en las Comisiones Locales del SENASA a pedido del interesado y siempre que éste presente el Certificado de Vacunación contra la Enfermedad de Newcastle correspondiente a las palomas que van a transitar, identificadas por sus anillos. (Ver más abajo modelo de certificado y requisitos de vacunación). NOTA: Dado que los palomares no son caracterizados como establecimientos de «producción», sino que esta es una actividad deportiva, no se encuentran obligados a registrarse bajo el RENSPA, por lo tanto no es factible otorgar para las palomas el DTA. Es por esta razón que se establece otorgar una «Autorización de Tránsito». 4) Casi todos los palomares se encuentran inscriptos en Asociaciones Colombófilas, pero en el caso de detectarse la existencia de palomares no adheridos a la actividad, SENASA podrá realizar una inspección en el mismo y exigir los certificados de vacunación de todas las palomas mayores de 30 días existentes en el mismo. 5) Los certificados de vacunación, deben disponer del contenido que se detalla en el modelo de certificado que se adjunta, con la firma y aclaración de un veterinario matriculado, que se responsabilice de esa vacunación. Existen en el mercado, varios tipos de vacunas contra la enfermedad de Newcastle casi todas ellas destinadas a pollos y gallinas. SENASA ha aprobado y han sido sometidas a pruebas de potencia 26 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle solo tres vacunas para palomas: «COLOMBOVAC» Laboratorio Ford Dodge «ND BAGOVAC PALOMAS» Laboratorio San Jorge Bagó «PARAVOLAR» Laboratorio Delamer Por el momento, SENASA recomienda el uso de estas vacunas hechas especialmente para palomas, pero no está prohibido el uso de vacunas contra Newcastle de pollos en las palomas, si se respetan los vencimientos de la inmunidad, ya que estas últimas son mucho menos efectivas (pero más económicas). De manera que de acuerdo a los períodos de inmunidad que confiere cada vacuna, se deben respetar y controlar en la fiscalización de la vacunación los siguientes plazos de validez para cada tipo de vacuna: COLOMBOVAC y ND BAGOVAC = una dosis por año PARAVOLAR = 2 dosis por año Vacunas para Pollos (vivas, gota ocular cepa La Sota o cepa B1)= deben aplicarse de la siguiente manera: concentrar cinco veces la vacuna y aplicar 1 dosis concentrada cada 45 días. En los certificados de vacunación debe figurar qué vacuna se utilizó, la fecha de vacunación, la estampilla y en el caso de haberse utilizado la de pollos, además la concentración de la dosis. Las vacunas inactivadas indicadas específicamente para palomas, se aplican en forma inyectable (vía subcutánea), en el pliegue del cuello. Las vacunas a virus vivo pueden administrarse en gota ocular, nasal o bucal o directamente en el agua de bebida según la marca. A continuación se mencionan algunos datos e información de orden técnico que puede resultar de interés: Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 27 �En los palomares están las palomas reproductoras y las que se usan para volar. Los nacimientos, si bien pueden ocurrir en cualquier época del año, generalmente se trata de estacionarlos para los meses de Agosto y Septiembre que es la época en la que finalizan las carreras. Después de nacidos los pichones, a los 30 días hacen su primer replume. En ese momento se haría la primera vacunación. Los planes de vacunación para reproductoras o para las que corren son los mismos. Las reproductoras en general no se trasladan ni se largan a volar, están en los palomares, por esta razón son de menor riesgo ya que no toman contacto con el medio ambiente o con otras aves. La mayoría de los palomares se encuentran inscriptos en alguna Asociación Colombófila (condición para participar de las carreras) y éstas a su vez inscriptas en la Federación Colombófila Argentina, aunque hay asociaciones independientes regionales en diversas zonas del país que pertenecen a la Federación. ANTE LA SOSPECHA O POSIBLE OCURRENCIA DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE EN UN PALOMAR, EL PROPIETARIO Y O EL VETERINARIO A CARGO DEL MISMO, ESTAN OBLIGADOS A REALIZAR LA DENUNCIA ANTE EL SENASA. LOS PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN ESOS CASOS SON LOS MISMOS QUE SE ESTABLECEN PARA OTRAS AVES, EN ESTE MISMO MANUAL. 28 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CERTIFICADO DE VACUNACION CONTRA LA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE PARA PALOMAS DE RAZA MENSAJERA SENASA PROPIETARIO ASOCIACIÓN COLOMBOFILA: ........................................................................................................................................ PROPIETARIO: .................................................................................................................................................................... NOMBRE DEL PALOMAR: ...................................................................................................... PLANTEL: ........................ DOMICILIO: ......................................................................................................................................................................... IDENTIFICACION Número Año Número Año Número Año ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... REFERENTE VACUNA: REFERENTE VACUNA: Marca:.............................................................................. Marca:.............................................................................. Nº de Serie: ..................................................................... Nº de Serie: ..................................................................... Nº de Estampilla: ............................................................ Nº de Estampilla: ............................................................ Vencimiento: ................................................................... Vencimiento: ................................................................... Fecha de vacunación: ................../....................../............ Fecha de vacunación: ................../....................../............ Válida hasta: .................................................................. Válida hasta: .................................................................. Observaciones: ................................................................. Observaciones: ................................................................. .......................................................................................... .......................................................................................... LUGAR Y FECHA: ............................................................................................................................................................................ VETERINARIO .......................................................................................................... Matrícula N° ............................................................................................................... Provincia .................................................................................... Firma Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 29 �30 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 31 �Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Sede Central: Av. Paseo Colón 367 (1063), Capital Federal, República Argentina Tel.: (011) 4345-4110/4112 y 4331-6041 al 49 http://senasa.mecon.gov.ar � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos para la Inspección Veterinaria. Manual de procedimientos para la enfermedades de Newcastle Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2000 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección de Laboratorios y Control Técnico Coordinación de Bacteriología Relation A related resource Resolución SENASA N° 683/96 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0076 Abstract A summary of the resource. El presente Manual de Procedimientos establece las normas operativas que deben ser ejecutadas ante la sospecha de foco de enfermedad de Newcastle y ante la confirmación del mismo. Dichas normas se encuentran legalmente amparadas por la Resolución Nº 683 del 31 de Octubre de 1996 del SENASA y su aplicación es responsabilidad de todos los agentes de este servicio Nacional y de los profesionales privados y propietarios ligados o vinculados al sector avícola en todo el territorio Nacional Table Of Contents A list of subunits of the resource. Capitulo 1 - Consideraciones generales y acciones Capitulo 2 - Procedimientos de limpieza y desinfección de la explotación avícola infectada Capitulo 3 - Aplicación del rifle sanitario o matanza en la explotación avícola infectada Capitulo 4 - Toma de muestras y remisión al laboratorio Capitulo 5 - Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o confirmación de presencia de enfermedad de newcastle