33 10 5683 https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/39dd1833ac756eae39d3ff2b017fe40c.pdf 580cb04112f0314058bcc462b2431d2d PDF Text Text MANUAL DE PROCEDIMIENTO Diagnóstico serológico de brucelosis (B. abortus, B. melitensis, B. suis) Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) Edición 2025 �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Coordinación de Bacteriología Dirección de Laboratorio Animal Dirección General de Laboratorios y Control Técnico Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2025 �Índice Introducción 6 Objetivos 6 Abreviaturas y definiciones 6 Medidas generales de bioseguridad y seguridad en el laboratorio 7 Principios de bioseguridad 7 Prácticas operativas seguras y hábitos personales 8 Limpieza y desinfección del laboratorio 10 Eliminación de residuos peligrosos (patológicos/químicos) 10 Aseguramiento de la calidad en el laboratorio 10 Control de calidad de insumos 11 Equipos 13 Sobre la enfermedad 13 Descripción de la enfermedad 14 Infección por Brucella en ganado bovino 14 Infección por Brucella en ovejas y cabras 15 Infección por Brucella en cerdos 15 Infección por Brucella en otras especies: domésticas, salvajes 16 en cautiverio o en libertad Riesgo zoonótico y requisitos de bioseguridad Técnicas de diagnóstico Pruebas serológicas Procedimientos de trabajo para el diagnóstico de brucelosis en el laboratorio de red 17 18 18 20 �Registro de entrada de muestras 20 Características y condiciones de las muestras 21 Condiciones de recepción de las muestras 21 Condiciones de rechazo o demora del procesamiento de las 21 muestras Informes de resultados Pruebas screening con antígeno tamponado en placa (BPAT y RBT) 22 23 para la detección de anticuerpos contra Brucella spp Desarrollo 23 Ejecución del ensayo de BPAT 23 Ejecución del ensayo de Rosa de Bengala 24 Lectura e interpretación de resultados de las pruebas de scree- 25 ning con antígeno tamponado en placa Informes de resultados Pruebas de seroaglutinación lenta en tubo (SAT/2-ME) 25 26 Desarrollo 26 Ejecución del ensayo 27 Incubación 28 Lectura e interpretación de resultados 28 Informes de resultados 30 Preparación de soluciones para las pruebas de SAT/2-ME 31 Prueba del anillo en leche (PAL o MRT) solo para bovinos 31 Desarrollo 32 Toma de la muestra 33 Ejecución del ensayo 33 Lectura 33 Modificación de la prueba para tanques muy grandes 34 Enzimoinmunoensayo indirecto (I ELISA) (para suero o leche) 34 Etapas 35 Desarrollo 36 �ELISA por competición / bloqueo Desarrollo Ensayo de polarización fluorescente para la detección de anticuerpos 38 38 41 contra brucella en suero Desarrollo 42 Ejecución del ensayo 42 Lectura e interpretación 43 Fijación de complemento 44 Desarrollo 44 Manejo y conservación de las muestras 45 Condiciones del ensayo 46 Ejecución 46 Lectura de resultados 48 Anexos 52 Bibliografía 68 �Introducción El presente manual está dirigido a profesionales que se desempeñan en la Red de Nacional de Laboratorios del Senasa (Redlab) respecto a las técnicas relacionadas con el diagnóstico serológico de brucelosis. Estas técnicas son internacionalmente reconocidas y recomendadas por la Organización Mundial de Sanidad Animal (OMSA) y el Senasa. Objetivos • Colaborar con el mejor desempeño y competencia de los laboratorios que realizan el diagnóstico serológico de la brucelosis en diferentes especies animales inscriptos en la Redlab. • Proporcionar a la Redlab un instrumento que facilite el desarrollo adecuado, sistematizado y estandarizado de los procedimientos técnicos que se realizan en los laboratorios. • Contribuir a la aplicación de las medidas de bioseguridad y controles de calidad que deben cumplirse cuando se desarrolle un procedimiento técnico. • Contar con un instrumento que sirva de guía para la evaluación y monitoreo de las actividades del laboratorio. Abreviaturas y definiciones • Ag: Antígeno • Biovariedad: bv • BPAT (Buffered plate antigen test): Aglutinación con antígeno bufferado en placa • CELISA: Enzimoinmunoensayo competitivo • C’: Complemento de cobayo • DGLYCT: Dirección General de Laboratorios y Control Técnico • DLA: Dirección de Laboratorio Animal • DNSA: Dirección Nacional de Sanidad Animal • DT: Dilución de Trabajo • ELISA: Enzimoinmunoensayo • FCT: Fijación de Complemento Test • FPA: Ensayo de Polarización Fluorescente • GR: Glóbulos Rojos • IELISA: Enzimoinmunoensayo Indirecto • IgG: Inmunoglobulina G • IgM: Inmunoglobulina M • LPS: Lipopolisacárido • 2-ME: 2- Mercaptoethanol • M: Molar • mP: milipolarización MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 6 �• MRT (PAL): Prueba de anillo en leche • OMSA: Organización Mundial de Sanidad Animal • PAC: Poder anticomplementario • RBT: Rosa de Bengala Test • Renspa: Registro Nacional de Productores Agropecuarios • SAT: Seroaglutinación lenta en tubo • SB: Solución Buffer • Senasa: Servicio de Sanidad y Calidad Agroalimentaria • SH: Sistema Hemolítico • UI/ml: Unidades Internacionales por mililitro • UIFCT/ml: Unidad Internacional fijadora del complemento Test por mililitro • UA: Unidad de Antígeno • UC: Unidad de Complemento • UH: Unidad de Hemolisina Medidas generales de bioseguridad y seguridad en el laboratorio Se entiende por bioseguridad: La disciplina que trata el manejo seguro y la contención de microorganismos infecciosos y materiales biológicos peligrosos. La práctica del manejo seguro de microorganismos patógenos y sus toxinas en el laboratorio biológico se realiza a través de la aplicación de los principios de contención y la evaluación de riesgos. Principios de bioseguridad El término “contención” se utiliza para describir métodos seguros para manejar materiales infecciosos en el medio ambiente del laboratorio, donde son manipulados o conservados. El objetivo de la contención es reducir o eliminar la exposición de quienes trabajan en laboratorios u otras personas, y del medio ambiente externo a agentes potencialmente peligrosos. Contención primaria: la protección del personal y del medio ambiente inmediato del laboratorio de la exposición a agentes infecciosos es provista tanto mediante buenas técnicas microbiológicas como a través del uso de Equipos de Protección Personal (EPP) de seguridad adecuados. La aplicación de vacunas al personal cuando corresponda puede brindar un mayor nivel de protección del personal. Contención secundaria: la protección del medioambiente externo al laboratorio de la exposición a materiales infecciosos se logra a través de una combinación del diseño de la instalación y prácticas operativas. Por lo tanto, los elementos de contención incluyen prácticas y técnicas de laboratorio, equipos de seguridad y el diseño de la instalación. La evaluación del riesgo del trabajo a realizar con un agente específico determinará la combinación apropiada de estos elementos. Prácticas y técnicas de laboratorio: el elemento más importante de la contención es el cumplimiento estricto de las prácticas y técnicas microbiológicas MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 7 �estándares. Las personas que trabajan con agentes infecciosos o materiales potencialmente infectados deben conocer los riesgos potenciales, y también deben estar capacitados y ser expertos en las prácticas y técnicas requeridas para manipular dichos materiales en forma segura. Cada laboratorio está obligado a desarrollar o adoptar un manual de operaciones o de bioseguridad que identifique los riesgos que se encontrarán o puedan producirse, y que especifique las prácticas y procedimientos destinados a minimizar o eliminar las exposiciones a estos riesgos. Se debe alertar al personal acerca de los riesgos especiales y se le debe exigir que lea y cumpla las prácticas y procedimientos requeridos. El personal capacitado y bien informado acerca de las técnicas de laboratorio adecuadas, procedimientos de seguridad y riesgos asociados a la manipulación de agentes infecciosos debe ser el responsable de la conducción de los trabajos con cualquier agente o material infeccioso. Esta persona tiene la obligación de consultar a profesionales especializados en bioseguridad u otros profesionales de la salud y seguridad respecto de la evaluación del riesgo. Cuando las prácticas de laboratorio estándares no son suficientes para controlar los riesgos asociados a un agente o a un procedimiento de laboratorio particular, quizás sea necesario aplicar medidas adicionales. El director del laboratorio es responsable de seleccionar prácticas de seguridad adicionales, que deben guardar relación con los riesgos relacionados con el agente o procedimiento. El director o la persona a cargo del laboratorio es responsable de brindar u organizar la capacitación adecuada del personal. Prácticas operativas seguras y hábitos personales • Limitar o restringir el acceso al laboratorio. • Diseñar el laboratorio para que su limpieza sea sencilla. Las superficies de las mesas de trabajo deben ser impermeables al agua y ser resistentes al calor moderado y a solventes orgánicos, ácidos, álcalis y productos químicos utilizados para descontaminar la superficie de trabajo y los equipos. • Seleccionar muebles de laboratorio con capacidad de soportar cargas y usos previstos. Los espacios entre las mesas de trabajo, gabinetes y equipos deben ser accesibles para su limpieza. • Cada laboratorio debe contener una pileta para el lavado de manos. • Adecuar la iluminación para todas las actividades, evitando los reflejos y el brillo que pueda molestar la visión. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 8 �• Proveer mosquiteros para las ventanas del laboratorio que se abren hacia el exterior (en lo posible deberían ser fijas). • Usar ambos, delantales, batas o uniformes de laboratorio de protección adecuados durante la permanencia en el mismo. Retirar y dejar esta ropa de protección en el laboratorio antes de dirigirse a otras áreas (por ejemplo, cafetería, biblioteca, oficinas administrativas); además, usar calzado cerrado y cabello recogido. • Es obligatorio el uso de guantes cuando es probable que las manos entren en contacto con materiales infecciosos, superficies o equipos contaminados (puede ser apropiado el uso de dos pares de guantes). Descartar los guantes cuando están contaminados y retirarlos cuando se completa el trabajo con los materiales infecciosos o cuando está comprometida la integridad del guante. Los guantes descartables no se lavan, no se vuelven a usar, ni se utilizan para tocar superficies “limpias” (teclados, teléfonos, picaportes, entre otros), y no se deben usar fuera del laboratorio. • No está permitido comer, beber, fumar, manipular lentes de contacto, maquillarse o almacenar alimentos para uso humano en áreas de trabajo. • Utilizar protección ocular para los procedimientos en los que se puedan producir salpicaduras de microorganismos u otros materiales peligrosos. Las personas que usan lentes de contacto en laboratorios deben también utilizar antiparras o un protector facial. • Lavarse las manos luego de manipular materiales viables, luego de quitarse los guantes y antes de retirarse del laboratorio. (Ver Anexo I). • Almacenar los alimentos fuera del área de trabajo en gabinetes o refrigeradores designados y utilizados con este único fin. • Está prohibido pipetear con la boca: utilizar dispositivos de pipeteo mecánicos. Aplicar políticas para el manejo seguro de objetos cortantes o punzantes. • Llevar a cabo todos los procedimientos con precaución a fin de minimizar la creación de salpicaduras o aerosoles. • Descontaminar las superficies de trabajo como mínimo una vez por día, luego de finalizar las tareas y ante todo derrame de material viable. • Descontaminar todos los cultivos, stocks y otros desechos reglamentados antes de ser desechados mediante un método aprobado, como por ejemplo, mediante autoclave. Los materiales que se deben descontaminar fuera del laboratorio inmediato son colocados en un recipiente duradero, estanco y cerrado para su transporte desde el laboratorio. Los materiales que se deben descontaminar fuera del laboratorio inmediato se embalan de conformidad con las normas locales, estatales MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 9 �y federales aplicables antes de retirarlos del establecimiento de acuerdo a las indicaciones de la Ley 24.051 de Residuos Peligrosos. • El laboratorio debe tener las hojas de seguridad1 de cada sustancia química que utiliza en formato impreso y capacitar al personal sobre las mismas. Limpieza y desinfección del laboratorio Todo laboratorio debe tener un programa con métodos de limpieza y desinfección bien definidos para disminuir los riesgos de contaminación con materiales peligrosos acorde a las características del lugar y volumen de trabajo. La limpieza de los laboratorios incluye a los equipos, mesas de trabajo, heladeras, freezer, aberturas, etc. Dentro de la limpieza se debe incluir el control de insectos y roedores. Eliminación de residuos peligrosos (patológicos/químicos) El laboratorio debe elaborar un procedimiento de la manipulación, clasificación y descarte de los residuos peligrosos ya que pueden causar daño, directa o indirectamente a seres vivos o contaminar el suelo, el agua, la atmósfera o el ambiente en general. Se consideran residuos patológicos/químicos al material biológico de diversos orígenes que puede no tener características infecciosas pero sí de toxicidad. Un residuo se considera tóxico cuando es capaz de, a determinadas dosis, provocar una acción química o químico-física que cause daño en la salud, luego de estar en contacto con la piel o las mucosas o de haber penetrado en el organismo por cualquier vía. Los residuos serán acumulados en recipientes colocados convenientemente y en cantidad suficiente en el lugar de generación de los mismos. Los mismos se podrán tratar mediante los siguientes métodos: incineración, enterramiento por relleno de seguridad, esterilización por autoclave, ya sea por el mismo laboratorio o por empresas dedicadas a ese fin. Se ajustará a la normativa establecida por la jurisdicción donde se encuentra el laboratorio. Aseguramiento de la calidad en el laboratorio Se debe cumplimentar la reglamentación vigente de acuerdo a las BPL (buenas prácticas de laboratorio), requisitos particulares del Senasa y la Norma ISO/IEC 17025 (última versión vigente) según la categoría del laboratorio. Es un documento que indica las particularidades y propiedades de una determinada sustancia para su uso más adecuado (en inglés, Material Safety Data Sheet o MSDS). El principal objetivo de esta hoja es proteger la integridad física del operador durante la manipulación de la sustancia. Esta hoja o ficha contiene las instrucciones detalladas para su manejo y persigue reducir los riesgos laborales y medioambientales. 1 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 10 �Para que los resultados del diagnóstico sean uniformes, confiables y trazables, deben efectuarse siguiendo técnicas estandarizadas, con operadores capacitados en la realización e interpretación de los resultados, utilizando equipos y reactivos controlados. Los procedimientos de laboratorio están sujetos a múltiples causas de error que deben ser detectados para poder aplicar correcciones o acciones correctivas. Los procedimientos se pueden monitorear mediante controles internos con la utilización diaria de sueros controles internos con títulos conocidos; mientras que el control externo –que se refiere al realizado por un laboratorio de referencia– se puede hacer mediante auditorías que revisen los métodos analíticos, la organización del trabajo del laboratorio y los procedimientos de control de calidad internos implementados. Respecto a la participación en ensayos interlaboratorios, los mismos deben ser provenientes de organismos reconocidos y programas de ensayos de aptitud. Se deben mantener documentados los resultados y, en caso de obtener resultados no satisfactorios, implementar las acciones correctivas pertinentes para su seguimiento y cierre. Del mismo modo podrán utilizarse otras herramientas a los fines de garantizar el desempeño adecuado y asegurar la calidad de los resultados de ensayo, como la confección de gráficos de control2. El control permanente de la calidad de los resultados junto con las buenas prácticas de laboratorio que incluye la utilización de técnicas evaluadas, personal capacitado y operaciones estandarizadas, garantiza el resultado confiable del diagnóstico. Control de calidad de insumos Todos los insumos y reactivos que se utilizan en el laboratorio deben ser establecidos con fórmulas y procedimientos detallados en manuales disponibles en el área de trabajo. La composición, el tipo de envase, la identificación y el lugar de almacenamiento deben ser los indicados en los manuales. No introducir cambios que no estén registrados y autorizados por el responsable del laboratorio. Todos los insumos y materiales de referencia deben cumplir con las especificaciones registradas. 2 Diagrama que sirve para examinar si un proceso se encuentra en una condición estable, o para asegurar que se mantenga en esa condición. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 11 �Los reactivos biológicos que se emplean en las técnicas de ensayo deben utilizarse de acuerdo a las especificaciones del manual de procedimientos operativos correspondiente, respetando las indicaciones para la conservación, almacenamiento y titulación. Los reactivos para el diagnóstico de brucelosis que se comercializan en la República Argentina, deben cumplir la normativa vigente del Senasa y aprobar el control de calidad de cada lote o serie indicado en la estampilla correspondiente. Se debe llevar un registro de cada lote de antígeno/kit que se utiliza con la fecha de uso. En los laboratorios se requiere usar agua con mínimo de impurezas. Los requisitos de calidad o pureza se encuentran establecidos sobre la base de diferentes normas o criterios, dependiendo de las instituciones u organismos internacionales que establecen las referencias. Entre éstas se encuentran la American Society for Testing and Materials (ASTM), British Standards Institution (BSI) y la International Organization for Standardization (ISO). Actualmente están definidos los diferentes niveles de pureza del agua en función de los parámetros físico-químicos, tales como conductividad eléctrica, resistividad, contenido de carbono, oxígeno o sílice. Clasificación del agua de acuerdo a su característica fisicoquímica. Especificaciones según ISO 3696 Parámetros Fisicoquímicos Grado 1 Grado 2 Grado 3 Conductividad eléctrica valor máximo a 25 ºC, µS/cm 0,1 1 5 Resistividad, MΩ 10 1 0,25 Absorbancia (UA a 254 nm) 0,001 0,01 -- Sílice Total valos máximo mg/l 0,01 0,02 1 pH -- -- 5,0 a 7,5 Clasificación de los tipos de agua según NC-ISO 3696: 2004 Grado 1- Exenta básicamente de contaminantes constituidos por iones disueltos o coloidales y materias orgánicas. Es apropiada para los requisitos de análisis más exigentes, incluyendo la cromatografía líquida de alta definición. Se puede preparar por un tratamiento adicional del agua de grado 2 (por ejemplo osmosis inversa o desionización seguida de filtrado a través de una membrana con tamaño de poro de 0,2 µm para separar las partículas, o por redestilación en un aparato de sílice fundido). Grado 2- Con muy pocos contaminantes inorgánicos, orgánicos o coloidales. Es apropiada para análisis delicados, incluyendo la espectrometría de absorción atómica (EAA) y la determinación de componentes en cantidades mínimas. Se puede preparar por destilación múltiple o por desionización u osmosis inversa seguida de destilación. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 12 �Grado 3- Apropiada para la mayoría de los trabajos de química en laboratorios por vía húmeda y la preparación de soluciones de reactivos. Se puede preparar mediante una sola destilación, por desionización o por osmosis inversa. Salvo indicación en contrario, se puede utilizar para el trabajo normal de análisis. Equipos El laboratorio debe tener inventario del equipamiento y un programa de control y mantenimiento de los equipos que emplea en el laboratorio. El equipamiento que afecte la calidad de los resultados de ensayo, debe mantenerse controlado, estipulando dentro de un programa los intervalos de control, calibración /verificación y mantenimiento de los mismos. Sobre la enfermedad3 Brucelosis es el nombre genérico que se aplica a las infecciones–humanas o animales– causadas por distintas especies del género Brucella, principalmente Brucella abortus, B. melitensis y B. suis. La infección del ganado ovino por B. ovis se describe por separado en el Capítulo 3.7.7 Epididimitis ovina (Brucella ovis) del manual de la OMSA. Agente: Brucella (B. abortus, B. melitensis, B. suis) El género Brucella forma parte de la familia Brucellaceae, que a su vez forma parte del orden Rhizobiales, en la clase alphaproteobacteria. Presenta una estrecha relación genética con ciertos agentes patógenos de las plantas y simbiontes de los géneros Agrobacterium y Rhizobium, así como con agentes patógenos de animales (Bartonella) y bacterias oportunistas o del suelo (Ochrobactrum). La evidencia genética e inmunológica indica que todos los miembros del género Brucella están estrechamente relacionados. Sin embargo, teniendo en cuenta que existen diferencias relevantes entre las principales variantes en cuanto al tipo de hospedador y a la epidemiología, así como evidencias moleculares de variaciones genómicas, el Comité Internacional de Sistemática de Procariotas, Subcomité de Taxonomía de Brucella, adoptó en 2005 una decisión firme sobre el retorno a las posiciones anteriores a 1986 en lo relativo a la taxonomía de Brucella; la consecuencia de ese posicionamiento es la reaprobación de las seis especies de Brucella con sus biovariedades reconocidas. Los nombres clásicos relacionados con las seis especies de Brucella están publicados en las Listas Autorizadas de Nombres de Bacterias de 1980, y las cepas típicas designadas aparecen asociadas a esos nombres publicados y validados: Brucella abortus, B. melitensis, B. suis, B. neotomae, B. ovis y B. canis. Las Fuente: Capítulo 3.1.4.- Manual Organización Mundial de Sanidad Animal -OMSA)- versión 2022. 3 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 13 �tres primeras se subdividen en biovariedades por sus características de cultivo y serológicas. En la última década se han aislado cepas de Brucella de mamíferos marinos que no pueden adscribirse a ninguna de las especies ya reconocidas. Hay estudios en curso destinados a establecer su posición en la taxonomía de este género y se ha propuesto que podrían clasificarse en dos nuevas especies, B. ceti y B. pinnipedialis. Recientemente se ha aislado una nueva cepa, denominada Brucella microti, en el topillo campesino (Microtus arvalis) y en zorros y suelo de Europa Central (Scholz et al., 2008). También se han descrito por primera vez ciertas cepas aisladas de infecciones humanas de implantes mamarios y de pulmón, aunque todavía no está claro cuál es el reservorio natural de las mismas. Si bien solo se han descrito dos cepas de cada nuevo tipo, formalmente se han publicado como décima y onceava especies de Brucella, B. inopinata y B. papionis, respectivamente (Scholz et al., 2010; Whatmore et al., 2014). Por último, las cepas aisladas de roedores, zorros y ranas se han caracterizado como cepas atípicas de Brucella claramente diferenciables de las especies descritas actualmente, pero todavía no se han aprobado como nuevas especies de Brucella. Descripción de la enfermedad Infección por Brucella en ganado bovino La infección por Brucella en el ganado bovino suele estar causada por biovariedades (bv.) de Brucella abortus. En algunos países, sobre todo del sur de Europa, África y Asia occidental, en los que el ganado bovino se cría en estrecha relación con ganado ovino o caprino, la infección también puede deberse a B. melitensis (Verger, 1985). En ocasiones, B. suis puede causar una infección crónica de la glándula mamaria del ganado bovino, pero no se ha observado que cause aborto ni que se transmita a otros animales. La infección por Brucella en ganado bovino se transmite a nivel mundial, pero varios países del norte y centro de Europa, así como Canadá, Japón, Australia y Nueva Zelanda se consideran libres tanto de B. abortus como de B. melitensis. Esta enfermedad suele ser asintomática en animales de corta edad y en hembras no gestantes. Tras la infección por B. abortus o B. melitensis, las hembras adultas gestantes presentan placentitis, que suele dar lugar a aborto entre el quinto y el noveno mes de gestación. Incluso en ausencia de aborto, en la placenta, los líquidos fetales y las secreciones vaginales producen una profusa excreción del microorganismo. La glándula mamaria y los ganglios linfáticos relacionados también pueden resultar infectados, y es posible que se excreten microorganismos con la leche. Las siguientes gestaciones suelen llegar a término, pero la infección uterina y mamaria reaparece, con cantidades bajas de microorganismos tanto en los productos del parto como en la leche. En las infecciones agudas, el microorganismo se encuentra presente en la mayoría de ganglios linfáticos principales del organismo. Los bovinos machos adultos pueden presentar orquitis/epididimitis y la brucelosis puede ser una causa de infertilidad en ambos sexos. Los higromas, que suelen afectar a las articulaciones de las extremidades, son un signo frecuente en caso de brucelosis en algunos países tropicales y pueden ser el único indicador manifiesto de infección; el líquido de los higromas suele estar infectado por Brucella. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 14 �Infección por Brucella en ovejas y cabras La infección por Brucella en ovejas y cabras (excepto la infección por B. ovis) está causada principalmente por las biovariedades de B. melitensis. En ovejas y cabras se han observado infecciones esporádicas causadas por B. abortus o B. suis, pero estos casos son extremadamente infrecuentes. La infección por Brucella en ovejas y cabras es endémica en la región del Mediterráneo, pero se dan casos en todo el mundo. América del Norte (excepto México) se considera libre del agente, del mismo modo que el norte y el centro de Europa, el sudeste asiático, Australia y Nueva Zelanda. Patológica y epidemiológicamente, la infección por B. melitensis en ovejas y cabras es muy similar a la infección por B. abortus en ganado bovino. En la mayoría de los casos, las vías principales de transmisión de Brucella son la placenta, los líquidos fetales y las secreciones vaginales expulsadas por las ovejas y cabras infectadas, ya sea al abortar o al parir a término. La expulsión de Brucella también es frecuente en las secreciones de la ubre y en el semen, y puede aislarse Brucella de distintos tejidos, como los ganglios linfáticos de la cabeza, el bazo y los órganos asociados a la reproducción (útero, epidídimo y testículos), así como de lesiones artríticas (Alton et al., 1988). Infección por Brucella en cerdos La infección por Brucella en cerdos está causada principalmente por las biovariedades 1, 2 o 3 de B. suis. En cerdos también se han observado infecciones esporádicas por B. abortus o B. melitensis, pero estos casos son muy infrecuentes. La enfermedad tiene lugar en muchos países en los que se crían cerdos. En general, la prevalencia es baja, pero en algunas regiones, como América del Sur o el sudeste asiático, la prevalencia puede ser mucho más alta. En algunos países, la brucelosis porcina puede ser un problema grave, aunque actualmente no reconocido. Se ha observado infección por la bv 1 de Brucella suis en jabalíes de algunos estados del sur de EE.UU., así como de Queensland (Australia) y de otros países de Oceanía. En estos países, se han documentado varias infecciones humanas en personas que practicaban la caza y manipulaban material obtenido de jabalíes. En general, la enfermedad se transmite por la ingesta de alimento contaminado por productos del parto o de un aborto, o bien por secreciones uterinas. Los cerdos se comen de inmediato los fetos abortados y las membranas fetales. La transmisión durante la cópula también es frecuente, y la excreción de B suis en el semen tiene implicaciones para el personal que lleva a cabo la inseminación artificial. En los cerdos, como en los rumiantes, tras la bacteriemia inicial, B. suis coloniza las células del tracto reproductor de ambos sexos. En las hembras, resultan invadidas la placenta y los fetos, mientras que en los machos la invasión tiene lugar en uno o más de los siguientes tejidos: testículos, próstata, epidídimo, vesículas seminales o glándulas bulbouretrales. En los machos, las lesiones, que suelen ser unilaterales, empiezan con una hiperplasia que puede avanzar a absceso; la fase final se caracteriza por esclerosis y atrofia. Pueden aparecer artritis en varias articulaciones, y a veces tiene lugar una espondilitis. En las cerdas, el signo más frecuente de brucelosis es el aborto en cualquier momento de la gestación, aunque es más habitual entre los días 50 y 110. La secreción vaginal no suele ser evidente y, en los rebaños infecMANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 15 �tados de forma crónica, el signo clínico más relevante es la infertilidad, no el aborto. En los machos, la brucelosis tiene más probabilidades de ser persistente, y ocasiona lesiones en el tracto genital que a menudo dan lugar a una interferencia con la actividad sexual, que puede ser temporal o irreversible. El verraco puede excretar Brucella con el semen sin ninguna anomalía aparente en los órganos sexuales ni interferencia con la actividad sexual. En ambos sexos puede aparecer una tumefacción articular y de las vainas de los tendones, cojera y, en ocasiones, parálisis posterior. Un porcentaje considerable tanto de cerdos como de cerdas se recupera de la infección, a menudo en un plazo máximo de 6 meses, pero muchos quedan infectados de por vida (Olsen et al., 2012). La infección causada por la bv 2 de B. suis difiere de la causada por la bv 1 y la bv 3 en cuanto a la gama de hospedadores, la distribución y la patogenicidad. Históricamente, la distribución geográfica de la bv 2 de B. suis ha sido un amplio territorio situado entre Escandinavia y los Balcanes. La prevalencia en jabalíes parece ser alta en toda Europa continental (EFSA, 2009). En los brotes de Europa, los jabalíes intervienen como fuente de transmisión de la bv 2 a cerdos criados en el exterior, y se consideran el principal reservorio salvaje de esta infección (EFSA, 2009). La bv 2 de Brucella suis causa lesiones miliares, sobre todo en tejidos reproductivos, que a menudo se vuelven purulentas. Hasta la fecha, la bv 2 se ha documentado en muy pocos casos como causa de brucelosis humana. No obstante, sí se han observado infecciones por la bv2 en cazadores con inmunocompromiso que hayan estado excesivamente expuestos debido a prácticas como el destripado y despellejado de jabalíes o liebres. Asimismo, en ganado bovino y ovino de Europa expuesto a jabalíes infectados, se han observado casos, aunque muy infrecuentes, de infección por la bv 2 de B. suis sin signos clínicos. Infección por Brucella en otras especies: domésticas, salvajes en cautiverio o en libertad Se ha observado infección por B. abortus y B. melitensis en el dromedario (Camelus dromedarius) y en el camello (C. bactrianus), así como en camélidos de América del Sur: la llama (Lama glama), la alpaca (Lama pacos), el guanaco (Lama guanicoe) y la vicuña (Vicugne vicugne), y se ha relacionado con el contacto con rumiantes grandes y pequeños infectados por B. abortus y B. melitensis. Asimismo, se ha observado brucelosis en el búfalo doméstico (Bubalus bubalis), el bisonte americano y el europeo (Bison bison y B. bonasus, respectivamente), el yak (Bos grunniens), el elk/wapiti (Cervus elaphus), el búfalo africano (Syncerus caffer) y varias especies de antílopes de África. Los signos clínicos de brucelosis en estos animales son similares a los que se observan en el ganado bovino, ovino y caprino. La infección por Brucella melitensis en rumiantes salvajes puede tener lugar cuando estas especies se encuentran en estrecho contacto con ovejas y cabras de zonas enzoóticas. Los signos de la brucelosis en estos animales son similares a los que se observan en bovinos, ovinos y caprinos, pero en varias especies de rumiantes salvajes (como el rebeco [Rupicapra rupicapra], el íbex alpino [Capra ibex] y la cabra ibérica [Capra pyrenaica] salvaje) se ha observado artritis purulenta o calcificada y orquitis, así como uveítis y problemas neurológicos. Estas especies se consideran portadores terminales, que no pueden transmitir la enfermedad, la cual suele desaparecer de forma natural en cuanto la infección por Brucella se ha erradicado del ganado doméstico, a no ser que tengan lugar efectos antropogénicos. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 16 �Existen dos tipos distintos de situación epidemiológica respecto a la infección por B. suis en otras especies no porcinas. En el primer caso, la infección por B. suis tiene lugar en animales que no son el hospedador natural de la infección concreta mediante la ingesta de materiales contaminados o por cohabitación con hospedadores naturales infectados. Por ejemplo, zorros y lobos del ártico pueden contraer la bv 4 de B. suis del reno; los perros y los roedores, como ratas o ratones, pueden contraer otras biovariedades de B. suis por cohabitación con hospedadores infectados; y el ganado bovino y los caballos pueden resultar infectados por cohabitación o interacción con porcinos infectados. Las bacterias infectantes pertenecen siempre a las biovariedades definidas de especies hospedadoras naturales. En el segundo caso, los hospedadores naturales de B. suis o microorganismos similares a B. suis son especies salvajes. Un ejemplo es la denominada brucelosis murina de la Comunidad de Estados Independientes (CIS) y los países bálticos, donde pequeños roedores resultan infectados por la bv 5 de B. suis. Una situación similar se ha observado en Australia, donde, a partir de roedores, se han aislado cepas parecidas a B. suis pero con características distintas; finalmente se ha considerado que son distintas de B. suis en función del perfil genético. Además del jabalí, la liebre común europea (Lepus europaeus) también se considera reservorio de la bv 2 de B. suis y se ha observado que interviene como posible fuente de transmisión al ganado doméstico. En la liebre común europea, la enfermedad se caracteriza por la formación de nódulos de tamaños variables comprendidos entre el de una semilla de mijo y el de una cereza o incluso mayor; a menudo se vuelven purulentos. Estos nódulos pueden desarrollarse en casi cualquier lugar, a veces en el tejido subcutáneo o intramuscular, en el bazo, el hígado o los pulmones y en los órganos reproductivos de ambos sexos. La condición corporal de la liebre puede quedar sorprendentemente intacta. Otras especies también pueden resultar infectadas por cohabitación con cerdos, jabalíes o liebres infectados por la bv 2 de B. suis. El destripado o despellejado de jabalíes en explotaciones bovinas podría ser una vía de transmisión al ganado bovino. La bv 4 de Brucella suis causa una zoonosis grave en renos salvajes o domesticados (Rangifer tarandus y sus distintas subespecies) en toda la región del Ártico, incluidos Siberia, Canadá y Alaska. Rangifer tarandus es muy susceptible a la infección por B. suis, que causa fiebre, abatimiento y distintos signos locales, como aborto, retención de placenta, metritis, a veces con secreciones sanguinolentas, mastitis, bursitis y orquitis. La transmisión al ser humano puede tener lugar por contacto directo o por el consumo de leche cruda u otros productos cocidos de manera insuficiente procedentes del reno, especialmente la médula ósea. Riesgo zoonótico y requisitos de bioseguridad Ciertas especies de Brucella, sobre todo B. melitensis, B. abortus, B. suis –y probablemente en menor medida B. canis– son fácilmente transmisibles al ser humano, en el que causan un proceso febril (fiebre ondulante) que puede avanzar a una forma más crónica y también producir complicaciones graves que afecten a los sistemas músculo esquelético, cardiovascular y al sistema nervioso central. Deben aplicarse medidas de precaución para prevenir la infección humana. La infección se contrae básicamente por vía oral, respiratoria o conjuntival, pero la ingesta de productos lácteos crudos constituye el principal riesgo para el MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 17 �público general en los lugares en los que la enfermedad es endémica. Existe un riesgo ocupacional en veterinarios, trabajadores de mataderos y ganaderos que manipulen animales/canales infectados y fetos abortados o placentas. La brucelosis también es una de las infecciones de laboratorio más fáciles de contraer, y todas las manipulaciones de laboratorio relacionadas con cultivos vivos o material que pueda estar infectado o contaminado deben realizarse a un nivel de bioseguridad y contención adecuado, que se determinará a partir de un análisis del riesgo biológico. Se han realizado recomendaciones específicas relativas a las precauciones en materia de bioseguridad que deben aplicarse con los materiales infectados por Brucella (se ofrece más información en Alton et al., 1988; Comité Mixto FAO/OMS de Expertos en Brucelosis, 1986; OMS, 1953; OMS, 2004). Todos los abortos en el ganado deben considerarse como casos sospechosos de brucelosis y deberían investigarse. El cuadro clínico no es patognomónico, aunque la historia del rebaño puede servir de ayuda. El diagnóstico inequívoco de infecciones por Brucella solo puede hacerse por aislamiento e identificación de Brucella, pero en situaciones en las que no es posible el análisis bacteriológico, el diagnóstico puede basarse en métodos serológicos. Técnicas de diagnóstico Pruebas serológicas No existe una prueba única que permita la identificación de Brucella. Normalmente se necesita una combinación de los métodos serológicos y bacteriológicos. Ninguna prueba serológica aislada es adecuada en todas y cada una de las situaciones epidemiológicas, presentando limitaciones en el análisis de animales individuales. Se deben considerar todos los factores que influyen en la relevancia del método de prueba y de sus resultados para una aplicación o interpretación diagnóstica específica. Los métodos serológicos que se describen en este manual son métodos estandarizados y validados, con características de realización adecuadas para ser consideradas pruebas obligadas o alternativas en el comercio internacional. Esto no impide el uso de pruebas modificadas o similares o la utilización de reactivos diferentes. Sin embargo, los métodos y reactivos descritos en esté manual suponen un estándar de comparación respecto a la realización esperada del diagnóstico. Debe resaltarse que la prueba de seroaglutinación lenta en tubo (SAT) se considera inadecuada a efectos del comercio internacional. La prueba de fijación de complemento (FCT) es más específica que la SAT para el diagnóstico y además posee un sistema estandarizado de unidades. Para el control de la brucelosis a nivel nacional o local, son adecuadas para el análisis las pruebas con antígeno tamponado de Brucella, es decir, la prueba con rosa de bengala (RBT) y la prueba de aglutinación tamponada en placa (BPAT), así como el enzimoinmunoensayo (ELISA) y el ensayo de polarización fluorescente (FPA). Las reacciones positivas deben volverse a analizar utilizando una estrategia confirmatoria adecuada. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 18 �En otras especies, como por ejemplo en búfalos (Bubalus bubalus), bisonte americano y europeo (Bison bison, Bison bonasus), yak (Bos grunniens), elk/wapiti (Cervus elaphus), camellos (Camelus dromedarius, C.bactrianus) y camélidos sudamericanos, la infección por Brucella sigue un curso similar al del ganado bovino. Para estos animales pueden utilizarse los mismos procedimientos serológicos, pero cada uno debe ser validado en el animal estudiado. Tabla 1 Métodos analíticos disponibles para el diagnóstico de infección por Brucella abortus, melitensis o suis (Manual OMSA, 2022). Propósito Método Demostrar ausencia de infección en la población Demostrar ausencia de infección en animales individualesa Contribuir a las políticas de erradicaciónb Confirmar casos clínicos sospechososc Determinar la prevalencia de la infección – vigilancia en el rebaño / manada Determinar el estado inmunitario en animales individuales o en poblaciones tras la vacunación - - Identificación del agente Métodos de tinción - Cultivo PCRd - - + +++ +/++ Detección de la respuesta inmune BBAT (RBT o BPAT) +++ ++ ++ +++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ ++ + + +++ + +++ +++ + + + + ++ ++ ++ + +++ - +++ ++ +++ +++ ++ ++ + - Pruebas basadas en el NH y proteínas del citosole - - + ++ - - Prueba en leche de tanquef I- ELISA en leche o prueba de anillo en leche +++ - +++ + +++ - FPA CFT I-ELISA C-ELISA BST SAT Clave: +++ = método recomendado; ++ = método adecuado; + = puede utilizarse en ciertas situaciones, pero el costo, la fiabilidad u otros factores limitan su aplicación; - = no adecuado para esta finalidad. PCR = reacción en cadena de la polimerasa; BBAT = pruebas con antígeno tamponado de Brucella (es decir, RBT [rosa de bengala] y BPAT [prueba de aglutinación en placa tamponada]); CFT = fijación de complemento; I- o C-ELISA = enzimoinmunoanálisis indirecto de competición; FPA = prueba de polarización de la fluorescencia; BST = prueba de la brucelina; SAT = prueba de aglutinación en suero; NH = hapteno nativo. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 19 �a Solo aplicable a rebaños / manadas, países o zonas libres de la infección por Brucella. b Para aumentar la eficiencia de las políticas de erradicación en rebaños/ manadas, se recomienda combinar pruebas para aumentar la sensibilidad en cuanto al diagnóstico, es decir, al menos dos pruebas serológicas, como BBAT o FPA y CFT o I- ELISA. La sensibilidad aumenta aún más si se aplica simultáneamente serológica y BST. c En zonas de prevalencia baja o casi libres, el valor predictivo de los resultados positivos en las pruebas serológicas puede ser muy bajo. En tales situaciones, para confirmar casos clínicos suele ser necesario identificar el agente causal. En rebaños/manadas infectados, un resultado positivo en cualquier prueba serológica puede considerarse una confirmación de un caso clínico. Todo animal que dé positivo en cualquier prueba debe considerarse infectado, incluso en ausencia de signos clínicos. En zonas de prevalencia baja o casi libres, los resultados positivos aislados pueden confirmarse mediante cultivo (o PCR) o BST. En países o zonas libres, los animales sospechosos son los que dan positivo tanto en una prueba serológica de cribado como en una confirmativa (pruebas en serie) y pueden confirmarse mediante cultivo (o PCR) y/o BST. d Es posible que se obtenga falsos positivos. e En las zonas en las que se practica la vacunación subcutánea con S19 o Rev. 1, esta prueba puede ayudar a diferenciar entre los anticuerpos generados a partir de la vacunación y los generadores a partir de la infección. f Solo ganado lechero. Procedimientos de trabajo para el diagnóstico de brucelosis en el laboratorio de red Registro de entrada de muestras Todo laboratorio debe contar con un instructivo o procedimiento de recepción, manejo y rechazo de muestras. Es responsabilidad del veterinario acreditado que envía las muestras asegurarse la correcta identificación, embalaje y documentación que acompaña a las mismas. Los laboratorios deben contar con un registro de entrada de muestras (en papel o software con back- up), en el que figure como mínimo la siguiente información: • Fecha de recepción de muestras. • Cantidad de muestras. • Especie. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 20 �• Fecha de extracción de muestras. • Procedencia: establecimiento, número de Renspa. • Localidad: departamento, partido, provincia. • Remitente: veterinario acreditado, nombre y número de registro, otorgado por la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA), Senasa. • Motivo del envío: • DOES (Determinación Obligatoria del Estatus Sanitario). • MuVe (Muestreo de Vigilancia Epidemiológica para mantenimiento del estatus). • SAN (Saneamiento de rodeo bajo plan), CSM (Certificado de seronegatividad para el Movimiento). • Control interno (según requerimiento de veterinario acreditado). • Remuestreo, otros. Características y condiciones de las muestras Condiciones de recepción de las muestras: • Sangre entera o suero refrigerados • Suero congelado • Leche para PAL refrigerada (no congelada) • Leche para IELISA refrigerada/congelada • Tubos con identificación clara, de preferencia sobre cinta de papel o similar adherida al tubo; otra opción es la marcación firme e indeleble en el cuerpo del tubo • Planillas/protocolo completas de toma de muestras (Anexo II, Resolución Senasa 67/2019) Condiciones de rechazo o demora del procesamiento de las muestras: • Falta de planillas/protocolo o planillas incompletas de toma de muestras (Anexo II, Resolución Senasa 67/2019) • Falta de la firma del veterinario acreditado en la planilla de extracción, responsable de la toma de muestra • Sangre entera congelada • Leche para PAL congelada, contaminada • Sangre entera o suero, contaminados • Sueros hemolizados • Tubos no identificados • Volumen insuficiente Los laboratorios reconocidos y autorizados deben ser exigentes con la calidad de las muestras a procesar, como así también con la planilla de toma de muestra firmada por el veterinario acreditado actuante que debe acompañar a las muestras. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 21 �Informes de resultados Los informes que elabore el laboratorio deben ser precisos para poder desarrollar adecuadamente las acciones de saneamiento (Ver modelo Anexo I del presente manual). En el informe de resultados debe constar: • Logo del laboratorio/Dirección/Tel./e-mail/ Número de identificación del laboratorio • N.° de protocolo interno • Fecha de extracción de muestras • Fecha de recepción de muestras • Fecha de informe o emisión de resultados • Cantidad de muestras • Especie • Procedencia: establecimiento, número de Renspa • Localidad: Departamento, partido, provincia • Remitente: Veterinario acreditado, nombre y número de registro, otorgado por la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA), Senasa • Motivo del envío: DOES (Determinación Obligatoria del Estatus Sanitario), MuVe (Muestreo de Vigilancia Epidemiológica para mantenimiento del estatus), SAN (Saneamiento de rodeo bajo plan), CSM (Certificado de seronegatividad para el movimiento), control interno (según requerimiento de veterinario acreditado), remuestreo • Columnas con la información del tubo / caravanas / edad / fecha de vacunación / pruebas utilizadas / resultados con los valores obtenidos (SAT-2ME, ELISA, FCT, FPA), valor de corte e interpretación cuando corresponda • Información de los antígenos / kits utilizados • Firma del director técnico del laboratorio • Observaciones • Paginación x de y • Que conste en todas las páginas N.° del protocolo y N.° de Renspa Animales para examinar: Hembras vacunadas mayores de 18 meses y animales no vacunados mayores de 6 meses. Figura 1: Diagrama de diagnóstico serológico de brucelosis en la República Argentina. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 22 �Pruebas screening con antígeno tamponado en placa (BPAT y RBT) para la detección de anticuerpos contra Brucella spp Son pruebas tamiz de aglutinación en placa. Se fundamentan en la inhibición de las aglutininas inespecíficas a bajo pH. Detectan anticuerpos IgG y algunos IgM específicos. Desarrollo Materiales: • Micropipetas de10-100 µl. • Gradillas. • Caja de lectura o aglutinoscopio (aproximadamente de 45 cm de largo x 35 cm de ancho x 15 cm de profundidad) con tapa, provista de una placa de vidrio marcada con cuadrados de aproximadamente 4 cm de lado, que se apoya cerca de la parte superior de la caja de manera que pueda quitarse y ponerse fácilmente. • La caja debe estar iluminada de modo que la luz incida oblicuamente y por debajo (cubiertas parcialmente), de la mezcla de suero y antígeno. El interior de la caja debe pintarse de negro opaco. • Debe colocarse dentro del aglutinoscopio una pequeña cámara húmeda para evitar la evaporación de las muestras. • Mezcladores de acero o plástico. Equipos: • Heladera con temperatura controlada (5 ± 3 º C). • Freezer con temperatura controlada (-20 ± 5 ° C). • Vórtex. • Centrífuga. • Timer. Reactivos: • Antígeno BPAT con volumen celular aprox. de 11%. • Antígeno Rosa de Bengala, volumen celular aprox. de 8%. • Conservar el Antígeno en la heladera a 5 ± 3 ° C. No se debe congelar, lo cual lo inutiliza, ya que se modifica la sensibilidad. • Suero control interno positivo. • Suero control interno negativo. • Cada laboratorio debe preparar sus sueros controles internos de trabajo positivo y negativo, codificarlos, utilizarlos cada día de trabajo y registrarlos. Ejecución del ensayo de BPAT • Descongelar y mezclar bien los sueros utilizando vórtex. • Llevar las muestras de suero y antígeno a temperatura ambiente (22 ± 4 º C) como mínimo unos 45-60 minutos previos a la realización del ensayo. • Garantizar la homogeneización del antígeno, agitando suavemente por inversión durante no menos 10 minutos (No usar vórtex). • Colocar sobre el aglutinoscopio (con cámara húmeda), la placa de vidrio (limpia y seca), se recomienda pasar papel absorbente embebido en alcohol 70º de ambos lados de la misma. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 23 �• Con micropipeta automática apoyada sobre la placa de vidrio, se depositan 80 µl de suero, previo mezclado con vórtex. Utilizar un tip o punta de pipeta para cada suero. • Con micropipeta descargar 30 µl de antígeno próximo a la gota del suero, con la precaución de no tocar el suero para no contaminar con el tip el frasco de antígeno. • Mezclar bien, con mezclador de acero o plástico, el suero con el antígeno abarcando una superficie circular aproximada de 3 cm de diámetro. • Se retira la placa de vidrio y se imprimen 3 movimientos en forma rotativa hasta homogeneizar la mezcla. • Se coloca la placa sobre el aglutinoscopio con cámara húmeda y se tapa, permaneciendo la luz apagada. • Se efectúa una nueva rotación, pasados 4 minutos. A los 8 minutos, rotando de nuevo la placa y con la luz encendida, se procede a la lectura. Figura 2: Aglutinoscopio. Ejecución del ensayo de Rosa de Bengala • Colocar la placa de vidrio sobre el aglutinoscopio, como se indicó en la prueba de BPAT. • Con micropipeta automática apoyada sobre la placa de vidrio, se depositan 30 µl de suero. Utilizar un tip para cada suero. • Con micropipeta descargar 30 µl de antígeno próximo a la gota de suero. • Se mezcla bien, con mezclador de acero o plástico, el suero con el antígeno, abarcando una superficie circular de aproximadamente 2 cm de diámetro. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 24 �• Se retira la placa de vidrio y se imprimen movimientos en forma rotativa durante 4 minutos a razón de 10 a 12 movimientos por minuto. Esto se puede hacer en forma manual o con rotadores diseñados especialmente. • Finalizados los 4 minutos y rotando la placa sobre la caja de lectura o aglutinoscopio con la luz encendida, se procede a la lectura sobre fondo blanco. En el caso de muestras de sueros caprinos y ovinos, la OMSA recomienda utilizar la prueba de Rosa de Bengala modificado (RBTm), el cual consiste en mezclar 75 µl de suero y 25 µl de antígeno. Lectura a los 4 minutos, como se detalla en la explicación anterior. Lectura e interpretación de resultados de las pruebas de screening con antígeno tamponado en placa Las reacciones se clasifican en: POSITIVAS: Cuando se forman grumos, aun siendo finos (no confundir con aglutinaciones inespecíficas producidos por impurezas, hemólisis, etc.). Estas muestras deben someterse a las pruebas confirmatorias de SAT / 2-ME, FPA, ELISA o FCT. NEGATIVAS: Cuando la mezcla suero-antígeno es de turbidez homogénea y sin grumos. Estas muestras se informan como negativas y no se realizan las pruebas complementarias. + - + Figura 3: Lectura BPAT/RBT - Informes de resultados Se aceptan las siguientes expresiones de resultados en las planillas: Positivo Negativo + - POS NEG P N MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 25 �Criterios de aceptación del resultado En paralelo a las muestras problema se dispensan los sueros controles internos negativos y positivos. Para aceptar los resultados, ambos controles deben arrojar la lectura correspondiente. Si los controles no arrojan la lectura esperada, se deben revisar las posibles causas, calidad de los sueros controles, antígeno, calibración de pipetas, etc. Pruebas de seroaglutinación lenta en tubo (SAT/2-ME) Las pruebas de seroaglutinación detectan la presencia de los anticuerpos IgM e IgG. Los anticuerpos IgM aglutinan más intensamente que los IgG ya que, al ser las moléculas pentavalentes, poseen un mayor número de sitios de unión. El título de un suero se determina por la inversa de la dilución más alta que causa un determinado grado de aglutinación y se expresa en unidades que corresponden al recíproco de esa dilución. La prueba de 2-mercaptoethanol (2-ME) es una prueba selectiva que detecta solamente la presencia de IgG, se basa en que los anticuerpos IgM, con configuración de pentámero, se degradan en cinco subunidades semejantes por la reducción de enlaces disulfuro, debido a la acción de ciertos compuestos que contienen el radical tiol, tales como el 2-mercaptoethanol. Estas subunidades conservan sus características de antigenicidad, pero pierden la actividad de anticuerpo plurivalente y se comportan como univalentes. Aun cuando las subunidades están integradas por dos cadenas pesadas y dos livianas, al combinarse con el antígeno no originan complejos suficientemente grandes como para aglutinar, probablemente como consecuencia de algún impedimento estérico. Las moléculas de IgG, en cambio, no sufren un efecto obvio que altere su actividad para dar reacciones objetivas como la aglutinación. La prueba se usa, por lo tanto, como evidencia presuntiva de la presencia de anticuerpos de la clase IgG. Desarrollo Materiales: • Micropipetas de10-100 µl. • Gradillas. • Caja de lectura o aglutinoscopio (aproximadamente de 45 cm de largo x 35 cm de ancho x 15 cm de profundidad) con tapa. La caja debe estar iluminada de modo que la luz incida oblicuamente y por debajo (cubiertas parcialmente). El interior de la caja debe pintarse de negro opaco. • Tubos de serología: tipo Wasserman de 13 por 100 mm o tubos de Khan de vidrio. • Probetas (100 ml y 1000 ml). • Pipetas 1, 2, 5 y 10ml. • Recipientes de vidrio de volúmenes variados. • Propipetas. • Dispensador automático o pipetas graduadas de 1-10 ml. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 26 �Equipos: • Heladera con temperatura controlada (5 ± 3 ºC). • Freezer con temperatura controlada (-20 ± 5 °C). • Estufa con temperatura controlada (37 ± 2 ºC). • Balanza. • Vórtex. • Centrífuga. • Timer. • Termómetro calibrado. Reactivos: 1. Antígeno SAT, volumen celular aprox.4.5%.4 2. Suero control interno positivo. 3. Suero control interno negativo. Cada laboratorio debe preparar sus sueros controles internos de trabajo positivo (determinar el título) y negativo, codificarlos, utilizarlos cada día de trabajo y registrarlos. Drogas y soluciones5: • Cloruro de sodio p.a. • Fenol p.a. • 2-mercaptoethanol p.a. • Solución salina al 0,85 %. • Solución salina fenolada al 0,5 %. Ejecución del ensayo Ambas pruebas (SAT y 2-ME) se realizan simultáneamente procediendo de la siguiente manera: • Descongelar y mezclar bien los sueros utilizando vórtex. • Llevar las muestras de suero y de antígeno a temperatura ambiente 22 ± 4 ºC al menos una hora antes de la ejecución del ensayo. • Garantizar la homogeneización del antígeno, agitando suavemente por inversión durante no menos de 10 minutos (no usar vórtex). • Por cada muestra de suero problema positivo a BPAT, colocar en una gradilla 1 hilera de 8 tubos de 13 x 100 mm o tubos de Khan. Identificar la gradilla con el número de protocolo. • Identificar el primer tubo de cada hilera con el número correspondiente al suero problema. En los primeros 4 tubos se realiza la prueba de SAT; se deja un espacio libre y en los 4 tubos siguientes de la misma hilera, se realiza la prueba de 2-ME. • Por cada muestra de suero debidamente identificada, se utilizan tubos en los cuales se dispensa con micropipeta 80 µl de suero en el fondo del primer tubo, 40 µl se distribuyen en el segundo tubo, 20 µl en el tercero y 10 µl en el cuarto. • Repetir el procedimiento descripto para depositar las mismas cantidades de suero en los tubos de 2-ME. 4 Conservar el antígeno en la heladera a 5 ± 3 ° C. No se debe congelar porque esto lo inutiliza al modificar la sensibilidad. 5 Tener copia impresa de la hoja de seguridad de cada droga. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 27 �• Incluir un suero control interno positivo (título conocido) y negativo, además de un control de soluciones y antígeno sin suero. • Con un dispensador automático o con micropipeta de 1 ml, agregar 1 ml de solución de 2-ME (0,1 M) en cada tubo de este grupo y mezclar muy bien agitando la gradilla. • Con un dispensador automático o con micropipeta de 1 ml, agregar 1 ml de solución salina fenolada al 0,5 % a cada uno de los tubos del grupo de SAT. • Dejar las gradillas con las mezclas durante 45 a 60 minutos a temperatura ambiente 22 ± 4 ºC y, posteriormente, dispensar a cada tubo 1 ml de antígeno de SAT diluido al 2 % (0,09 % de brucelas) en solución salina 0,85 %. • Mezclar bien agitando la gradilla y llevar a estufa. Consideraciones generales: • Las muestras que resulten positivas a BPAT o RBT deben confirmarse por las técnicas de SAT y 2-mercaptoethanol, ELISA, FPA o FCT. • La existencia de hemólisis excluye el empleo del método de tubo y placa. La presencia de hemólisis en las muestras de suero interfiere en la prueba de aglutinación en tubo, no solo porque la coloración puede enmascarar la reacción de aglutinación, sino porque se forma un precipitado como resultado de la acción del fenol que contiene la solución de antígeno sobre la hemoglobina libre. Es muy difícil distinguir esta falsa reacción de la aglutinación específica de la unión antígeno-anticuerpo. Incubación La incubación se realiza a 37 ± 2 ºC durante 40-48 horas y tiene por objeto obtener en el tiempo más corto posible el máximo de aglutinación. Se recomienda tomar y registrar las temperaturas máximas y mínimas de la estufa durante el transcurso de las 40-48 horas de la incubación, para verificar la estabilidad de la estufa. Lectura e interpretación de resultados Una vez finalizada la incubación de las muestras, se realiza la lectura de las pruebas contra el fondo negro opaco de la caja de lectura o aglutinoscopio, iluminada desde atrás con una fuerte luz que atraviese los tubos. La aglutinación del complejo antígeno-anticuerpo bajo la forma de grumos y su depósito en el fondo del tubo por gravedad determina la clarificación de la columna de líquido en el tubo; después de una leve agitación del tubo, se mantienen los grumos firmes. La aglutinación es el resultado directo de la unión específica de los anticuerpos presentes en el suero, con las Brucellas inactivadas contenidas en el antígeno. Las determinaciones se deben basar tanto en la claridad/turbidez de las MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 28 �mezclas como en el grado de aglutinación y la firmeza de los grumos al agitar suavemente el tubo. El título se determina por la inversa de la dilución más alta donde se observa aglutinación en el tubo, en el que se presenta una disminución evidente de la turbidez y los grumos firmes se mantienen a pesar de una agitación leve. Si esto ocurre, por ejemplo, en los 3 primeros tubos solamente, el título del suero (recíproco de la dilución) es de 100 UI / ml de aglutinación en SAT o en 2-ME. El grado de aglutinación en cada una de las distintas diluciones puede clasificarse como completo (+), incompleto (I) o negativo (-). • Aglutinación completa es aquella en que el líquido de la mezcla suero-antígeno aparece límpido, translúcido y la agitación suave no rompe los grumos. • Aglutinación incompleta es la que muestra la mezcla suero-antígeno parcialmente turbia y una suave agitación no rompe los grumos. • Negativa es aquella en que la mezcla suero-antígeno no evidencia aglutinación, la columna líquida aparece turbia y una suave agitación no revela grumos. Fenómeno de zona En ciertas ocasiones, puede ocurrir que se encuentre aglutinación en las diluciones más altas, pero no en las diluciones más bajas. Esta inhibición de la aglutinación en las diluciones bajas es llamada “fenómeno de zona” y está asociado a un exceso en la concentración de anticuerpos en el suero en las diluciones más bajas, lo que provoca una aglutinación no visible por estar fuera de la zona de equivalencia de la unión antígeno-anticuerpo. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 29 �Figura 4: Esquema Prueba simultánea de SAT y 2-ME. Informes de resultados Ejemplo: Negativo Neg I 25 25 1/25 I: Incompleto Tabla 2 Interpretación de los resultados para hembras bovinas mayores de 18 meses de edad vacunadas con Brucella abortus cepa 19 entre los 3 a 8 meses de edad BPAT SAT 2-ME INTERPRETACIÓN - NH * NH NEGATIVO + ≤ 50 - NEGATIVO + I 100 - SOSPECHOSO + 100 - SOSPECHOSO + I 200 - SOSPECHOSO + 200 - POSITIVO + 25 a 50 I 25 NEGATIVO + ≤ 25 ≤ 25 NEGATIVO + ≥ I 50 ≥ I 50 POSITIVO * NH: No se hace MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 30 �Tabla 3 Interpretación de los resultados para animales no vacunados (bovinos y otras especies) mayores de 6 meses de edad BPAT SAT 2-ME INTERPRETACIÓN - NH NH NEGATIVO + 25 - NEGATIVO + I 50 - SOSPECHOSO + 50 - SOSPECHOSO + I 100 - SOSPECHOSO + 100 - POSITIVO + 200 - POSITIVO + ≥ 25 ≥ 25 POSITIVO Preparación de soluciones para las pruebas de SAT/2-ME Solución salina 0,14 m • Cloruro de sodio 8,5 g • Agua destilada 1000 ml Solución salina fenolada Solución salina 0,14 M con la adición de 0,5 % de fenol. Conservar a temperatura ambiente por un plazo de 30 días. Se recomienda preparar el volumen necesario de trabajo diario o semanal. Solución 2-ME 0,1 m • 2-Mercaptoethanol 7,8 ml • Solución salina 0,14 M. 992,2 ml Importante: no utilizar solución salina fenolada El 2-mercaptoethanol es sensible a la luz y al calor y se deteriora rápidamente por exposición al aire. Se debe conservar en frasco color ámbar herméticamente cerrado a temperatura ambiente (22 ± 4 ºC). Leer detenidamente la hoja de seguridad. Evitar la inhalación, manipularlo en lo posible con máscara de gases o en cabina de extracción. Nunca pipetear con la boca. La solución de 2-mercaptoethanol ya preparada se puede conservar por una semana a temperatura ambiente (22 ± 4 ºC). Se recomienda preparar el volumen necesario de trabajo diario o semanal. • Solución de antígeno SAT (wright) al 2 % • Solución salina 0,14 M (no utilizar solución salina fenolada) 98 ml • Antígeno SAT (wright) (4,5 %) 2 ml MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 31 �La solución de antígeno al 2 % se puede conservar por una semana en heladera (5 ± 3 ºC). Descartar toda aquella solución que presente turbidez o signos de contaminación. Prueba del anillo en leche (PAL o MRT) solo para bovinos La prueba se diseñó para detectar la presencia de anticuerpos en leche de bovinos. Estos anticuerpos reaccionan con el antígeno coloreado con hematoxilina formando un complejo antígeno anticuerpo que queda adherido a la superficie de los glóbulos grasos y asciende con ellos a la superficie, de esta manera forma una capa o anillo de crema de color púrpura azulada, de intensidad variable según el grado de la reacción. Paralelamente, desaparece parcial o totalmente la tinción de la columna de leche. Si la muestra no contiene anticuerpos específicos, el antígeno no se fijará a los glóbulos grasos y permanecerá uniformemente distribuido, coloreando la columna de leche, mientras que la capa de crema forma un anillo de color blanco natural. Esta prueba se usa especialmente como diagnóstico presuntivo para detectar rebaños infectados. También se emplea en la vigilancia epidemiológica en áreas de control de la brucelosis. El porcentaje de grasa de la muestra influye en la prueba, ya que la formación del anillo de crema en la superficie dependerá del tenor graso. Los animales de rebaños positivos a la prueba de anillo en leche deben ser examinados por las pruebas serológicas para identificar aquellos infectados. Desarrollo Materiales: • Tubos de serología: tipo Wassermann de 13 mm por 100 mm, o tubos de Khan de vidrio claro y completamente limpio. • Pipetas 1 ml, 2 ml, 5 ml, 10 ml. • Micropipetas de 10 a 100 µl y 1 ml. • Gradillas. • Timer. Equipos: • Heladera con temperatura controlada (5 ± 3 ºC). • Estufa con temperatura controlada (37 ± 2 ºC). • Termómetro calibrado. Reactivos: • Antígeno PAL con volumen celular aprox.4 %. • Conservar el antígeno en la heladera a 5 ± 3 °C. No se debe congelar, lo cual lo inutiliza, ya que se modifica la sensibilidad. • Muestras de leche refrigerada (no congelada). • Solución de formalina 1 %. • Muestras de leche controles positivo y negativo. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 32 �Ejecución del ensayo Las muestras de leche se deben mantener en refrigeración a una temperatura de 5 ± 3 ºC hasta que hayan transcurrido no menos de 24 horas desde su recolección (preferiblemente, 48 a 72 horas). No deben haber sido congeladas, calentadas, sometidas a agitación violenta ni conservadas durante más de 72 horas. • Llevar las muestras de leche y antígeno a temperatura ambiente (22 ± 4 º C) como mínimo unos 45-60 minutos previos a la realización del ensayo. Mezclar cada muestra invirtiendo varias veces el recipiente (tubo o frasco). • Garantizar la homogeneización del antígeno, agitando suavemente por inversión durante no menos 10 minutos (no usar vórtex). • Colocar 1 ml de la muestra en un tubo de vidrio 13 x 100 mm o tubo de Khan. La altura de la columna de leche en el tubo debe ser como mínimo de 25 mm. • Agregar 30 µl de antígeno a cada tubo. Mezclar bien invirtiendo el tubo varias veces, sin que se llegue a formar espuma. No debe quedar antígeno sobre las paredes. • Incubar en estufa a 37 ± 2 º C, durante una hora. Lectura - Anillo de crema, blanco; columna de leche, azul. + Anillo de crema y columna de crema, del mismo color, o casi igual. ++ Anillo de crema de color más pronunciado que la columna de leche. +++ Anillo de crema, azul oscuro; la columna de leche tiene aún un poco de color. ++++ Anillo de crema, azul oscuro; la columna de leche es blanca. Cualquier grado de + debe interpretarse como positivo. Observaciones • El exceso o la escasez de crema dificultan la interpretación de la prueba. También, la agitación vigorosa dificulta su realización. • El calentamiento de la leche interfiere con los resultados; por lo tanto, la prueba no se puede efectuar con leches pasteurizadas. • Cuando la prueba se efectúa el mismo día en que se ha recolectando la leche, se pueden obtener algunos resultados falsos positivos o dudosos. • La leche de calostro puede dar resultados falsos positivos. • La leche de vacas con mastitis también puede dar falsos positivos o impedir la interpretación de la prueba debido al descoloramiento del antígeno. • La leche de vacas próximas a secarse puede dar resultados dudosos o falsos positivos. • Hay vacas infectadas con Brucella que no eliminan anticuerpos por la leche. Estas vacas son positivas en las pruebas de sangre y negativas en la prueba del anillo. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 33 �Modificación de la prueba para tanques muy grandes Para hacer más sensible la prueba, aumentar la cantidad de leche manteniendo constante la cantidad del antígeno (30 µl). Cuando se ajusta la PAL para aplicarla a rebaños de gran tamaño (2 o 3 ml de leche), se añaden 0,1 ml de una mezcla de crema negativa no pasteurizada al tubo de ensayo y, a continuación, 30 µl del antígeno de la prueba del anillo. Después de mezclar, la prueba se incuba y se lee de la misma forma que para la PAL no ajustada. La mezcla de crema negativa se recoge mediante la separación de la leche compuesta por varias muestras y sin pasteurizar correspondiente a un rebaño de 25 o más vacas que sean negativas a brucelosis. < 150 vacas 1 ml de leche 150 – 450 vacas 2 ml de leche 451- 700 vacas 3 ml de leche Figura 5: Prueba de vigilancia epidemiológica para muestras de pool de leche. Enzimoinmunoensayo indirecto (I ELISA) (para suero o leche) Se realiza siguiendo el protocolo de los kits comerciales validados y aprobados para el diagnóstico oficial de la brucelosis en la República Argentina con el valor de corte establecido por el Senasa. El enzimoinmunoensayo (ELISA) es un método empleado habitualmente para la detección o cuantificación de sustancias, generalmente proteínas, que se encuentran en concentraciones muy bajas. El método combina la especificidad de unión de los anticuerpos con la amplificación de “señal” que brindan las reacciones catalizadas por enzimas. En la práctica clínica es la técnica inmunológica más empleada. Se utiliza para cuantificar, entre otras cosas, MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 34 �hormonas, marcadores tumorales, para determinar la presencia de antígenos microbianos y para la determinación cualitativa o cuantitativa de anticuerpos totales o frente a algún antígeno en particular. Etapas Previo al inicio de la ejecución del ensayo, equilibrar todos los componentes del kit a temperatura del laboratorio. 1. Adición en cada pocillo de los controles y sueros/leche problemas en la dilución indicada en el protocolo, de tal forma que si hay presencia de anticuerpos, estos reaccionarán específicamente con los antígenos fijados al soporte. 2. Incubación. 3. Lavado para eliminar los anticuerpos que no se hayan pegado al antígeno o uniones inespecíficas. Es importante que la placa no se seque, lo que podría incrementar la actividad inespecífica del ensayo. 4. Adición de anti-anticuerpos conjugados con una enzima (generalmente anti IgG de especie), los cuales reaccionan con los anticuerpos específicos añadidos en el paso anterior y que se encuentran fijados a los antígenos. 5. Incubación. 6. Lavado para eliminar los anti-anticuerpos marcados (conjugado) que no hayan reaccionado. 7. Adición de un substrato sobre el que sea capaz de actuar la enzima marcadora. 8. Adición de la solución de frenado. 9. Lectura colorimétrica de la placa. Figura 6: Esquema ELISA indirecto. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 35 �Desarrollo Materiales y equipamiento: • Lector de placas automático con filtros (405 nm, 414 nm, 450 nm). • Computadora. • Agitador orbital de placas. • Lavador manual o automático de placas. • Heladera (5 ± 3 º C) y freezer (-20 ± 5 ºC). • Estufa de incubación (37 ± 2 ºC). • Vórtex. • Sistema purificador de agua (mínima calidad de agua requerida: destilada o desionizada). • Micropipetas monocanal de volumen variable (0,5 –10 µl, 5 - 50 µl, 50 -200 µl, 200 - 1000 µl). • Micropipetas multicanal de volumen variable (5 - 50 µl, 30 -300 µl). • Propipetas. • Dispensadores automáticos. • Timer. • Selladores de placas de acetato o parafilm. • Cubetas plásticas para pipetas multicanales. • Microtubos (para realizar las diluciones previas de los sueros), tubos o placas fondo en U. • Criotubos de polipropileno para el almacenamiento de los sueros. • Gradillas. • Material de vidrio (probetas, pipetas, erlenmeyers, etc., de distintos volúmenes). • Toallas o papel absorbente. Reactivos: Están incluidos en los kits comerciales autorizados por el Senasa y contienen: • Buffer de lavado • Buffer de dilución • Conjugado • Sustrato cromógeno • Solución de frenado • Sueros controles • Placas o tiras de 8 pocillos con el Ag pegado MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 36 �Precauciones para tener en cuenta al ejecutar la técnica de Elisa: • Seguir expresamente las instrucciones del kit para la preparación de todos los reactivos. • Ambientar los reactivos del kit a temperatura ambiente por lo menos una hora antes de su utilización. • No mezclar reactivos ni instrucciones de diferentes lotes o kits. • Evitar cualquier contaminación de los reactivos. • No utilizar los kits una vez superada la fecha de caducidad. • Utilizar una punta de pipeta nueva por cada muestra y reactivo. • Utilizar agua desionizada o destilada para la preparación / dilución de los reactivos que se empleen en el ensayo. • Corroborar que el lector de placas posee el filtro con el cual se debe leer la placa y seguir las instrucciones de uso del equipo. • Se recomienda trabajar las muestras por duplicado, para verificar la repetibilidad del operador. • Incluir sistemáticamente un control positivo y un control negativo siempre que se utilice el kit. • El sustrato es extremadamente sensible a la luz y a las contaminaciones, por lo que, se recomienda retirar del frasco únicamente el volumen que se vaya a utilizar y nunca devolver el sustrato sobrante al frasco original. • La solución de frenado es un ácido fuerte. En caso de contacto con la piel lavar inmediatamente con abundante agua. Figura 7: Placa de Elisa. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 37 �ELISA por competición / bloqueo La técnica consiste en la adsorción del antígeno lipopolisacárido liso (LPS-l) de Brucella sobre una matriz sólida (microplaca de 96 pocillos). A continuación, se añade la dilución de los sueros y el anticuerpo monoclonal, específico para un epitope de la cadena O del LPS-l. Se mezclan los dos junto con el antígeno adherido y se dejan incubar. Después de la incubación, se lava la microplaca y a continuación se añade el conjugado de anticuerpo antimonocolonal conjugado con enzima. Es importante mencionar que el anticuerpo del conjugado ha sido previamente adsorbido con suero normal (no infectado) de bovino, equino y humano para reducir las reacciones inespecíficas entre especies. La etapa final de la prueba es la adición de la solución substrato/cromógeno. Después de un periodo de tiempo fijo, se frena la reacción y se mide fotométricamente. Entre cada uno de los pasos del ensayo la placa debe ser lavada debidamente. En la ausencia de anticuerpos anti Brucella en los sueros problemas (sueros negativos), el anticuerpo monoclonal se liga con el epitope de la cadena O del LPS-l, lo cual es indicado en la prueba por el desarrollo de color. En el caso que el suero problema contenga anticuerpos anti Brucella (suero positivo), estos compiten con el anticuerpo monoclonal por sitios del epitope e inhiben el enlace del anticuerpo monoclonal con la porción de cadena O del LPS-l, manifestándose por la ausencia de color en el ensayo. Los sueros con anticuerpos posvacunales por B. abortus cepa 19 compiten en menor grado con el anticuerpo monoclonal porque su afinidad, especificidad y concentración es baja, lo que usualmente resulta en una reacción negativa (excepto los animales vacunados en los tres meses anteriores al sangrado). Diversos CELISA/bloqueo comerciales se encuentran disponibles en el mercado. En el caso del Elisa de bloqueo, sobre las placas con el LPS de Brucella abortus pegado, se depositan las muestras de suero, las cuales en el caso de contener anticuerpos específicos se unirán al antígeno. Tras eliminar el material no unido mediante lavados, se añade el anticuerpo monoclonal específico del LPS (epítope C) conjugado con una enzima. En el caso de que las muestras contengan anticuerpos frente a LPS, estos no permitirán la unión del conjugado, mientras que, si las muestras no contienen este tipo de anticuerpos, el conjugado se unirá libremente al antígeno de la placa. Tras sucesivos lavados para eliminar el material no unido, podremos revelar las reacciones acontecidas en la placa mediante la adición del sustrato adecuado, el cual desarrollará una reacción colorimétrica en presencia de la enzima (es decir en presencia del monoclonal conjugado con enzima). De este modo la aparición de una reacción coloreada, indicará que la muestra evaluada no contiene anticuerpos específicos del LPS de Brucella spp. y la ausencia de color indicará que la muestra es positiva y contiene dichos anticuerpos. Desarrollo Materiales y equipamiento, reactivos, cuidados y precauciones, manejo y conservación de las muestras: Idem Elisa indirecto. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 38 �Figura 8: CELISA. Tabla 4 Guía de problemas y soluciones en la técnica de ELISA Señal Posible causa Solución 1. Error de pipeteo 2. Falta de mezcla de reactivos 3. Falta de lavados Práctica Mejorar técnica Precaución 1. Se omitió el substrato 2. Concentración substrato errónea Revisar Revisar 3. Conjugado muy diluido 4. Se omitió el conjugado Revisar Revisar Color parejo en toda la placa 1. Conjugado muy concentrado 2. Falla en el lavado 3. Substrato contaminado Controlar Mejorar técnica Revisar Elevado color de fondo “background” 1. Reacción inespecífica 2. Material de vidrio sucio 3. Agua de mala calidad Cambiar solución de lavado Mejorar lavado Controlar calidad Desarrollo de color muy rápido 1. Substrato muy concentrado 2. Conjugado muy concentrado Revisar Controlar dilución Desarrollo de color muy lento 1. Substrato muy diluido 2. Conjugado muy diluido 3. Concentración cromógeno errónea Revisar Revisar dilución Revisar Efecto borde 1. Incubación despareja 2. Resecación por aire 3. Tampón de lavado residual Utilizar estufa Mantener la placa cubierta Eliminarlo Color irregular No hay color MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 39 �Figura 9: Modelo de protocolo de Trabajo ELISA. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 40 �Ensayo de polarización fluorescente para la detección de anticuerpos contra brucella en suero El ensayo de polarización fluorescente (FPA) para la detección de anticuerpos contra Brucella tiene la capacidad de ser una prueba multiespecies, lo que permite el diagnóstico presuntivo en bovinos, porcinos, caprinos, ovinos, ciervos y bisontes. Este ensayo, validado para bovinos, tiene la capacidad de distinguir animales infectados con Brucella de los animales vacunados con B. abortus cepa 19 a partir de los 3 meses posvacunación aproximadamente, y de los animales con reacción cruzada con bacterias gramnegativas en más del 90% de los casos. A diferencia de los enzimoinimunoensayos, el FPA es un ensayo homogéneo que no requiere la necesidad de varias etapas de lavado. Los reactivos son agregados secuencialmente en solución y el tiempo total de la prueba no excede los 5 minutos para cada muestra. En resumen, la prueba involucra la adición de una determinada cantidad de suero a una solución tampón de dilución en un tubo de vidrio. A continuación, la muestra es equilibrada por aproximadamente cinco minutos, posteriormente se realiza una primera lectura en el analizador fluorescente para obtener una lectura blanco de referencia (autofluorescente). A continuación, el antígeno conjugado con isotiocianato de fluoresceína (FITC) es agregado a la solución y luego la muestra es equilibrada nuevamente por un mínimo de dos minutos para permitir que el antígeno y el anticuerpo interactúen. La muestra es leída nuevamente en el polarizador. Si anticuerpos específicos contra Brucella están presente (suero positivo), el resultado será un valor alto de unidades de mili polarización (mP). En ausencia de anticuerpos anti Brucella (suero negativo), el resultado es un valor bajo en mP. El valor de corte para distintas especies animales para la República Argentina se ha determinado en: Bovinos: • Animales negativos: < 94 mP. • Animales sospechosos: Los valores entre 94 mP y 104 mP. • Animales positivos: valores igual o mayor a 105 mP. Caprinos y porcinos: • Animales negativos: < 85 mP. • Animales positivos: valores igual o mayor a 85 mP. Ovinos (para el diagnóstico de B. melitensis, no para B. ovis): • Animales negativos: < 80 mP. • Animales sospechosos: Los valores entre 80 mP y 90 mP. • Animales positivos: valores igual o mayor a 91 mP. Se modifica el valor de corte en la especie ovina (para el diagnóstico de B. melitensis, no para B. ovis) con una sensibilidad del 97 % y una especificidad del 95 %. Programa GraphPad Prism. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 41 �Desarrollo Materiales y equipamiento: • Lector de polarización fluorescente. • Vórtex. • Micropipetas monocanal de volumen variable (0,1– 10 µl, 20 –200 µl, 200– 1000 µl). • Heladera (5 ± 3 º C) y freezer (-20 ± 5 º C). • Tubos de vidrio: Tubos de borisilicato de 10 x 75 mm. • Material de vidrio. • Termómetro de temperatura ambiental. • Computadora e impresora. Reactivos: Están incluidos en los kits comerciales autorizados por el Senasa e incluyen: • Buffer de dilución. • Sueros controles positivo y negativo. • Antígeno marcado con isotiocionato de fluoresceína. Ejecución del ensayo Preparación de los reactivos Se deben seguir las instrucciones del prospecto que acompaña al kit comercial. Preparación del equipamiento/instrumentos El usuario debe leer el manual de instrucciones y familiarizarse con los controles de los instrumentos, calibración y la solución de los problemas de todos los equipos previos a la ejecución del ensayo. Preparación de la prueba En el día de la prueba preparar y analizar los sueros controles, siguiendo con lo especificado en los puntos indicados a continuación. Si el valor de mP de los sueros controles no se ajusta dentro de los límites especificados, el ensayo debe ser rechazado. Dejar a temperatura ambiente los reactivos, sueros controles y problemas por lo menos dos (2) horas antes de su uso. Se debe controlar y registrar en la planilla de trabajo la temperatura ambiente al momento del ensayo. Encender el equipo y seguir las instrucciones de uso: • Para bovinos dispensar 990 µl de la solución tampón de dilución de sueros en los tubos de vidrio de borosilicato (10x 75mm). • Dispensar 10 µl de suero bovino (dilución 1/100) a analizar dentro de los tubos y mezclar bien con vórtex evitando la formación de espuma. • Para porcinos y caprinos dispensar 960 µl de la solución tampón de dilución de sueros en los tubos de vidrio de borosilicato (10x 75mm). • Dispensar 40 µl de suero porcino o caprino (dilución 1/25) a analizar dentro de los tubos y mezclar bien con vórtex. • Para ovinos (B. melitensis) dispensar 975 µl de la solución tampón de dilución de sueros. • Dispensar 25 µl de suero ovino (dilución 1/40). MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 42 �• Esperar como mínimo cinco minutos a que la solución suero-Buffer se estabilice. • Continuado el período de equilibración, realizar la lectura blanco de las muestras. • Dispensar 10 µl de antígeno conjugado con FITC determinado en cada tubo y mezclar bien con vórtex. Es importante evitar la formación de espuma en la muestra. En caso de que el suero se vea contaminado con partículas en suspensión, dejar el suero equilibrarse por lo menos 10 minutos para asegurarse que estas partículas hayan sedimentado o centrifugar el mismo. Las partículas inespecíficas pueden interferir con la lectura de la muestra dado que la misma se basa en el peso molecular de las partículas en suspensión. • Dejar que la muestra y el antígeno se equilibren por lo menos por dos minutos. • Leer las muestras exactamente en el mismo orden que fueron blanqueadas. Figura 10: Esquema ensayo de polarización fluorescente. Lectura e interpretación Los sueros controles del ensayo deben estar dentro de los límites especificados por el fabricante del kit utilizado según el control de calidad desarrollados durante la estandarización, optimización e implementación del ensayo. Los resultados de los sueros controles y problemas son expresados en unidades de mili polarización (mP) de la actividad del suero contra el antígeno. Se debe controlar y registrar en la planilla de trabajo la temperatura ambiente al momento del ensayo. Aceptación de los controles Si los valores de mP de los sueros controles están fuera de los límites especificados, la prueba será rechazada y los controles y las muestras deben ser repetidas. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 43 �Fijación de complemento La fijación del complemento (FCT) es la prueba de referencia internacional para el diagnóstico serológico de la brucelosis bovina, ovina y caprina. La prueba permite la detección y cuantificación relativa de los anticuerpos específicos antibrucélicos “capaces de fijar” el complemento (IgG1 y algunas IgM específica), cuya presencia en determinados niveles posee una gran correlación con el estado de “Animal infectado”. La FCT es una prueba confirmatoria ampliamente usada y aceptada pese a la complejidad de su realización y a la necesidad de buenas instalaciones y personal entrenado para titular y mantener los reactivos adecuadamente. La técnica se desarrolla en dos etapas: en la primera, el antígeno y el suero problema (cuyo complemento se destruyó previamente por calentamiento a baño maría) se incuba en presencia de complemento de cobayo. Después de dejar reaccionar la mezcla de reactivos, se mide en la segunda etapa la cantidad de complemento libre (que indica la ausencia o presencia de anticuerpos antibrucelares en suero y su cantidad) mediante la incorporación de un “sistema indicador” o “sistema hemolítico” formado por eritrocitos de carneros recubiertos de anticuerpos de conejo (hemolisina) como complejo antígeno-anticuerpo alternativo. La presencia de anticuerpos en el suero problema induce la formación de inmunocomplejos en la primera etapa de la reacción que determina la activación del sistema complemento y el agotamiento de sus factores. En la segunda etapa de la reacción no existe complemento libre que pueda activarse ante la presencia del “sistema hemolítico”. El resultado es la ausencia de hemólisis (resultado positivo). Alternativamente, la lisis de los eritrocitos (hemólisis) es indicadora de la existencia de complemento libre en la segunda etapa de la reacción, que no se agotó en la primera por no haberse formado inmunocomplejos ante la ausencia de anticuerpos antibrucelares (resultado negativo). Se han propuesto varios métodos para FCT que utilizan diferentes concentraciones de eritrocitos de oveja (GR) frescos o conservados (normalmente se recomienda una suspensión al 2 %, 2,5 % o al 3 %). Los GR están sensibilizados con un volumen igual de suero anti-GR de conejo diluido (hemolisina) hasta contener varias veces (en general de dos a cinco veces) la concentración mínima necesaria para producir un 100 % de lisis de los GR en presencia de soluciones titulada de complemento de cobayo. Desarrollo Materiales: • Tubos de ensayo. • Material de vidrio de volúmenes varios. • Gradillas. • Film para cubrir placas. • Puntas de pipetas (tips). • Placas de polipropileno de 96 pocillos con fondo en U. • Cubetas o reservorios de plástico para reactivos. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 44 �Equipos: • Pipetas monocanales con rangos de 2 µl a 20 µl, 20 µl a 200 µl y 500 µl a 5000 µl. • Pipetas multicanales de rango 20 µl a 200 µl. • Centrífuga. • Centrífuga de placas. • Estufa con temperatura controlada (37 ± 2 ºC). • Heladera con temperatura controlada (5 ± 3 °C). • Freezer con temperatura controlada (-20 ± 5 °C). • Agitador de microplacas. • Vórtex. • Baño térmico. • Espectrofotómetro. Reactivos: • Solución buffer: Ver Anexo FCT I Solución GR 2%: ver Anexo FCT II Titulación Hemolisina: Ver Anexo FCT III Sistema hemolítico Anexo FCT IV • Titulación Complemento: Ver Anexo FCT V Titulación Antígeno: Ver Anexo FCT VI Sueros controles: • Suero control positivo bovino. • Suero control negativo bovino. Manejo y conservación de las muestras • Conservar los sueros en heladera (5 ± 3 º C) no más de dos días, para períodos mayores, conservarlos a –20 ± 5 º C. • Evitar repetidos ciclos de congelamiento/ descongelamiento. • No usar sueros contaminados, que presenten precipitados o intensa hemólisis. • Homogeneizar con el uso de vórtex los sueros antes de usarlos. Inactivación de los sueros Los sueros controles y las muestras de suero se inactivan 30 minutos en baño termostático a 58 ± 2 ºC para eliminar el complemento natural contenido en las mismas. La temperatura del baño termostático se controla mediante la introducción de un termómetro certificado en el agua durante todo el tiempo de exposición de las muestras. - Los sueros ovinos se inactivan por 30 minutos en baño termostático entre 60 - 63 °C (en caso de que los sueros sean anticomplementarios, se recomienda realizar otro ciclo de inactivación de 30 minutos). - Las muestras podrán ser sumergidas en el baño termostático en tubos de ensayo tapados herméticamente, contenidos en gradillas, debidamente identificados. Volumen de suero sugerido para inactivar: 200 µl. - La inactivación de las muestras podrá realizarse un día antes del análisis. En este caso, una vez retiradas del baño termostático se dejan a tem- MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 45 �peratura ambiente durante al menos 30 minutos para luego conservar en heladera. Si el análisis se realiza después de las 24 horas, las muestras ya inactivadas se conservan a -20 ± 5 ºC. Condiciones del ensayo El procedimiento se desarrolla en caliente (incubación en estufa a 37 ± 2 º C) y se utilizan los siguientes reactivos en volúmenes de 25 µl: a. Diluciones en base 2, a partir de 1/2 de los sueros problemas en SB. b. Solución de complemento de cobayo en SB que contenga 2 UC (100 %). c. Solución de antígeno en SB a la dilución de trabajo. d. Sistema hemolítico obtenido por la mezcla de volúmenes iguales, de una solución de suero hemolítico en SB que contenga 2UH (100 %) y de una suspensión de glóbulo rojos de carnero en SB al 2 %. Ejecución Dependiendo del número de muestras que se realizarán, se podrán incluir los controles en la misma placa o utilizar una placa para los sueros y otra para los controles. Dilución de las muestras de suero El procedimiento de dilución se realiza de forma general en placa fondo en U, mediante la utilización de volúmenes de 25 μl. La secuencia de operaciones se detalla en la tabla 1. La homogeneización de los dos componentes de cada dilución se realiza mediante 5 aspirado/dispensado con la micropipeta. Tabla 1 1/2 1/4 1/8 1/16 1/32 1/64 1/128 1/256 Suero 25 µl 25 µl de la dilución 1/2 25 µl de la dilución 1/4 25 µl de la dilución 1/8 25 µl de la dilución 1/16 25 µl de la dilución 1/32 25 µl de la dilución 1/64 25 µl de la dilución 1/128 SB 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25µl Sueros controles Control positivo: El procedimiento de dilución se realiza mediante la utilización de volúmenes de 25 μl, siguiendo la secuencia de operaciones que se detalla en la tabla 2. La homogeneización de los dos componentes de cada dilución se realiza mediante 5 aspirado/dispensado con la micropipeta. Tabla 2 1/12,5 1/25 Suero positivo 01/05 25 µl SB - 25 µl 25 µl 1/50 1/100 1/200 1/400 1/800 1/1600 25 µl de la dilución 1/25 25 µl de la dilución 1/50 25 µl de la dilución 1/100 25 µl de la dilución 1/200 25 µl de la dilución 1/400 25 µl de la dilución 1/800 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25µl MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 46 �Control negativo: El suero control negativo se diluye siguiendo el mismo protocolo de los sueros problema (1/2, 1/4, 1/8 etc.). Controles del ensayo a. Control de la ausencia de poder anticomplementario del antígeno: Se dispensa por duplicado en la placa 25 μl/pocillo de SB, 25 μl/pocillo de C y 25 μl/pocillo de antígeno. b. Control sistema hemolítico con complemento: Se dispensa por duplicado en la placa 50 μl/pocillo de SB y 25 μl/pocillo de C. c. Control sistema hemolítico sin complemento: Se dispensa por duplicado en la placa 75 μl/pocillo de SB. Disposición de los sueros en la placa Los controles y muestras diluidas deben quedar dispuestas en la placa fondo en U (25 µl/pocillo) según indica la tabla 3. Tabla 3 1 Control positivo 2 Control negativo 3 muestra 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A 1/12,5 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 1/2 B 1/25 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 1/4 C 1/50 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 1/8 D 1/100 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 1/16 E 1/200 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 1/32 F 1/400 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 1/64 G 1/800 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 1/128 H 1/1600 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 1/256 Preparación y dispensado de las soluciones de antígeno y complemento • Preparar la solución de C según la dilución de trabajo establecida como óptima y dispensar 25 µl/pocillo de dicha solución en todas las muestras. • Preparar la solución de antígeno según la dilución de trabajo establecida como óptima y dispensar 25 µl/pocillo de dicha solución en todos los pocillos salvo en la dilución 1/2 (muestras y control negativo) y 1/12,5 (control positivo) Fila A, las cuales actuarán como controles de poder anticomplementario (PAC) de cada suero. Primera incubación en caliente • Tapar y agitar la placa en agitador de placas durante 2-4 minutos. • Incubar a 37 ± 2 ºC durante 30 minutos. Dispensado del sistema hemolítico • Quince (15) minutos antes de finalizar la primera incubación, preparar e incubar a 37 ± 2 ºC durante 15 minutos el sistema hemolítico según el Anexo FCT IV. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 47 �• Finalizada la primera incubación, dispensar 25 μl/ pocillo del sistema hemolítico en todos los pocillos de las placas incluida la placa de los controles. Segunda incubación en caliente • Tapar y agitar las placas en agitador de placas durante 2-4 minutos. • Incubar a 37 ± 2 ºC durante 30 minutos. Centrifugación de la placa Finalizada la incubación, centrifugar la placa a una fuerza de 1000 RPM durante 3 minutos o bien dejarla en reposo en heladera durante una hora antes de su lectura. Lectura de resultados El grado de fijación del complemento se manifiesta por la presencia (negativos) o ausencia (positivos) de hemólisis del sistema hemolítico. La reacción positiva se cuantificará mediante la determinación del título y su grado de hemólisis. Reacción positiva • Sedimento en grado variable de los glóbulos rojos en el fondo del pocillo. • El sobrenadante estará afectado por un cierto tinte rojizo en función de la hemólisis que se haya producido. Este grado de hemólisis debe cuantificarse y consignarse mediante un sistema de cruces. Figura 11: Placa fijación de complemento. ++++ Sobrenadante translúcido, en el fondo botó de depósito de GR 0 % de hemólisis +++ Sobrenadante rojizo en un 25 % de intensidad, en el fondo un deposito claro de GR 25 % de hemólisis ++ Sobrenadante rojizo en un 50 % de intensidad, en el fondo un deposito tenue de GR 50 % de hemólisis + Sobrenadante rojizo en un 75 % de intensidad, en el fondo un deposito muy tenue de GR 75 % de hemólisis Sobrenadante rojo cristalino, ausencia de depósito de GR 100 % de hemólisis Negativo MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 48 �Determinación del título del suero Será la inversa de la dilución más alta que siga dando algún grado de sedimentación de los GR. Este grado de fijación será informado mediante el sistema de cruces descripto y convertido a UIFCT. - En el caso de los bovinos vacunados con Brucella abortus S19, para el diagnóstico de las Brucellas lisas (B. abortus), se considera un resultado positivo cualquier valor ≥ 40 UIFCT (1/8 ++). - Para animales no vacunados (bovinos, caprinos, ovinos y porcinos) se considera positivo cualquier valor ≥ 20 UIFCT (1/4 ++). Expresión de los resultados en unidades internacionales de fijación del complemento El sistema de expresión de los resultados en UIFCT, ajustados al suero patrón internacional OIEISS (en el caso de las Brucellas lisas), usado a continuación, se basa en el “Procedimiento IZS TE B2. 1.6 SOP 004 del Centro Internacional de Referencia OIE para Brucelosis” (Istituto Zooprofilattico Sperimentale dell”Abruzzo e del Molise G. Caporale. Teramo. Italia) y el “Manual de Procedimiento del Laboratorio Agroalimentario” (Gobierno de Aragón. España. Tabla 4). Tabla 4 Interpretación en UIFCT Dilución % de Fijación del Complemento 1000 UIFCT (1/200) + ++ +++ ++++ 16,6 20 23,2 26,6 1:8 + ++ +++ ++++ 33,2 40 46,4 53,2 1:16 + ++ +++ ++++ 66,4 80 92,8 106,4 + ++ +++ ++++ 132, 8 160 185,6 212,8 1:64 + ++ +++ ++++ 265,6 320 371,2 425,6 1:128 + ++ +++ ++++ 531,2 640 742,4 851,2 + ++ +++ ++++ 1062,4 1280 1484,8 1702,4 1:4 1:32 1:256 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 49 �Controles del ensayo La aprobación del ensayo debe realizarse si los controles han dado los resultados esperados: Controles Resultado esperado Suero control positivo 50 % de fijación (++) en la dilución 1:200 que corresponde a 1000 UIFCT (Brucellas lisas) Suero control negativo 100 % de hemólisis en todos las diluciones, ausencia de fijación de complemento Control de poder anticomplementario de los sueros 100 % de hemólisis ausencia de fijación del complemento en la dilución 1:2 (sin antígeno) Control de ausencia de poder anticomplementario del antígeno 100 % hemólisis Control del sistema hemolítico sin C 0 % de hemólisis Control del sistema hemolítico con C 100 % de hemólisis Criterio de aceptación del análisis: El ensayo se debe considerar APROBADO/NO APROBADO a) APROBADO: • Los controles de antígeno, sistema hemolítico con y sin complemento dan los resultados pre-establecidos. • El control de suero positivo da el resultado pre-establecidos (1:200) con una variación máxima de (± 2 ++). • El control negativo da un resultado Negativo. b) NO APROBADO: si uno de los controles no da el resultado esperado, se repite el ensayo. La presencia de, al menos, un 25 % de sedimento de eritrocitos (+) de la fila A (dilución ½) indica poder anticomplementario en la muestra. En este caso, se informa el resultado de PAC, lo que implica la solicitud de una nueva extracción de la toma de muestra. Para facilitar la lectura e interpretación de los resultados se puede preparar una escala visual del siguiente modo: • En un tubo se coloca 100 µl de la suspensión de glóbulos rojos al 2 % + 900 µl de SB 1X. • En otro tubo colocar 100 µl de la suspensión de glóbulos rojos al 2 % + 700 µl de agua destilada, agitar para provocar la completa hemólisis de los GR (solución de hemoglobina), y agregarle 200 µl de SB 5X para mantener la presión osmótica. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 50 �Estos dos tubos mantienen la misma relación de GR. intactos en el primer caso y de glóbulos lisados en el segundo, que el que el 0 % de hemólisis y el 100 % de hemólisis en la prueba. De esta manera mezclándolas en distintas proporciones podremos obtener la imagen que corresponde a los distintos grados de hemólisis, luego de centrifugar durante 5 minutos a 1000 rpm. PORCENTAJE DE HEMÓLISIS Reactivos en µl 0% Solución hemolisada Suspensión de glóbulos rojos 0 100 10 % 10 90 20 % 20 80 30 % 40 % 50 % 60 % 70 % 80 % 90 % 30 40 50 60 70 80 90 100 60 50 40 30 20 10 0 70 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 100 % 51 �Anexos MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 52 �Anexo FCT I: Solución Buffer (SB) Realizar una solución de stock de calcio/magnesio como indica la tabla 1, luego conservar en refrigeración durante 6 meses o eliminar si hay turbidez producto de contaminación. Solución de stock calcio 0,3 M y magnesio 1 M Ca Cl2. Mg 3,7g Cl2. 9,5 g Agua destilada 100 ml • Añadir 1ml de solución stock a 1 litro de solución salina 0,85 % (NaCl2 8,5 g/agua destilada 1 litro). • La solución de trabajo debe tener un pH de 7,3 - 7,4. • Luego de su uso, conservar en refrigeración por 7 días. II: Preparación de la suspensión de GR 2 % a) Lavado de los GR 1. Homogeneizar cuidadosamente el frasco que contiene los eritrocitos. 2. En un tubo cónico resuspender los eritrocitos en una proporción de 1 volumen de GR + 5 volúmenes de SB, luego homogeneizar cuidadosamente. 3. Centrifugar aproximadamente a 1500 rpm durante 5 minutos y luego eliminar el sobrenadante con una pipeta. 4. Repetir la resuspensión de los GR en SB, centrifugar de la misma manera anteriormente descripta y luego eliminar el sobrenadante con una pipeta. 5. Realizar la última resuspensión de los GR en SB y centrifugar aproximadamente a 1500 rpm durante 10 minutos. 6. Luego de la última centrifugación descartar el sobrenadante, el cual debe estar libre de hemólisis. 7. El método para la estandarización de la suspensión de glóbulos rojos 2 % se podrá realizar por medio de dos técnicas. • Método espectrofotométrico. • Método en cámara de Neubauer. Método espectrofotométrico: 1. Tomar del tubo cónico 0,2 ml de GR ya lavados y diluirlo en 9,8 ml de SB (2 %). 2. Realizar un blanco de lectura en el espectrofotómetro dispensando 2,5 ml agua destilada en la celda o tubo del espectrofotómetro. 3. Determinar la lisis 100 % de los GR realizando una dilución 1/15 con agua destilada, agregando en un tubo que contiene 2,8 ml de agua destilada 0,2 ml de glóbulos rojos al 2 %. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 53 �4. Una vez lisados los eritrocitos, leer la densidad óptica (DO) a 545 nm. 5. La DO esperada debe ser de 0.330 ± 0.05. El laboratorio debe determinar según el modelo de espectrofotómetro cual es la DO optima que indique la concentración de GR al 2 %. Método en cámara de Neubauer: 1. Tomar del tubo cónico 0,2 ml de GR ya lavados y diluirlos en 9,8 ml de SB (2 %). 2. Realizar una dilución 1/200 y hacer el recuento de glóbulos rojos en la cámara. 3. La suspensión deberá tener 5,4 (± 0,2) X 108 GR / ml. III: Titulación Hemolisina Preparación de las soluciones “madres” de hemolisina Se prepararán 15 diluciones de hemolisina (tabla 1). En cada tubo se dispensan los siguientes volúmenes de SB y de hemolisina. La solución se homogeniza mediante agitación en vórtex. Tabla 1: Preparación de las soluciones “madres” de hemolisina N.° de tubo Dilución SB (ml) Hemolisina 1 1/50 4,9 100 µl 2 1/100 2 2 ml T1 3 1/150 7,45 50 µl 4 1/200 1 1 ml T2 5 1/250 12,5 50 µl 6 1/500 1 1 ml T5 7 1/1000 6 2 ml T5 8 1/2000 1 1 ml T7 9 1/3000 2 1 ml T7 10 1/4000 3 1 ml T7 11 1/5000 4 1 ml T7 12 1/6000 5 1 ml T7 13 1/7000 3 0,5 ml T7 14 1/8000 3,5 0,5 ml T7 15 1/9000 4 0.5 ml T7 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 54 �Preparación de las soluciones “hijas” de hemolisina • En la filas B, C, D, G y H de una placa fondo en U dispensar 25 µl/pocillo de SB excepto de las columnas 10, 11 y 12 de las filas A, B, C y D (tabla 2). • En la filas A (excepto las columnas 10, 11 y 12) y F de la placa dispensar 50 µl/pocillo de las diluciones “madres’’ de hemolisina preparadas en la batería de tubos de ensayo, según protocolo de la tabla 1. • Con una pipeta multicanal recoger 25 µl por pocillo de la fila A y pasar a la fila B. La homogenización de los dos componentes de cada dilución se realiza mezclando mediante 5 golpes de aspirado y dispensado de la pipeta. Recoger 25 µl / pocillo de la fila B y pasar a la fila. • Volver a homogenizar. Recoger 25 µl / pocillo de la fila C y pasar a la D. Homogeneizar y recoger 25 µl / pocillo y descartar. • De la misma forma, haga diluciones de la fila F sobre las filas G y H. • Las diluciones finales obtenidas se detallan en la tabla 3. Tabla 2. Planilla de localización de las diluciones ‘’madres’’ de hemolisina y SB 1 A B C D 2 3 4 5 6 7 8 9 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 550 µl 50 µl 50 µl de T1 de T1 de T1 de T2 de T2 de T3 de T3 de T4 de T4 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB 10 11 12 E F G H 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl de T5 de T5 de T6 de T7 de T8 de T9 de T10 de T11 de T12 de T13 de T14 de T15 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de 25 µl de SB SB SB SB SB SB SB SB SB SB SB MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS SB 55 �Tabla 3. Diluciones finales de hemolisina 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A 1/50 1/50 1/50 1/100 1/100 1/150 1/150 1/200 1/200 B 1/100 1/100 1/100 1/200 1/200 1/300 1/300 1/400 1/400 C 1/200 1/200 1/200 1/400 1/400 1/600 1/600 1/800 1/800 D 1/400 1/400 1/400 1/800 1/800 1/1200 1/1200 1/1600 1/1600 F 1/250 1/250 1/500 1/1000 1/2000 1/3000 1/4000 1/5000 1/6000 1/7000 1/8000 1/9000 G 1/500 1/500 1/1000 1/2000 1/4000 1/6000 1/8000 1/10000 1/12000 1/14000 1/16000 1/18000 H 1/1000 1/1000 1/2000 1/4000 1/8000 1/12000 1/16000 1/20000 1/24000 1/28000 1/32000 1/36000 E Preparación y dispensado de la suspensión de glóbulos rojos Se prepara una suspensión de GR al 2 % según lo indicado anteriormente. En este ensayo se prepara una suspensión de 5 ml. 1. Dispensar la suspensión (25 µl/pocillo) en los pocillos de la microplaca. 2. Cubrir y agitar la microplaca en un agitador de placas durante 30 minutos a bajas revoluciones. Esto proporciona la sensibilización de los GR (unión con los anticuerpos presentes en las diluciones de hemolisina). 3. Dispense 25 µl/pocillo de SB en las filas A, B, C, D, F, G y H. En los pocillos de la columna 1 se dispensan adicionalmente otros 25 µl (esta columna actúa como control del poder hemolítico de la hemolisina). Preparación y dispensado de una solución de complemento El objeto es preparar una solución de complemento a una concentración tal que siempre haya reactivo disponible para detectar una posible unión de Ag (GR) Ac (hemolisina diluida). Para complementos (comerciales) que den un título (unidad de complemento) superior a 1/90, debe prepararse una solución de 1/30. Para complementos que den títulos inferiores, la solución que se deberá preparar será de 1/10 - 1/20 (tabla 4). MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 56 �Tabla 4: Dilución del complemento TV Complemento Solución de complemento 1/20 5,7 ml 0,3 ml Solución de complemento 1/30 5,8 ml 0,2 ml 1. Dispensar 25 µl/pocillo de la solución de complemento en las filas A, B, C, D, F, G y H, excepto en los pocillos de la columna 1. 2. Cubrir y agitar la placa durante 2-4 minutos en agitador de placas. Incubación Incubar a 37 ± 2 ° C, durante 30 minutos. Cálculos y expresión de resultados El resultado de la relación de cada pocillo se evalúa por el grado de hemólisis presente en el mismo y se consigna mediante un sistema de cruces (tabla 5). Tabla 5: Expresión de resultados ++++ Sobrenadante translúcido, en el fondo botón de depósito de GR 0 % de hemólisis +++ Sobrenadante rojizo en un 25 % de intensidad, en el fondo un deposito claro de GR 25 % de hemólisis ++ Sobrenadante rojizo en un 50 % de intensidad, en el fondo un deposito tenue de GR 50 % de hemólisis + Sobrenadante rojizo en un 75 % de intensidad, en el fondo un deposito muy tenue de GR 75 % de hemólisis Sobrenadante rojo cristalino, ausencia de depósito de GR 100 % de hemólisis Negativo Los resultados de la lectura se emiten en la hoja de laboratorio correspondiente. Cálculos de los resultados • Se define la unidad de hemólisis (UH) como la dilución más alta que permita la lisis del 100 % de los eritrocitos en el pocillo. • Sobre la hoja del laboratorio se comprueba la repetibilidad del análisis, constatando que los pocillos que contengan la misma dilución de hemólisis presentan un grado de hemólisis similar. • Se elige la UH de la dilución en la que se obtenga 100 % de hemólisis. Si existen dudas entre dos diluciones se elegirá la dilución más baja (mayor concentración de hemolisina). • La dilución de trabajo (DT) se establece multiplicando por 2 la UH, es decir 2 UH 100 %. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 57 �Ejemplo: Si la UH se ha establecido en 1/1000 DT= 2 x 1/1000= 1/500 • Los cálculos y las proporciones finales de reactivos se registran en hojas de trabajo. • Se podrá realizar una dilución 1/50 o 1/100 de la hemolisina en SB conservando a -20 ± 5 º C para luego diluirla al título de trabajo. Se registra el lote, fecha y cantidad de hemolisina diluida. IV: Sistema hemolítico • Para la preparación del sistema hemolítico, el volumen total del sistema depende del número de placas que se deberán utilizar (1 placa= 96 pocillos fondo en U). Ejemplo para dos placas: 2 placas x 2,4 ml = 4.8 ml = 5 ml (se prepara un volumen adicional en previsión de perdidas) • Dispensar en un frasco 2,5 ml de GR 2 % y luego 2,5 ml de hemolisina al título de uso agitando suavemente para homogenizar las dos suspensiones e incubar a 37 ± 2° C, durante 15 minutos. V: Titulación complemento Se llama complemento al suero de cobayo completo, que contiene el sistema enzimático denominado ‘’sistema complemento’’, cuya función en la técnica de fijación del complemento es la de detectar uniones especificas antígeno-anticuerpo. En el caso que en dichas uniones una de las partes sean glóbulos rojos, es capaz de lisarla, como en el caso del sistema hemolítico que se utiliza en la reacción de fijación del complemento, donde los hematíes de carnero hacen el papel de antígeno y el suero de conejo (hemolisina) de anticuerpos. El complemento que sea objeto de titulación debe descongelarse dejándolo llevar a temperatura de laboratorio. Una vez reconstituido o descongelado se mantendrá en refrigeración y solo se sacará de la heladera en el momento de su utilización. Si se prevé que se va a utilizar más de un vial, se juntarán todos en uno y se titulará el conjunto. Preparación de las soluciones “madres” del complemento 1. Realizar 6 diluciones “madres’’ del complemento, empleando para ello tubos de ensayo. Tabla 1 de este anexo. 2. En cada tubo se dispensan los siguientes volúmenes de SB y de complemento. La solución se homogeneiza perfectamente mediante un agitador. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 58 �Tabla 1. Diluciones “madre” del complemento Tubo 1 Tubo 2 Tubo 3 Tubo 4 Tubo 5 Tubo 6 SB µl 725 850 975 1100 1225 1350 C µl 25 25 25 25 25 25 Preparación de las soluciones “hijas” en placas de ensayo y dispensado del SB 1. En la filas B, C y D de una placa fondo en U, dispense 25 µl/pocillo de SB (tabla 2). 2. En la filas A de la placa, dispense 50 µl/pocillo de las diluciones “madres’’ de complemento por duplicado según protocolo descripto en tabla 1. 3. Con una pipeta multicanal, recoja 25 µl/pocillo de la fila A y trasváselos a la fila B. La homogeneización de los dos componentes de cada dilución se propiciará mezclando mediante 5 golpes de aspirado y dispensación de la pipeta. Recoja 25 µl/pocillo de la fila B y páselo a la fila. 4. Vuelva a homogenizar. Recoja 25 µl/pocillo de la fila C y páselo al D. Homogenice y recoja 25 µl/pocillo y descártelos (las diluciones que han quedado preparadas en la placa se detallan en la tabla 3). 5. Dispense a continuación 50 µl/pocillo de SB en todas las filas de la placa. 6. Agite la placa durante 2-4 minutos en agitador de placas. Tabla 2. Planilla de localización de las diluciones “madres’’ de complemento y SB 1 A B C D 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl 50 µl de T1 de T2 de T4 de T2 de T5 de T6 de T1 de T2 de T4 de T2 de T5 de T6 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl 25 µl de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB de SB E F G H MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 59 �Tabla 3. Diluciones finales del complemento 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 A 1/30 1/35 1/40 1/45 1/50 1/55 1/30 1/35 1/40 1/45 1/50 1/55 B 1/60 1/70 1/80 1/90 1/100 1/110 1/60 1/70 1/80 1/90 1/100 1/110 C 1/120 1/140 1/160 1/180 1/200 1/220 1/120 1/140 1/160 1/180 1/200 1/220 D 1/240 1/280 1/320 1/360 1/400 1/440 1/240 1/280 1/320 1/360 1/400 1/440 E F G H Cubra la placa para evitar evaporación excesiva e incube en estufa a 37 ± 2 °C durante 15 minutos. Dispensado del sistema hemolítico El sistema hemolítico habrá sido preparado según procedimiento descripto anteriormente. 1. Finalizada la incubación de la placa, dispense 25 µl / pocillo del SH en todos los pocillos de la placa. 2. Cubra y agite la placa durante 2-4 minutos en agitador de placas. 3. Incube en estufa a 37 ± 2 °C durante 30 minutos. Centrifugación de la placa Finalizada la incubación, centrifugue la placa a una fuerza de 1000 RPM durante 3 minutos. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 60 �Expresión de resultados El resultado de la reacción de cada pocillo se evaluará por el grado de hemolisis presente en el mismo y se consignará mediante un sistema de cruces: Tabla 4 ++++ Sobrenadante translúcido, en el fondo botón de depósito de GR 0 % de hemólisis +++ Sobrenadante rojizo en un 25 % de intensidad, en el fondo un deposito claro de GR 25 % de hemólisis ++ Sobrenadante rojizo en un 50 % de intensidad, en el fondo un deposito tenue de GR 50 % de hemólisis + Sobrenadante rojizo en un 75 % de intensidad, en el fondo un deposito muy tenue de GR 75 % de hemólisis Sobrenadante rojo cristalino, ausencia de depósito de GR 100 % de hemólisis Negativo Cálculos de los resultados 1. Se define la unidad de complemento (UC) o unidad hemolítica como la dilución más alta que permita la lisis del 100 % de los eritrocitos en el pocillo. 2. Sobre la hoja del laboratorio se comprobará la respetabilidad del análisis, constatando que los pocillos que contengan la misma dilución de complemento presentan un grado de hemólisis similar. 3. Se elige la UC con la dilución más alta que de 100 % de hemólisis. 4. La dilución de trabajo (DT) se establece multiplicando por 2 la UC. Ejemplo: supongamos que se necesite preparar una solución de complemento para utilizar en el análisis de 2 placas según el procedimiento descripto. Ello supone un volumen total de solución de complemento de 2 placas x 2,4ml / placa = 4,8 ml = 5 ml (se prepara un volumen adicional en previsión de pérdidas). a. Supongamos que UC = 1/100 DT= 2 x UC= 2 x 1/100 = 1/50 Si en 50 ml de SB se dispensa 1 ml de C puro: En 5 ml de SB se dispensan x. x= 5/50= 0,1 ml b. Por tanto las proporciones serán: 0,1 ml de complemento y 4,9 ml de SB. Tubo 1 (2 unidades) Tubo 2 (1,5 unidades) Tubo 3 (1 unidades) Tubo 4 (0,75 unidades) Tubo 5 (0,5 unidades) C: 2 unidades (µl) 400 300 200 150 100 SB (µl) 0 100 200 250 300 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 61 �Control de dos unidades de complemento (2 UC) Una vez obtenida la dilución de trabajo, se realizarán diluciones del complemento que contengan 2 unidades; 1,5 unidades; 1 unidad; 0,75 unidades y 0,5 unidades. Para ello trabajaremos según la siguiente secuencia (tabla 5). Tabla 5. Diluciones del complemento Tubo 1 (2 unidades) Tubo 2 (1,5 unidades) Tubo 3 (1 unidades) Tubo 4 (0,75 unidades) Tubo 5 (0,5 unidades) C: 2 unidades (µl) 400 300 200 150 100 SB (µl) 0 100 200 250 300 Se dispensarán por duplicado 25 µl/pocillo de cada una de las diluciones en los correspondientes pocillos de una placa y luego se completan con 50 µl de SB (tabla 6). Tabla 6. Unidades del complemento en la placa 1 2 3 4 5 A 2U 1, 5U 1U 0,75 U 0,5 U B 2U 1, 5U 1U 0,75 U 0,5 U 6 7 8 9 10 11 12 C D E F G H 1. Cubra la placa para evitar evaporación excesiva, agite 2-4 minutos e incube en estufa a 37 ± 2 ° C durante 15 minutos. 2. Luego repita lo descripto agregando el SH Lectura del análisis: • Pocillo con 2 unidades: 100 % de hemólisis • Pocillo con 1,5 unidades: 100 % de hemólisis MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 62 �• Pocillo con 1 unidades: 100 % de hemólisis o traza de GR en suspensión • Pocillo con 0,75 unidades: 0 % a 75 % de hemólisis • Pocillo con 0,5 unidades: 0 % a 50 % de hemólisis Control de calidad El ensayo debe ser repetible: pocillos con diluciones iguales deben tener un grado de reacción similar. En caso contrario se repetirá el análisis. Debe observarse cada gama de reacciones posibles desde diluciones con el 100 % (N) de hemólisis (las más bajas), hasta diluciones con el 0 % (++++) de hemólisis (las más alta). En caso contrario se repetirá el análisis. En el control de 2 unidades de complemento deben dar los resultados preestablecidos. El análisis debe informarse como APROBADO / NO APROBADO en el apartado de observaciones de la planilla de titulación del complemento. En caso de no aprobado, se repite el proceso. VI: Titulación antígeno Se utiliza el antígeno de seroaglutinación en tubo (SAT) volumen celular aproximado de 4,5 %. Se trata de determinar lo que se denomina UA (unidad antigénica) que corresponde para cada lote de antígeno y será la dilución óptima de uso para garantizar la unión con los anticuerpos presentes en los sueros problema, en la cantidad suficiente para fijar el complemento. El antígeno formará el complejo antígeno-anticuerpo con los anticuerpos presentes de los sueros problema y que serán capaces de fijar el complemento. Esta reacción requiere un título mínimo para que se lleve a cabo, es decir, se debe garantizar una concentración mínima de antígeno que reaccione con los anticuerpos y sea capaz de fijar el complemento. Preparación de diluciones “madre” de antígeno Se preparan tres diluciones previas en tubos, luego se dispensarán: • en un tubo 500 µl de SB y 10 µl de antígeno; • en un segundo tubo 750 µl de SB y 10 µl de antígeno; • en un tercer tubo 1250 µl de SB y 10 µl de antígeno. Esto da una dilución de 1/50, 1/75 y 1/125, respectivamente. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 63 �Preparación de las diluciones “hijas” de antígeno En una placa de fondo en U se dispensan 25 µl de SB en todos los pocillos salvo en la columna 1 y los pocillos A10, A11, A12. La fila C y F no se utilizarán hasta la columna 9 (tabla 1). En la columna 1 se pondrán 50 µl de las soluciones madres del antígeno por duplicado y en los pocillos A10, A11, A12 de forma simple (tabla 1). Se diluye pasando 25 µl sucesivamente de estos pocillos a los siguientes consiguiendo diluciones al duplo del antígeno. Las diluciones se realizan de la columna 1 a la columna 9 y de los pocillos A10, A11, A12 hasta los pocillos H10, H11 y H12. Es decir, se pasan 25 µl de la columna 1 a la 2, se homogeniza y se pasan otros 25 µl a la columna 3 y así sucesivamente, y se eliminan los 25 µl que sobran en la columna 9 y lo mismo en vertical en las columna 10, 11 y 12. Tabla 1. Diluciones ‘’hijas’’ del antígeno 1 2 3 4 5 6 7 A 1/50 1/100 1/200 1/400 1/800 1/1600 1/3200 B 1/50 1/100 1/200 1/400 1/800 1/1600 1/3200 8 9 10 11 12 1/6400 1/12800 1/50 1/75 1/125 1/6400 1/12800 1/100 1/150 1/250 1/200 1/300 1/500 C D 1/75 1/150 1/300 1/600 1/1200 1/2400 1/4800 1/9600 1/19200 1/400 1/600 1/1000 E 1/75 1/150 1/300 1/600 1/1200 1/2400 1/4800 1/9600 1/19200 1/800 1/1200 1/2000 1/1600 1/2400 1/4000 1/8000 F G H 1/125 1/250 1/500 1/1000 1/2000 1/4000 1/8000 1/16000 1/32000 1/3200 1/4800 1/125 1/250 1/500 1/1000 1/2000 1/4000 1/8000 1/16000 1/32000 1/6400 1/9600 1/16000 Dispensado de sueros controles positivo y negativo Seguidamente se dispensan 25 µl de suero control positivo en los pocillos de la fila A, B, D, E, G y H salvo en las columnas 10, 11, 12 donde se dispensan 25 µl de suero control negativo y servirá como control de hemolisis. El suero control positivo debe ir a una dilución igual al título conocido (1/200) en la reacción de fijación del complemento. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 64 �Dispensado de una solución de complemento Posteriormente se dispensan 25 µl de complemento a todos los pocillos según el título obtenido previamente. Se agita la placa 2-4 minutos y se incuba durante 30 minutos a 37 ± 2°C. Dispensado del sistema hemolítico Tras la incubación de la placa se procede a dispensar 25 µl de sistema hemolítico a todos los pocillos. Luego se agita la placa 2-4 minutos e incubará durante otros 30 minutos a 37 ± 2°C. Centrifugación de la placa Finalizada la incubación, centrifugue la placa a una fuerza de 1000 RPM durante 3 minutos. Expresión de resultados El resultado de la reacción de cada pocillo se evaluará por el grado de hemólisis presente en el mismo y se consignará mediante un sistema de cruces. Tabla 2 ++++ Sobrenadante translúcido, en el fondo botón de depósito de GR 0 % de hemólisis +++ Sobrenadante rojizo en un 25 % de intensidad, en el fondo un depósito claro de GR 25 % de hemólisis ++ Sobrenadante rojizo en un 50 % de intensidad, en el fondo un depósito tenue de GR 50 % de hemólisis + Sobrenadante rojizo en un 75 % de intensidad, en el fondo un depósito muy tenue de GR 75 % de hemólisis Sobrenadante rojo cristalino, ausencia de depósito de GR 100 % de hemólisis Negativo Los resultados de la lectura se registran en la hoja de laboratorio correspondiente MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 65 �Cálculos de los resultados 1. Se define la unidad de antígeno (UA) como la dilución más alta que permita una fijación completa (0 % de hemolisis). 2. Sobre la hoja del laboratorio se comprueba la repetibilidad del análisis, constatando que los pocillos que contengan la misma dilución de antígeno presentan un grado de hemólisis similar. 3. Se elige la UA a dilución en la que se obtenga el 0 % de hemólisis. Si existen dudas entre dos diluciones se elegirá la dilución más baja (de mayor concentración de antígeno). 4. La dilución de trabajo (DT) se establece multiplicando por 2 la UA. Ejemplo: supongamos que la UA se ha establecido 1/800: DT= 2 x UA= 2 x 1/800 = 1/400 MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 66 �Anexo I Modelo de planilla de emisión de resultados MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 67 �Bibliografía MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 68 �Normativa vigente Ley 24.696 de año. Por la cual se declara de interés nacional el control y erradicación de la enfermedad reconocida como Brucelosis (Brucella abortus) en las especies bovina, suina, caprina y otras en todo el Territorio Nacional. 26 de septiembre de 1996. B.O. N.º 28.492. Norma Organización Internacional de Normalización [ISO/IEC 17025]. 2017 (España). Resolución 957 de 2024 [Senasa]. Por la cual se aprueba el uso de los inmunógenos RB51 y Delta PGM. 15 de agosto de 2024. Resolución 276 de 2023 [Senasa]. Por la cual se adopta el sistema de diagnóstico serológico para el Plan Nacional de Control y Erradicación de Brucelosis Bovina en la República Argentina. 14 de abril de 2023. Resolución 77 de 2021 [Senasa]. Por la cual se sustituye el articulo 9° y 10 de la Resolución N.° 67/19 y otras modificaciones. 19 de febrero de 2021. Resolución 67 de 2019 [Senasa]. Por la cual se aprueba el Plan Nacional De Control y Erradicación De Brucelosis Bovina en la República Argentina, de aplicación obligatoria en todo el territorio nacional, excepto en la provincia de Tierra Del Fuego, Antártida e islas del Atlántico Sur. 1.° de febrero de 2019. Resolución 857-E de 2017 [Senasa]. Por la cual se declara como zona libre de brucelosis ovina y caprina a Brucella melitensis, a la región patagónica y se establece el Programa De Vigilancia y Prevención. 27 de diciembre de 2017. Resolución 372-E de 2017 [Senasa]. Por la cual se aprueba el Plan Nacional de Control de Brucelosis Caprina en la República Argentina y se establecen las estrategias sanitarias básicas que deben ser aplicadas en cada zona o provincia. 14 de junio de 2017. Resolución 98 de 2016 [Senasa]. Por la cual se resuelve la comercialización de antígenos/kits para diagnóstico de brucelosis.18 de marzo de 2016. Resolución 63 de 2013 [Senasa]. Por la cual se crea el Registro Nacional de Establecimientos Oficialmente Libres de Brucelosis Porcina. 28 de febrero de 2013. Resolución 246 de 2007 [Senasa]. Por la cual se aprueban los requisitos de bioseguridad para los laboratorios que se dediquen a la elaboración de productos destinados al diagnóstico y a la prevención de la Brucelosis Animal y la Tuberculosis Animal. 04 de mayo de 2007. Resolución 438 de 2006 [Senasa]. Por la cual de adopta el Sistema de Diagnóstico Serológico para el Programa de Control y Erradicación de la Brucelosis. 4 de agosto de 2006. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 69 �Resolución 736 de 2006 [Secretaría de Agricultura, Ganadería, Pesca y Alimentos]. Por la cual se crea la Red Nacional de Laboratorios de Ensayo y Diagnóstico. 17 de noviembre de 2006. Resolución 79 de 2003 [Senasa]. Por la cual se aprueba el procedimiento para la supervisión de la aplicación de los tratamientos de fumigación oficial. 26 de enero de 2003. Resolución 1484 de 1993 [Senasa]. Por la cual se establecen las normas para la elaboración, fraccionamiento, distribución, expendedor para los reactivos destinados en el diagnóstico y prevención de la Brucelosis Animal. 28 de diciembre de 1993. Bibliografía consultada Alton, G.G., Jones, L.M., Angus, R.D. and Verger, J.M. (1988). Techniques for the Brucellosis Laboratory. INRA, Paris. Angus, R.D. & Barton, C.E. (1984). The production and evaluation of a buffered plate antigen for use in a presumptive test for brucellosis. Dev. Biol. Stand. (56,349-356). Centro Panamericano de Zoonosis (1968). Técnicas e interpretación de sero-aglutinación para el diagnóstico de la brucelosis bovina. Nota Técnica Nº2. Ramos Mejía. Ciocchini A.E., Rey Serantes D. A., Melli L.J., Iwashkiw J.A., Elena S., Franco C., Nicola A.M., Feldman M.F., Comerci D.J., Ugalde J.E. (2014) A bacterial engineered glycoprotein as a novel antigenic target for diagnosis of bovine brucellosis. Vet Microbiol. 172 (3-4):455-65. Cortina M.E., Balzano R.E., Rey Serantes D.A., Caillava A.J., Elena S., Ferreira A.C., Nicola A.M., Ugalde J.E., Comerci D.J., Ciocchini A.E (2016). A bacterial glycoengineered antigen for improved serodiagnosis of porcine brucellosis. Journal of Clinical Microbiology. 54(6), 1448-1455. Gall D., Nielsen K., Forbes L., Cook W., Leclair D., Balsevicius S., Kelly L.,Smith P. & Mallory M. (2001). Evaluation of the fluorescence polarization assay and comparison to other serological assays for detection of brucellosis in cervids. J. Wildl. Dis., 37,110-118. Gall D.,Nielsen K.,Forbes L.,Davis D.,Elzer P.,Olsen S.,Balsevicius S.,Kelly L., Smith P., Tan S. & Joly D. (2000). Validation of the fluorescence polarization assay and comparison to other serological tests for detection of serum antibody to Brucella abortus in bison. J. Wildl. Dis., 36, 469-476. Bagnat, Moras, Vibot, Samartino, T. De Echaide, Walsh, Diprodesa, Di Lorenzo, Nicola (2006). Informe de la Subcomisión Técnica de la Comisión Nacional de Brucelosis. Macmillan A.P., Greiser-Wilke I., Moennig V. & Mathias L.A. (1990). A competition enzyme immunoassay for brucellosis diagnosis. DtschTierarztl. Wochenschr. (97, 83-85). MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 70 �Lucero, N., Escobar, G., Ayala, S., Hasan, D. (2008). Manual de Procedimientos Técnicas para el Diagnóstico de Brucelosis Humana. Servicio de Brucelosis Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas A.N.L.I.S. “Dr. Carlos G. Malbrán”, Centro Regional de Referencia del WHO Global Salm Surv para América del Sur, Buenos Aires. Nielsen K. (2002). Diagnosis of brucellosis by serology. Vet. Microbiol. (90,447-459). Nielsen K., Gall D., Jolley M., Leishman G., Balsevicius S., Smith P., Nicoletti P. & Thomas F. (1996). A homogenous fluorescence polarization assay for detection of antibody to Brucella abortus. J. Immunol. Methods (195,161-168). 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Clin. Diag. Lab. Immunol. (7, 828-831). Stack J.A., Perrett L.L., Brew S.D., Macmillan A.P. (1999). C-ELISA for bovine brucellosis suitable for testing poor quality samples. Vet. Record (145, 735-736). Szyfres, B. (1983). El Diagnóstico de la brucelosis bovina en el contexto de un programa de lucha. Boletín Técnico Nº2. IICA/SENASA. Vanzini, V., Aguirre, N., Lugaresi, C.I., de Echaide, S., de Canavesio, V.G., Guglielmone, A., Marchesino, M., Nielsen, K. (1998). Evaluation of an Indirect ELISA for the diagnosis of bovine brucellosis in milk and serum samples in dairy cattle in Argentina. Preventive Vet. Med. (36, 211-217). Vanzini, V., Echaide, S., (1998). Brucelosis Enzimoinmunoensayo Indirecto para detectar anticuerpos anti-Brucella abortus en bovinos. Versión traducida y actualizada con datos obtenidos en la EEA Rafaela. World Health Organization (2005). Laboratory Biosafety Manual. Second Edition. Geneva. World Health Organization (1986). Joint Food And Agriculture Organization Of The United Nations/World Health Organization Expert Committee On Brucellosis. Technical Report Series 740, Sixth Report. Geneva. MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 71 �World Organisation for Animal Health (2022). Manual of standards for diagnostic test & vaccines. Brucellosis (infection with Brucella abortus, B. melitensis and B. suis). Wright P.F., Nilsson E., Van Rooij E.M.A., Lelenta M. & Jeggo M.H. (1993). Standardisation and validation of enzyme-linked immunosorbent assay techniques for the detection of antibody in infectious disease diagnosis. Rev.sci.tech., (12, 435-450). Wright P.F., Tounkara K., Lelenta M. & Jeggo M.H. (1997). International reference Standards: antibody standards for the indirect enzyme-linked immunosorbent assay. Rev. Sci. Tech. (3, 824-832). MANUAL DE PROCEDIMIENTO. DIAGNÓSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS 72 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimiento. Diagnóstico serológico de brucelosis (B. abortus, B. melitensis, B. suis) Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Coordinación de Bacteriología Dirección de Laboratorio Animal Dirección General de Laboratorios y Control Técnico Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0177 Abstract A summary of the resource. El presente manual está dirigido a profesionales que se desempeñan en la Red de Nacional de Laboratorios del Senasa (Redlab) respecto a las técnicas relacionadas con el diagnóstico serológico de brucelosis. Técnicas reconocidas y recomendadas por la Organización Mundial de Sanidad Animal (OMSA) y el Senasa. Incluye nociones sobre medidas de bioseguridad y controles de calidad a aplicarse en los procedimientos técnicos de laboratorio. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Objetivos Abreviaturas y definiciones Medidas generales de bioseguridad y seguridad en el laboratorio Principios de bioseguridad Prácticas operativas seguras y hábitos personales Limpieza y desinfección del laboratorio Eliminación de residuos peligrosos (patológicos/químicos) Aseguramiento de la calidad en el laboratorio Control de calidad de insumos Equipos Sobre la enfermedad Descripción de la enfermedad Infección por Brucella en ganado bovino Infección por Brucella en ovejas y cabras Infección por Brucella en cerdos Infección por Brucella en otras especies: domésticas, salvajes en cautiverio o en libertad Riesgo zoonótico y requisitos de bioseguridad Técnicas de diagnóstico Pruebas serológicas Procedimientos de trabajo para el diagnóstico de brucelosis en el laboratorio de red Registro de entrada de muestras Características y condiciones de las muestras Condiciones de recepción de las muestras Condiciones de rechazo o demora del procesamiento de las muestras Informes de resultados Pruebas screening con antígeno tamponado en placa (BPAT y RBT) para la detección de anticuerpos contra Brucella spp Desarrollo Ejecución del ensayo de BPAT Ejecución del ensayo de Rosa de Bengala Lectura e interpretación de resultados de las pruebas de screening con antígeno tamponado en placa Informes de resultados Pruebas de seroaglutinación lenta en tubo (SAT/2-ME) Desarrollo Ejecución del ensayo Incubación Lectura e interpretación de resultados Informes de resultados Preparación de soluciones para las pruebas de SAT/2-ME Prueba del anillo en leche (PAL o MRT) solo para bovinos Desarrollo Toma de la muestra Ejecución del ensayo Lectura Modificación de la prueba para tanques muy grandes Enzimoinmunoensayo indirecto (I ELISA) (para suero o leche) Etapas Desarrollo ELISA por competición / bloqueo Desarrollo Ensayo de polarización fluorescente para la detección de anticuerpos contra brucella en suero Desarrollo Ejecución del ensayo Lectura e interpretación Fijación de complemento Desarrollo Manejo y conservación de las muestras Condiciones del ensayo Ejecución Lectura de resultados Anexos Bibliografía Brucelosis Laboratorios https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/56541f1b5f1e36dc29eef0c7679b1b5f.pdf fac203e52e86bb4237914f4bb4703e42 PDF Text Text MANUAL DE PROCEDIMIENTO Uso correcto de bañaderos y productos veterinarios garrapaticidas Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) �El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria es un organismo descentralizado, responsable de ejecutar las políticas nacionales en materia de sanidad y calidad animal, vegetal y de la inocuidad de los alimentos de su competencia, así como de verificar el cumplimiento de la normativa vigente en la materia. Equipos de trabajo Programa de Garrapata del Bovino Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Edición 2025 �Índice Introducción 4 Objetivo 4 Bañaderos: de inmersión y de aspersión 4 Emplazamiento común 4 Estructura básica común a ambos bañaderos 5 Infraestructura de bañaderos de inmersión 5 Especificaciones 5 Cubicación 7 Elementos 8 Manejo 9 Infraestructura de bañaderos de aspersión Principales características 13 13 Especificaciones 14 Limpieza de tropas para despacho y protocolos 16 Protocolo con baño de inmersión 16 Protocolo con productos pour on o inyectables 17 Uso de productos veterinarios garrapaticidas distintos de balneación 18 Uso racional de los PVG 18 Planificación de los tratamientos 19 Contacto 21 �Introducción La garrapata común del bovino es un parásito que posee un ciclo biológico caracterizado por una etapa ambiental y otra parasitaria (sobre el animal). Esta parasitosis se encuentra complejizada porque, en su etapa ambiental, los tiempos de sobrevida son muy variables, sumado a que la garrapata posee una resistencia innata a las moléculas (incluso a las que todavía no ha sido expuesta), con una gran capacidad reproductiva de las teleoginas (hembra adulta) y la posibilidad de ser potenciales vectores de enfermedades asociadas, como la tristeza bovina. Objetivo El presente manual está destinado a productores, veterinarios y profesionales del ámbito rural. Esta publicación tiene como propósito informar sobre tratamientos garrapaticidas prolijos y eficientes, para lograr que el producto aplicado exprese su máximo potencial de efecto ixodicida sobre la población de garrapatas presente en el animal, minimizando así los tiempos de aparición de la resistencia a las diferentes moléculas. Bañaderos: de inmersión y de aspersión Emplazamiento común Las instalaciones del bañadero deben contemplar las interacciones con el ambiente y estar ubicadas –preferentemente– en un sitio que sea central (respecto a los potreros del establecimiento), sobre un terreno elevado, para asegurar el drenaje y facilitar el desagote del baño (evitando la contaminación de cursos naturales de agua). Además, se debe contar con una buena disponibilidad de agua y acceso permanente a los caminos firmes del establecimiento. Estructura básica común a ambos bañaderos a. Corrales de encierre: deben tener una capacidad variable, de acuerdo al tamaño del rodeo involucrado. b. Manga de entrada al baño: es recomendable que cuente con un piso rugoso para favorecer la limpieza de las pezuñas, previo al ingreso del bañadero; preferentemente, construir un lavapatas. c. Escurridero: es una plataforma de drenaje donde se depositan los animales posteriormente al nado con el objetivo de que estos escurran todo el excedente líquido. Mide aproximadamente 4 x 5 metros y está conectado directamente a la salida del baño. Específicamente se recomienda: • Un escurridero dividido en dos partes, con una puerta que controle alternativamente el ingreso hacia las dos secciones (derecha e izquierda). USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 4 � • Un piso de concreto con peldaños en sus orillas y un desnivel adecuado para drenar el excedente hacia la pileta de decantación. • Que el bañadero se encuentre techado. De lo contrario, se debe prever una salida del agua de lluvia hacia el exterior. Cuando no se utilice el baño, esta salida debe permanecer abierta. Infraestructura de bañaderos de inmersión Especificaciones En la pileta, la pared frontal no debe tener un ángulo recto con el piso, por lo tanto, se sugiere una concavidad amplia, a fin de evitar que se deposite mucho sedimento. Por su parte, las paredes laterales –tanto en el ingreso como en el egreso del bañadero (sección de la rampa de despegue y hasta el final de la rampa de salida)– deberán ser rectas y tener 0,30 m de espesor y 1,75 m de alto desde el nivel del suelo. En la entrada del bañadero, las paredes laterales deben continuar por al menos 2 metros; en su salida, se recomienda que continúen por al menos 3 metros más, para que los animales no puedan ver hacia afuera. En la parte media, deben tener, al menos, entre 40 y 50 cm sobre el nivel del líquido; estas paredes pueden contar con un reborde cóncavo superior interno (a 40 USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 5 �cm del nivel de trabajo del líquido) para desviar y hacer rebotar hacia la pileta del bañadero el líquido que se levanta por las paredes. El largo deberá permitir un tiempo de nado correcto del animal; es decir, midiendo la pileta y estando al nivel de la superficie del líquido, no debería ser menor a 11/12 metros, llegando a unos 13/14 metros totales hasta el final de la escalera de salida. A nivel de la parte inferior, no menor a 7 metros. Preferentemente, el piso debe tener un declive leve (1 cm por cada metro de longitud total) hacia la escalera de salida, a los fines de facilitar el vaciado del líquido en momentos de limpieza y recambio del producto. Respecto a la profundidad del baño, la misma debe tener un nivel no menor a 2 metros, de forma tal que asegure la completa inmersión del animal. En cuanto al ancho del baño, en el nivel del agua debe ser entre 0,85 y 1,05 m; mientras que hacia el fondo debe disminuir a 0,45 - 0,60 m. La rampa de despegue es una plataforma desde la cual saltan los animales al baño. La misma debe contar con un largo de 1,2 a 1,5 m. y 0,85 m. de ancho, con desnivel hacia el baño y una superficie sutilmente áspera, para proporcionar el apoyo adecuado del bovino. El borde de la rampa estará convenientemente proyectado en forma de un labio redondeado hacia el tanque, con el objetivo de hacer rebotar las olas hacia adentro de la pileta principal. Para un apoyo más seguro, la salida de la rampa debe contar con gradas bajas, de 0,15 m de alto y 0,40 m de profundidad. La estructura del bañadero también debe precisar de dos piletas de decantación que, por su diseño y disposición, detienen las partículas más gruesas del retorno del líquido de baño. Es necesario corroborar la altura de los caños de ingreso y egreso de los líquidos, tapones, etc. Las dos piletas decantadoras (con medidas de 40 cm x 40 cm x 80 cm), que se ubican entre el escurridero y el bañadero conectando ambas secciones, permiten el retorno del líquido de los animales tratados con la menor cantidad posible de material orgánico. El techo –o algún tipo de cobertura– es obligatorio para el bañadero. Debe abarcar incluso el escurridero y la rampa de despegue para disminuir la evaporación y evitar el ingreso de agua de lluvia a la pileta principal. Cabe USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 6 �destacar que la altura del techo es clave para la actividad del baño, ya que el largo de los mangos de las horquillas y agitadores puede verse dificultado si se encuentra a menos de 4 m. Usualmente, el techo se construye con chapa galvanizada y a dos aguas. La pileta de cubicación debe tener al menos una capacidad de 1000 (un mil) litros, con medidas de 1m x 1m x 1m. La misma tiene que estar conectada con el baño cerca de su entrada, a través de un caño grueso de aproximadamente 4 pulgadas y con una llave de corte de paso de agua; en la pared de la pileta de cubicación deberán indicarse los volúmenes correspondientes a 500 y 1000 litros. Para realizar un óptimo mantenimiento edilicio, las estructuras de todo el bañadero deben mantenerse en buenas condiciones –arreglando y evitando fisuras en la construcción– sobre todo por debajo de la línea de agua del nivel de trabajo, que permitan el drenaje continuo del principio activo. Cubicación La cubicación de un bañadero es fundamental para determinar el volumen de agua necesario para el tratamiento y es un requisito para su habilitación. El baño estará oficialmente habilitado cuando la cubicación sea realizada por personal del Senasa o por los entes sanitarios que se encuentren capacitados. Sin una correcta cubicación del bañadero no podrá hacerse una eficaz aplicación del tratamiento. Una diferencia de 20 litros puede ocasionar cambios en la concentración del producto. La cubicación debe realizarse con una probeta, elemento de laboratorio calibrado de 1 o 5 litros. Con este instrumento se calibrará un volumen máximo de 20 litros en un balde de plástico, que luego permitirá cargar la pileta de cubicar y finalmente la pileta principal del baño. El balde deberá estar perforado y tener ranuras al llegar a los 20 litros de carga. Esto permitirá que el líquido que se requiera medir en el balde, nunca supere el volumen calibrado. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 7 �La primera línea de cubicación de la regla debe marcarse –usualmente– a partir de los 5000 litros. Luego, las marcas se aplicarán cada 1000 litros hasta llegar a 8000 o 9000. A partir de este volumen, las marcas se realizarán cada 500 litros, hasta llegar al nivel de uso del baño, con la profundidad adecuada. Luego, siguiendo el mismo procedimiento, marcarán en la regla 2000 litros más de agua, que luego serán desechados. Esto se realiza para poder conocer y prever el volumen de agua ingresado por lluvias. Al confeccionar la regla, se debe tener la precaución de tomar las medidas (con una cinta métrica) de cada una de las marcas de la cubicación y registrarlas en una planilla, preferentemente un registro en papel. También se recomienda confeccionar una regla más de repuesto, para que en el caso de rotura o pérdida, esta pueda ser reemplazada. Elementos La regla es un elemento clave y muy importante del bañadero, ya que de su correcta calibración y uso depende –entre otras cosas– el buen funcionamiento del bañadero. Con la regla se lleva a cabo una correcta reposición y refuerzo del principio activo y, por lo tanto, el mantenimiento adecuado de su concentración. Para su construcción se puede utilizar madera, pero debe recordarse poner una chapa en la base (pie) para evitar el desgaste u opcionalmente una regla con forma de T, que llegue hasta unos 20 cm del piso del bañadero. Debe estar correctamente marcada, conforme la cubicación practicada en la pileta principal. Al confeccionar la regla, se debe tener precaución al momento de tomar las medidas de cada una de las marcas de la cubicación y USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 8 �registrarlas en una planilla. Esto permitirá, en caso de rotura o pérdida, que la misma pueda ser reemplazada. El agitador o removedor es la herramienta clave para mezclar y homogeneizar la preparación del líquido garrapaticida; debe tener un mango lo suficientemente largo –aproximadamente 2,50 m–, para garantizar que el operario llegue a los extremos inferiores de la pileta donde se produce la mayor concentración de sedimentos que secuestran partículas del producto. Las horquillas son otro elemento necesario y fundamental al momento de usar el bañadero, ya que permitirá sumergir al menos 2 veces la cabeza del animal durante el baño. Manejo La preparación de la formulación inicial se debe realizar según las indicaciones, cumpliendo con los volúmenes de agua calibrados. Un baño que no esté cubicado tendrá problemas en el manejo de los volúmenes de agua y consecuentemente en la concentración del principio activo. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 9 �a. Pie de baño: es la carga inicial de un producto veterinario garrapaticida (PVG), es decir, la cantidad de producto incorporado en el agua al preparar un baño. Generalmente, se expresa como litros de producto por cada 1000 litros de agua. b. Reposición y refuerzo del principio activo. Se deberá realizar cada 1000 litros como máximo. Cuando el nivel de nado o trabajo sea inferior a este volumen, deberá hacerse la reposición de agua y refuerzo del PVG. Se recomienda siempre seguir las indicaciones del laboratorio. c. Es fundamental entender la importancia de la medición del pH del líquido garrapaticida. Para ello, se utilizan tiras reactivas comerciales o un peachímetro digital. Los productos a base de amitraz trabajan en medio alcalino (pH 12-14), razón por la cual su estabilizante es la cal (hidróxido de calcio). Si el pH alcanza o baja de 10, el amitraz se desnaturalizará rápidamente. Los piretroides, fosforados o combinaciones funcionan a pH neutro o ligeramente ácido (6.4-6.8, 7) y no requieren condiciones de manejo de pH, ya que naturalmente las soluciones tienden a acidificarse debido a su contaminación con materia orgánica (pelos, materia fecal y tierra). d. El análisis de concentración del principio activo se debe realizar previo a la utilización de un nuevo baño, cuando hayan pasado una cantidad considerable de animales que haga suponer problemas en la concentración del líquido garrapaticida, o luego de un tiempo de inactividad del bañadero. Esto último se debe a que los tiempos de inactividad del bañadero determinan la acción de descomposición de los principios activos, tanto por acción microbiana como por el cambio del pH de la preparación. Por ello, es clave realizar este análisis antes de reiniciar su uso. Lo correcto es realizar cada 90 a 180 días, establecido según criterio técnico. El líquido garrapaticida del bañadero se encuentra expuesto a factores ambientales externos, que modifican o perjudican la estabilidad de los principios activos y su acción ixodicida. DESGASTE DEL BAÑADERO Suciedad Acidez Arrastre Factores principales en la concentración del p.a. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 10 �Esta muestra del líquido del baño debe ser tomada por personal capacitado inmediatamente finalizada la balneación de los animales. La extracción de la misma se realiza mediante la introducción de una botella descartable, que puede estar atada a la regla del baño; esta última se sumerge en la parte media del bañadero –a una altura equidistante entre el piso y la superficie– y se llena ¾ del envase con el líquido. Para finalizar el proceso de remisión de la muestra, se debe adjuntar el protocolo completo y enviarla a un laboratorio habilitado e inscripto en la Red Nacional de Laboratorios del Senasa (Redlab). El líquido será analizado mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC), a los fines de obtener el dato preciso de la concentración del principio activo del bañadero al momento de la toma de muestra. Además, nos brinda información del pH y el porcentaje de sedimentos presentes, lo que permite luego realizar las correcciones adecuadas, según indicación del laboratorio o del profesional interviniente. e. Factores para tener en cuenta en el momento de la balneación • Balneaciones: previo a realizar los baños, agitar correctamente con el removedor y durante 10 minutos el líquido garrapaticida para obtener una correcta homogeneización del producto en todo el bañadero. Luego, se deberá realizar el pasaje de los animales antes de iniciar la rutina de su baño en los corrales. • Mojar todo el cuerpo del animal durante 15 segundos y sumergir al menos 2 veces la cabeza de cada animal, utilizando las horquillas. • Llevar un ritmo de baño constante, sin apuros y logrando que ningún animal quede sin ser tratado. • Recuperación del líquido de baño del escurridero. Una vez escurridos los animales (en un periodo acorde), verificar que se produzca una buena recuperación del líquido, con un declive correcto para el retorno del mismo. Se debe tener en cuenta no dejar un tiempo excesivo, ya que los animales defecan y orinan, lo cual afecta la calidad y composición del líquido recuperado. • Reposición y refuerzo. Luego del pasaje de determinada cantidad de animales y una vez que se han consumido 1000 litros del líquido de baño (o el 10% del volumen de trabajo), el bañadero debe volver a sus niveles iniciales mediante el agregado de agua y la cantidad necesaria del producto para recuperar la concentración del principio activo. • No mezclar distintos PVG aunque la molécula sea la misma ya que, de acuerdo a la marca comercial, la formulación será diferente (excepto extensión de marca). • En los bañaderos cargados con PVG elaborados con amitraz no se deben agregar otras sustancias diferentes del estabilizante específico. El producto requiere de un medio alcalino (pH 12 – 14). • En los bañaderos cargados con PVG elaborados con piretroides y/o mezclas piretroides y fosforados no se deben agregar sus- USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 11 �tancias acidificantes sin haber consultado previamente al laboratorio elaborador. El producto requiere de un medio ácido a neutro (pH 6.4-6.8 a 7). f. Planillas de registro: durante el uso del bañadero es fundamental llevar actualizadas las planillas de cubicación y de pasaje para registrar, de forma ordenada, el nivel del bañadero al inicio y finalización cada jornada de baño. Se deberá registrar la fecha, reposiciones y refuerzos, cantidades, litros de agua agregados, número de animales bañados y todo dato que favorezca a un efectivo control de manejo. Errores frecuentes cometidos en los baños • Instalaciones deficientes y personal insuficiente. • Baños parciales del lote (un solo animal sin bañar ya es un baño parcial). • Falta de control y supervisión del encargado (bañar animales sedientos o cansados). • Mala cubicación del baño. • Preparación incorrecta del pie de baño. • Tiempo de nado corto, sin respetar los tiempos mínimos (15 segundos por animal). • Incorrecta sumersión de la cabeza. • Poca profundidad del baño. • El uso del baño hasta descenso del nivel óptimo (más del 10%) complica la reposición. • Incorrectas reposiciones y refuerzos del producto activo. • Uso del baño vencido, por tiempo o número de animales bañados. • No identificar los animales bañados, mezclando tratados con no tratados. • Intervalo incorrecto entre baños. • Mezclar principios activos o productos comerciales (aunque sean de la misma familia química). • Bañar en días de lluvia o pronóstico de la misma. • Bañar a “manga abierta”, con apertura de las puertas de salida del escurridero. • Trabajar con corrales muy embarrados. • No dejar escurrir bien los animales luego del baño. • Arrear los animales recién bañados a un potrero con agua o que USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 12 �tengan agua en el trayecto. • No realizar los análisis periódicos del contenido recomendado. • No asegurar el cierre del retorno de agua del escurridero. • No llevar los registros del baño (pasaje, refuerzo, reposiciones). • No registrar el nivel al inicio, durante y después de cada baño (si se agrega agua o producto). • No agitar bien el contenido antes del inicio del baño. Infraestructura de bañaderos de aspersión Principales características El bañadero de aspersión o “manga de aspersión” para uso en rodeos o lotes chicos funciona como un túnel cerrado, en donde el techo, los laterales y –en algunos casos– el piso o los laterales inferiores operan como soporte para la instalación de las mangueras que cubrirán dichas superficies del túnel. En este último, se dispersará el líquido a presión, a través de picos de aspersión o perforaciones bien logradas, de modo tal que cuando se produce el pasaje de los animales por la manga, estos resulten mojados completamente. Factores para tener en cuenta en el uso del bañadero de aspersión • Método de aplicación amigable en cuanto al bienestar animal. Su manejo es más práctico, ya que no requiere de mucho personal. • Cuando la aplicación del producto exija dilución previa, se deben respetar los volúmenes recomendados y las indicaciones del laboratorio. • La pulverización de los animales no deberá ser realizada durante las horas más calurosas del día y deberá realizarse preferentemente a favor del viento (nunca en contra por peligro de intoxicación) y, en lo posible, a contra pelo. • Evitar pulverizar animales cansados, sedientos o debilitados. • El final del túnel debe terminar sin luz (escurridero techado) o con luz tenue. • Se estima que un bovino adulto necesita un mínimo de cinco (5) litros de preparación para mojar el animal entero. El volumen exacto dependerá del tamaño y la raza del animal en cuestión (se calcula aproximadamente en el 1% del peso vivo). • No requiere mayor preparación previa, –como medir o completar nivel, refuerzo y reposición, pH–. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 13 � • Mejor aprovechamiento del agua, ya que solo se prepara un volumen de líquido específico para la cantidad de animales que se bañarán. • Menor contaminación ambiental. • No requiere monitoreo. • Se utiliza producto en concentración de pie de baño. Así, mantiene su estabilidad asegurando la eficacia. • No hay posibilidad de degradación o metabolización (bacterias, hongos) que altere su estructura y su eficacia. • Prolonga la vida útil de los productos. • Permite la fácil rotación de los principios activos, ya que en cada ronda de baño se puede utilizar un producto garrapaticida distinto. • Se recomienda trabajar sin recupero para su reutilización. Solamente se realiza el recupero para proceder a la inactivación del garrapaticida, previo a su descarte. • La velocidad de pasaje de los animales debe ser regulada mediante el uso de un sistema de peine y banderas a la salida o cortina de nylon. • En caso de que los animales no resulten totalmente mojados, se puede repetir la ronda de pasaje. Especificaciones El bañadero debe tener una estructura similar a una manga (de madera o aluminio), con la condición de que sea diseñado como un túnel cerrado, considerando las siguientes especificaciones: a. Medidas de la manga (largo/ancho/alto): 6/1.22/2 metros. b. Piso: preferentemente de hormigón, aunque existen también de madera y acero inoxidable. c. Paredes: conservarán las mismas medidas que la manga, continuando en un túnel cerrado y cubiertas de chapa galvanizada u otro material impermeable. d. Presión de la bomba: mínimo 2 pulgadas y 10 HP. e. Picos de aspersión: muchas veces dependerán del largo de la manga, variando en la cantidad; pero deben ser distribuidos de manera uniforme, tanto en los laterales como arriba y abajo, de manera tal de que sean suficientes como para verificar el total mojado del animal. f. Dirección de los picos: no debe estar enfrentada sino en dirección oblicua/diagonal, mirando hacia adentro de la manga. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 14 �g. Escurridero: mismos requisitos descriptos para el bañadero de inmersión. h. Pileta o cisterna de preparación del líquido garrapaticida: mínimo mil (1000) litros. i. Cisterna de recupero: deberá ser del mismo volumen que la cisterna de preparación. Prestar especial atención a las indicaciones de uso del laboratorio, ya que las concentraciones para la preparación del producto podrían variar con respecto al uso por inmersión. Se recomienda no desarrollar o utilizar estructuras muy caseras, ya que se incurriría en el mismo efecto que al usar una mochila de aspersión. Una de las principales debilidades del método de aplicación por aspersión radica en su capacidad limitada para mojar completamente al animal o en la insuficiente impregnación de áreas específicas del cuerpo, como puede ser la región inguinal, las ubres y el interior de las orejas. Esta debilidad se minimiza con: • un mayor largo de la manga de aspersión, ya que existe una correlación entre el largo y la cantidad de picos; • sistema de tuberías y boquillas suficientes (arriba, laterales, abajo); • buena presión constante de agua, a través de una bomba; • debe contar con tanque para la preparación de la formulación, suministro de energía o motor generador para la bomba; • que sea una manga cubierta (túnel); • asegurar el correcto mojado (para ello se pueden realizar dos pasadas de los animales por la manga). USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 15 �Una buena aspersión debe generar una nube que dificulte la visión de un lado al otro de la manga. Limpieza de tropas para despacho y protocolos Antes de realizar los tratamientos, es fundamental tener en cuenta que: • Todos los animales deben estar identificados con caravanas oficiales, registradas ante el Senasa. • Antes de elegir PVG aprobados por el Senasa, es necesario asesorarse con un veterinario privado. • Los tratamientos funcionarán siempre y cuando la población de garrapatas que estemos tratando sea susceptible al principio activo. • Verificar la disponibilidad de un bañadero con análisis actualizado en el establecimiento. Protocolo con baño de inmersión La limpieza de tropas con baños de inmersión debe realizarse de la siguiente manera: • Aplicar dos (2) baños, con un intervalo de nueve (9) días. • Revisar al animal cinco (5) días después del último baño. • Si el animal resulta limpio se podrá despachar. • Previo al carguío de la tropa, realizar el tratamiento precaucional. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 16 �Protocolo con productos pour on o inyectables La aplicación de PVG autorizados por el Senasa, distintos a los de inmersión, son una opción válida cuando no se cuenta con un bañadero de inmersión o aspersión o cuando detectamos resistencia de la garrapata a las drogas de contacto (amitraz, cipermetrina, etc.) Para pour on, utilizar formulaciones que contengan fluralaner, fipronil o piretroides como principio activo. Existen también otros productos combinados con fipronil + avermectinas (ivermectina o abamectina). Para la aplicación de inyectables existen productos monodroga, es decir, formulaciones que contienen un solo principio activo. Por ejemplo, dentro de la familia de las avermectinas se encuentran varios productos que contienen ivermectinas en diferentes concentraciones, algunos otros con doramectina. En general, los PVG de tipo inyectable no son los más aptos para lograr una correcta limpieza de los animales. Si elegimos estos productos, se recomienda –previo a su aplicación– asesorarse sobre la capacidad de volteo que poseen. La aplicación conjunta de inyectables y pour on puede eventualmente ser también una opción, siempre que no se traten de los mismos principios activos o sean moléculas con el mismo mecanismo de acción. En conclusión, los tratamientos para despacho de animales con destino distinto a la faena deben realizarse con suficiente anticipación y funcionarán según lo esperado, en relación a la sensibilidad de la población de garrapatas del campo a uno o varios principios activos utilizados. Así, los productos más eficaces suelen ser los utilizados en forma de balneación, al actuar en forma de contacto directo. El resto de los PVG (pour on o inyectables) actúan por ingestión (cuando la garrapata se alimenta) y es necesario un cierto tiempo para conseguir la letalidad adecuada. También, deben considerarse los tiempos de espera para realizar las revisaciones que demuestren el resultado obtenido. De acuerdo a la variedad de PVG aprobados para su uso, se pueden establecer los siguientes plazos de revisión: - Amidinas (amitraz), piretroides o mezclas piretroides-fosforados deben revisarse 5 días después del segundo baño. - Lactonas macrociclicas (avermectinas) y fipronil como monodroga (o en mezclas comerciales) deben revisarse entre los 7 a 10 días posteriores a la aplicación, según su poder de volteo. - Fluralaner tiene un período de espera para inspección de 10 días. El fluazurón no se considera un producto apto para su utilización en procedimientos de limpieza. Se recomienda organizar las tareas con anticipación al despacho, teniendo en cuenta que cuando se aplica un tratamiento garrapaticida se debe esperar un tiempo prudente para que el producto actúe. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 17 �Los tiempos de espera para la inspección del animal deben respetarse o se estará haciendo una lectura errónea del efecto ixodicida. Uso de productos veterinarios garrapaticidas distintos de balneación Los factores que se deberán tener en cuenta cuando se aplican productos pour on (derrame dorsal) e inyectables son los siguientes: • Utilizar solo PVG aprobados por el Senasa. • Respetar estrictamente las recomendaciones de uso del laboratorio elaborador. • Realizar el pesaje de la totalidad del lote de los animales para tratar (en caso de que sean pocos). • Tratar la totalidad del lote o potrero. • Trabajar a manga cerrada y de forma pausada para una correcta aplicación. • Evitar la sub y sobredosificación de los animales. • Aplicar el producto a conciencia. • En el caso de inyectables, desinfectar entre cada aplicación y verificar que la jeringa esté bien regulada. • En el caso de pour on, aplicar sin apuros y con cuidado para no perder producto (no aplicar en días de lluvia o pronóstico de la misma). Previo a la implementación de un cronograma de tratamientos, realizar un bioensayo para evitar fallas en la eficacia del PVG. Uso racional de los PVG El control integrado de garrapatas engloba muchas herramientas; entre ellas, se encuentran el uso racional estratégico y táctico de los PVG dentro del plan sanitario de un establecimiento, diseñado de acuerdo a las condiciones agroecológicas de la zona a lo largo del año y las generaciones de garrapatas presentes en la región. Por uso racional de productos veterinarios garrapaticidas se entiende la correcta selección de los productos veterinarios (según la familia de principios activos), aplicado a un plan sanitario para el control de la garrapata, en el cual se respetan las dosis, vías e indicaciones de uso, considerando al mismo tiempo la alternancia o rotación necesaria del PVG a lo largo del tiempo. Esta variación del producto dependerá del seguimiento de eficacia de los trata- USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 18 �mientos realizados y los diferentes mecanismos de acción. Como resultado, se promueve la máxima extensión de los plazos hasta la aparición de cepas resistentes a las distintas moléculas, preservando los PVG y previniendo la aparición de residuos químicos en los productos cárnicos y lácteos, que atentan contra la inocuidad de los alimentos. Es esencial contar, por un lado, con un bioensayo previo a la selección de los productos que se utilizarán y, por el otro, con un asesoramiento profesional veterinario para el diseño, implementación y seguimiento del plan sanitario para realizar, bajo un control integrado de garrapata en cada establecimiento productivo. Planificación de los tratamientos El propietario de un establecimiento o responsable de los animales, en conjunto con el veterinario asesor sanitario, debe llevar adelante una planificación adecuada. a. Diseñar el plan sanitario anual para los tratamientos garrapaticidas, considerando: • La historia zootécnica del establecimiento y de aplicación de productos. • La rotación de los principios activos, con diferente mecanismo de acción y diferente vía de administración, según la evaluación de la eficacia de los productos ya aplicados (bioensayo). • La bioecología del parásito en la zona donde se encuentra el establecimiento. b. Considerar la realización de un bioensayo antes de la elección de los PVG que se aplicarán, siempre y cuando se puedan recolectar las garrapatas necesarias para ello. c. Gestionar un plan sanitario asociado al control de la garrapata que debe abarcar, al menos, un (1) año calendario e incorporar la menor cantidad de tratamientos posibles. d. Para el caso de los tratamientos garrapaticidas por baños de inmersión: • realizar una correcta cubicación del bañadero de inmersión; • garantizar el uso de la técnica y la preparación correcta, según indicaciones de uso del laboratorio; • considerar el tiempo de inmersión de los animales para un trata- USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 19 �miento adecuado; • respetar la cantidad de pasajes de animales en cada preparación, hasta la reposición y refuerzo del producto (frecuencia de recambio). e. Garantizar la correcta dosificación por animal y el uso estratégico en el caso de los productos inyectables, pour on u otro tipo de aplicación, en conjunto con los baños. f. Planificar los tratamientos endectocidas y de otros ectoparásitos dentro de un plan sanitario, ya que comparten moléculas que afectan a las garrapatas. Por ejemplo, la familia de lactonas macrociclicas, piretroides y fosforados, entre otros (tratamiento químico integrado). g. Seleccionar el PVG y el tipo de aplicación que se realizará según el establecimiento involucrado (disponibilidad de instalaciones), las condiciones agroecológicas (estación del año, temperatura, humedad y nivel de precipitaciones) y el objetivo sanitario (erradicación, control o limpieza de tropas). h. Respetar las indicaciones de cada PVG, en cuanto a los períodos de retiro a faena o periodo de restricción, a fin de garantizar la inocuidad de los productos cárnicos o lácteos, lo cual se evidencia en el cumplimiento de los límites máximos de residuos (LMR), establecidos en la legislación nacional. i. Adoptar estrategias de control que contemplen la convivencia con niveles parasitarios bajos en establecimientos ubicados en zona endémica. j. Realizar la limpieza total de las tropas, de manera selectiva, cuando sean despachadas hacia zonas sin garrapatas. j. Revisar periódicamente los niveles de eficacia de los tratamientos en el rodeo para evaluar la evolución del estatus sanitario y evidenciar una posible resistencia parasitaria. Evitar los tratamientos parciales y tratar a los animales antes del cambio de potrero k Ante la aparición de fallas en la eficacia en los tratamientos garrapticidas y la posterior confirmación de resistencia parasitaria, realizar un análisis integral del plan sanitario y un rediseño de la estrategia de uso de PVG, en la que se tengan en cuenta el control integrado de garrapatas y la bioecología parasitaria en la zona donde se encuentra el establecimiento. En todos los casos, deben leerse las indicaciones e información provista en los impresos (rótulos) de cada producto, para conocer los cuidados y carencias que deben respetarse. Además, se recuerda que el envío de animales a faena debe realizarse respetando los períodos de carencia de cada principio activo, los cuales pueden ser consultados en cada prospecto del producto veterinario aplicado. Se recomienda complementar la lectura del presente manual con el “Instructivo de toma de muestra de interés en garrapata” y la “Guía de manejo responsable de residuos por el uso de garrapaticidas”. USO CORRECTO DE BAÑADEROS Y PRODUCTOS VETERINARIOS GARRAPATICIDAS 20 �Contacto Programa de Garrapata del Bovino Correo electrónico: garrapatas@senasa.gob.ar Teléfono: (11) 3144-1973 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimiento. Uso correcto de bañaderos y productos veterinarios garrapaticidas Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2025 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Programa de Garrapata del Bovino Dirección Nacional de Sanidad Animal Coordinación General de Comunicación Institucional Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0174 Abstract A summary of the resource. El presente manual está destinado a productores, veterinarios y profesionales del ámbito rural. Esta publicación tiene como propósito informar sobre trata�mientos garrapaticidas prolijos y eficientes, para lograr que el producto apli�cado exprese su máximo potencial de efecto ixodicida sobre la población de garrapatas presente en el animal, minimizando así los tiempos de aparición de la resistencia a las diferentes moléculas. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Introducción Objetivo Bañaderos: de inmersión y de aspersión Emplazamiento común Estructura básica común a ambos bañaderos Infraestructura de bañaderos de inmersión Especificaciones Cubicación Elementos Manejo Infraestructura de bañaderos de aspersión Principales características Especificaciones Limpieza de tropas para despacho y protocolos Protocolo con baño de inmersión Protocolo con productos pour on o inyectables Uso de productos veterinarios garrapaticidas distintos de balneación Uso racional de los PVG Planificación de los tratamientos Contacto Enfermedades de los Bovinos Garrapatas https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/848a0e5d8a8611834710991c4a3e656d.pdf d100bf121cb81b9837b296fb7987ad3c PDF Text Text Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección de Luchas Sanitarias Manual de procedimientos mixomatosis del conejo www.senasa.gov.ar Programa de aves y granja �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO 2005 PROGRAMA DE AVES Y ANIMALES DE GRANJA Dirección de Luchas Sanitarias Dirección Nacional de Sanidad Animal Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria 1 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO Prefacio El presente manual de procedimientos fue redactado por el Programa Aves y Animales de Granja de la Dirección de Luchas Sanitarias y revisado en la Dirección de Epidemiología y la Coordinación General de Campo, todas dependencias de la Dirección Nacional de Sanidad Animal. Corresponde mencionar que se han extractado recomendaciones efectuadas por el Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria y otras redactadas por el Dr. Sergio Samus. Finalidad Está dirigido principalmente a los Veterinarios Locales de la Dirección Nacional de Sanidad Animal y a las autoridades provinciales, municipales y nacionales locales encargadas de la aplicación de las normas de policía sanitaria; por tanto, se centra en los principios de la enfermedad, su descripción, aplicaciones de las pruebas de laboratorio, evaluación de sus resultados, atención de sospechas y focos, etc. Policía Sanitaria Esta enfermedad se encuentra incorporada por la Resolución de la Secretaría de Agricultura y Ganadería nº 802 del 18 de Octubre de 1974, al grupo de enfermedades a que se refiere el Articulo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria, reglamentario de la Ley N° 3959 de Policía Sanitaria de los Animales, por lo tanto son de aplicación para la misma las regulaciones previstas en la Ley N° 3959 y su Decreto reglamentario, entre las que se incluye la denuncia obligatoria, interdicción preventiva ante la presencia de casos, vacunación, sacrificio, etc. Características La mixomatosis del conejo es una enfermedad vírica caracterizada por la presentación de múltiples lesiones tisulares mixomatosas; afecta al conejo europeo silvestre Oryctolagus cuiiiculi L. y a los conejos domésticos que de él derivan, así como a conejos americanos del género Sylvilagus, en los que se presenta con carácter enzoótico y siguiendo un curso benigno. El plazo de incubación es de 3-6 días en el curso agudo, y de 2-3 semanas o más tiempo en los cuadros más lentos de la enfermedad. La mixomatosis cursa en su forma epizoóticamente característica, pudiendo ser la morbilidad y mortalidad hasta del 100% al principio de la enfermedad. A medida que progresa el curso epizoótico van disminuyendo las tasas de morbilidad y mortalidad, a la vez que el cuadro patológico se va haciendo poco característico. Las pérdidas económicas provocadas por la mixomatosis 2 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 pueden ser extraordinariamente elevadas, sobrepasando con frecuencia en el momento cumbre de un brote epizoótico los daños originados por otras epizootias. Esta enfermedad fue descripta en nuestro país en 1919. La transmisión se produce principalmente a través del mosquito. Debido a la aparición estacional de estos insectos, la incidencia de la mixomatosis es mayor en los meses calurosos y húmedos. Etiología La Mixomatosis es una enfermedad vírica, altamente contagiosa; causada por un virus originario del continente americano, distribuida por todo el mundo; que afecta de forma leve al género Sylvilagus; en el que están incluidos los conejos salvajes americanos y las liebres, los cuales salvo raras excepciones son portadores sanos; pero que origina una enfermedad grave en los conejos del género Oryctolagus cuniculus; al que pertenecen las numerosas razas de conejos europeos tanto domésticos como silvestres (incluidas las explotaciones comerciales existentes en nuestro país.) El agente causal de la mixomatosis es un virus DNA de la familia Poxviridae, género Leporipoxvirus, de gran semejanza al virus de la viruela y relacionado antigénicamente con el virus del fibroma de Shope. La mixomatosis del conejo es la enfermedad epidémica más importante del conejo, al menos de las enfermedades que afectan la producción cunícola en nuestro país, y a nivel mundial solo se compara con la Enfermedad Hemorrágica Vírica del Conejo. El agente causal es sensible al formol al 1% (el cual se recomienda para desinfectar el material) y a una temperatura entre los 50 y 60° C. Transmisión El conejo domestico puede contraer la mixomatosis a través de dos vías de contagio: Indirecta, la enfermedad se trasmite principalmente a través de artrópodos hematófagos (mosquitos, tábanos, pulgas, piojos y otros) que actúan como vectores trasmitiendo el virus desde un conejo enfermo a uno sano; también a través de agujas; instrumental utilizado en la inseminación artificial y otros fomites (contacto con material infectado como jaulas, comederos y alimentos contaminados por las secreciones y exudados oculares y nasales de conejos enfermos). Debido a la aparición estacional de estos insectos, la incidencia de la mixomatosis es mayor en los meses calurosos y húmedos (verano y otoño, 3 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 sujeta a variaciones regionales), cuando se produce mayor aparición de mosquitos. Se han citado como trasmisores varias especies de mosquitos: Culex (C. Annulirostris; C. Fatigans), Aedes y Anopheles. En lugares donde no hay mosquitos se atribuye la trasmisión de la enfermedad a las picaduras de pulgas del conejo, (en EEUU a: Cediopsylla simplex y Odontopsyllus multispinosus; y en Europa a: Spilopsyllus cuniculi) Según investigadores (Jacocot y Vallée) los conejos mixomatosos son capaces de infectar a los mosquitos por espacio de una semana, y que éstos quedan en condiciones de trasmitir la enfermedad a otros conejos, durante dos semanas. Otros insectos como pulgas, piojos y otros simúlidos, parece que sólo pueden trasmitir la enfermedad en forma ocasional. Directa, a través del contacto entre conejos enfermos y susceptibles. El virus puede penetrar a través de la piel y, sobre todo, de las mucosas externas, en especial de la conjuntiva palpebral. Existe la posibilidad de transmisión por vía aerógena en criaderos con poca ventilación o en combinación con otras enfermedades, como por ejemplo la Pasteurellosis. El virus puede trasmitirse también a través del coito, a expensas del virus existente en la región ano-genital de la pareja infectada. También es posible adjudicar la aparición de un brote o foco a la presencia de conejos silvestres portadores, ya que las dos especies, Orictolagus y Sylvilagus, se encuentran en la naturaleza y bien pueden ser quienes mantienen la enfermedad el resto del año. Signos clínicos Las manifestaciones clínicas de la mixomatosis varían de acuerdo a la virulencia de la cepa y la resistencia del animal receptor. Los gazapos menores de un mes aparentemente son resistentes a la enfermedad. Los gazapos que tienen más de un mes de vida y se ven afectados pueden recuperarse pero quedan con deformaciones. Los adultos que enferman por lo general presentan un 95% o más de mortandad. No existe tratamiento alguno para esta enfermedad. El período de incubación promedio es de 3 a 6 días (oscilando entre dos a quince días.) Desde que comienzan los síntomas hasta que sobreviene la muerte, el animal representa una fuente de contagio para todo el criadero. En general se pueden reconocer dos formas clínicas: 4 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 ⇒ Forma clásica o nodular: luego del período de incubación el conejo presenta edemas y nódulos o mixomas en cara y genitales, posteriormente en el resto del cuerpo. La muerte se produce entre los 10 a 12 días posteriores a la infección. Los síntomas muestran tres localizaciones patognomónicas de la enfermedad: la cara, la región ano-genital y el tejido conjuntivo subcutáneo. La aparición de los síntomas tiene generalmente la siguiente secuencia: 1) 2) 3) 4) 5) Decaimiento Anorexia Secreción nasal serosa. Intensa blefaroconjuntivitis con congestión, edema y exudación. Edema / inflamación de párpados. El globo ocular y la comisura palpebral permanecen cerradas. 6) Conjuntivitis bilateral mucosa conjuntival enrojecida y con intensa secreción serosa y /o mucopurulenta). El edema e inflamación se extiende finalmente a la totalidad de la cabeza. Especialmente se tumefactan los labios, el hocico y la base de las orejas, las cuales se caen por el peso del edema, por lo que la cara toma un aspecto macizo y deforme ( “cabeza de león”). Aparte de los párpados, labios y hocico el edema se desarrolla en zonas de transición entre la piel y las mucosas como la zona ano-genital (vulva, prepucio, escroto y zona perianal aparecen inflamados), también puede haber orquitis. Entre los 5 a 6 días posteriores de detectarse los primeros síntomas, aparecen en diferentes partes del cuerpo, pero esencialmente en cabeza, orejas, hocico, mentón, párpados, espalda y en menor medida en las extremidades, neoformaciones o mixomas – nódulos de consistencia primero dura y luego blanda – gelatinosa, desde el tamaño de un grano de trigo al de una nuez, que crecen notablemente en el interior del subcutáneo (son en realidad las zonas donde se replica el virus y suelen coincidir con el lugar donde el artrópodo picó al conejo y le inoculó el virus). Tres o cuatro días antes de la muerte la delgadez es extrema. Puede haber hipertermia. La morbilidad y mortalidad es alta. ⇒ Forma atípica o respiratoria: en estos casos se presenta la enfermedad con síntomas respiratorios y oculares, sin la presencia de los típicos mixomas, en cuyo caso el diagnóstico clínico es muy difícil. Lesiones 5 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 Forma clásica o nodular: blefaroconjuntivitis y mixomas (tumoraciones de aspecto gelatinoso, muy ricas en vasos sanguíneos las cuales desprenden gran cantidad de líquido, constituidas por células de tipo mixomatoso). Forma atípica o respiratoria: blefaritis, conjuntivitis, rinitis, hemorragias en pulmones y neumonía complicada con agentes bacterianos secundarios (Pasteurella multocida, Bordetella bronchiseptica). En los órganos internos no se observan modificaciones apreciables, sin embargo el bazo y los linfonódulos submaxilares e inguinales pueden presentarse hipertrofiados. Diagnóstico Se efectúa por identificación del agente causal por medio de la inoculación en animal vivo o en cultivo celular, por métodos imunológicos (AGID, IFI) y por microscopía electrónica. También se utiliza CF y ELISA en suero y la histopatología. PROCEDIMIENTOS A ADOPTAR ANTE UN FOCO Protocolización La protocolización de un caso de Mixomatosis es el paso inicial y trascendente por el cual se disparan una serie de procesos, entre los que la epidemiología descriptiva y analítica resultan de importancia capital, y al mismo tiempo la información contenida en ellos conformará el curso de la enfermedad, permitiendo la realización de estudios retrospectivos. Se aplicarán las pautas contenidas en el Manual de Procedimientos de Atención de casos y focos de Enfermedad y además: 1. Proceder a la interdicción 2. Inmovilización de todos los conejos de la explotación en sus lugares de alojamiento. 3. Recuento de todas las categorías de conejos y que para cada una de ellas se precise el número de animales ya muertos, infectados o que puedan estar infectados o contaminados. 4. Prohibición de toda entrada o salida de la explotación de cadáveres de conejos, alimentos de los animales, utensilios u otras materias capaces de transmitir la enfermedad. 5. Si al concurrir al establecimiento se observa una baja morbilidad se procederá a : 5.1. Sacrificio de todos los animales con síntomas de mixomatosis, inclusive aquellos que posean los más leves, como por ejemplo, lagrimeo o conjuntivitis. 6 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 5.2. La eliminación de cadáveres debe realizarse por medio del enterramiento y posterior cobertura con cal viva o mediante la cremación de los mismos. 5.3. Tener en cuenta que debido al período de incubación, que varía entre 4 a 6 días, aparecerán nuevos casos durante los próximos 6 días, es decir, animales que se deben sacrificar, asimismo se debe suspender la reproducción de los conejos. 5.4. Vacunar a todos los conejos mayores de 40 días que estén en buenas condiciones de salud. 5.4.1. Entre animal y animal cambiar de aguja para no transmitir la enfermedad. 6. En el caso de que la morbilidad supere el 70%, es conveniente proceder al vacío sanitario. 6.1. Para tal caso es factible autorizar por parte del Veterinario Local el traslado con destino exclusivamente a faena en un transporte cerrado y con previo aviso al frigorífico receptor, indicando en el DTA la leyenda “Mixomatosis”. 6.2. Aquellos animales que no serán llevados a faena se sacrificarán de la manera indicada anteriormente. Medidas Profilácticas en el foco: ⇒ Combatir el agente trasmisor (mosquitos) y eventualmente las pulgas. ⇒ Control de pastizales y estancamientos de agua. ⇒ Detener la reproducción de los conejos, no mover los animales, no vender ni ingresar animales de otro lado hasta 15 días después que no aparezcan más casos clínicos. ⇒ Implementar medidas de bioseguridad (pediluvio, rodoluvio, etc.) ⇒ Vacunación, en el caso que correspondiese, tomando la precaución de cambiar la aguja en cada aplicación. Extracción de Muestras Se aplicarán las indicaciones contenidas en el Manual de Procedimientos de Extracción y Envío de Muestras. Se remitirán conejos sospechosos agónicos o muertos de no más de 24 hs. Los conejos enviados para diagnóstico deben estar rigurosamente envueltos en triple bolsa de polietileno para evitar derrames, enfriados y en cajas de telgopor. Se remitirán en todos los casos, acompañados del protocolo de remisión de muestras al Laboratorio de Martinez del Senasa. Desinfección 7 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 Se aplicarán las pautas contenidas en el Manual de Procedimientos de Desinfección. Para las instalaciones y jaulas se indica el flameado de las mismas y la aplicación de desinfectantes fuertes como formol al 1%, según Manual de Desinfección. Se deben esterilizar las jaulas, accesorios, herramientas, galpones y hacer un descanso del galpón afectado de no menos de 45 días. Levantamiento de la Interdicción: Se procederá al levantamiento de la misma transcurridos 15 días sin que aparezcan más signos clínicos o para el segundo caso, una vez finalizado el descanso del galpón, es decir 45 días. Repoblación La repoblación del criadero debe hacerse solamente con animales vacunados. Además puede usarse el Método del centinela, es decir, antes de repoblar un criadero en el que se efectuó un vacío sanitario se puede colocar un lote de animales testigos o centinelas sin vacunar, y se los observa durante no menos de 18 días, si en este tiempo no aparecieran casos clínicos de la enfermedad podemos suponer que el vacío fue efectivo. Tratamiento: No existen medicamentos ni tratamientos para curar esta enfermedad. Prevención: El procedimiento más eficaz para la prevención de la mixomatosis es la vacunación sistemática de todos los reproductores y reposición a los 45 días de vida, en septiembre octubre y una segunda dosis en febrero a los mismos animales pero sobre todo a los nuevos (reposición de verano). ⇒ Desinsectar el criadero periódicamente, especialmente en primavera, verano y principios de otoño. ⇒ No ingresar animales de otro criadero sin respetar las normas estrictas de cuarentena, lo que implica un período de observación no menor de 30 días durante el cual si apareciese algún o algunos de los síntomas descriptos con anterioridad, es razón suficiente para la eliminación y el no ingreso de esos animales al plantel. Vacunas frente a mixomatosis Existen dos tipos de vacunas a nivel mundial: 8 �MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MIXOMATOSIS DEL CONEJO. 2005 a) Vacuna heteróloga: no se fabrica en el país. a) Vacunas homólogas: son vacunas fabricadas a partir del virus de la mixomatosis. Ambos tipos de vacunas son a virus vivo, es decir, los virus que las componen están vivos, por lo que es imprescindible que para que mantenga su eficacia se deben conservar siempre en refrigeración hasta el momento de su utilización. Como cronograma de vacunación se recomienda la aplicación de una dosis en los meses de septiembre-octubre y otra en febrero-marzo. La vacunación se realiza sobre los animales de reposición y los reproductores. 9 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos mixomatosis del conejo Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2005 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección de Luchas Sanitarias Programa de Aves y Animales de Granja Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Manual Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0160 Abstract A summary of the resource. Está dirigido principalmente a los Veterinarios Locales de la Dirección Nacional de Sanidad Animal y a las autoridades provinciales, municipales y nacionales locales encargadas de la aplicación de las normas de policía sanitaria; por tanto, se describe las características y etiología de la Mixomatosis de la enfermedad, su descripción, transmisión, signos clínicos, aplicaciones de las pruebas de laboratorio, evaluación de sus resultados, atención de sospechas y focos, etc. https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/532c91e7da7e8a3960b4455c14b1f51a.pdf 45927513c980086b9a38b9b19603234a PDF Text Text ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 Manual de Procedimientos Arteritis Viral Equina Prefacio: El presente manual de procedimientos fue redactado por la Dirección de Luchas Sanitarias, a cargo del Dr. Marcelo de la Sota y el Programa de Enfermedades de los Equinos a cargo del Dr. Raúl González, el mismo cuenta con la revisión de la Comisión Nacional de Enfermedades de los Equinos Finalidad El presente manual se dirige principalmente a los Veterinarios Acreditados, privados, sectores interesados en la producción equina y a las autoridades provinciales, municipales y nacionales locales encargadas de las acciones sanitarias contra la AVE; por tanto, se centra en los principios de la enfermedad, descripción, aplicaciones de las pruebas de laboratorio, en la evaluación de sus resultados, atención de sospechas, focos y casos de infección. Arteritis Viral Equina Características La arteritis viral equina(AVE) es una enfermedad vírica general y febril de los équidos. A pesar de su elevada morbilidad, exhibe una baja mortalidad (inferior al 5%). El plazo de incubación es de 3-14 días. La OIE determina que el período de infecciosidad de la arteritis viral equina es de 28 días para las yeguas y los caballos castrados Esta enfermedad reviste especial importancia en las yeguadas, puesto que en ellas pueden abortar hasta el 80% de todas las yeguas gestantes del efectivo. Sin embargo, predominan generalmente los cursos latentes, con apariciones esporádicas de la enfermedad en animales aislados. Presentación El virus está presumiblemente muy difundido. Se ha informado sobre la existencia de casos en USA, Europa (salvo Alemania, Checoslovaquia, Hungría, Rumania y Bulgaria), India y algunos países africanos. Japón y Australia se consideran libres de esta enfermedad. En Argentina, sobre fines de 1997 se comienza a realizar la contraprueba serológica de equinos y material reproductivo importados, y en abril de 1998 se detecta un semen importado positivo, lo que derivó en la destrucción del mismo y la intervención oficial de los dos haras de destino involucrados. En octubre de 1998, ingresan tres padrillos importados certificados negativos en origen, resultando en las contrapruebas uno de ellos positivo serológico. Se 1 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 interviene oficialmente, el establecimiento - único afectado en todo el país - fue interdictado y puesto bajo saneamiento oficial. En este contexto, tres padrillos de este establecimiento fueron confirmados por prueba biológica como eliminadores y fueron retirados de la actividad reproductiva. Como resultado de la investigación epidemiológica se estableció que el posible ingreso del virus al establecimiento se produjo a través de un equino importado en el año 1997 que fue incorporado al plantel de sementales. El virus es aislado en diciembre de 2001 del semen conservado de uno de los padrillos eliminadores. La enfermedad solo ha sido detectada en un número reducido de establecimientos y solo pudo confirmarse en ellos hallazgos serológicos sin síntomas reproductivos ni respiratorios Sintomatología Sus síntomas principales son: apatía, conjuntivitis, flujo ocular y nasal seroso, edema en el bajo vientre y extremidades, y aborto en las yeguas gestantes. Estos síntomas se asemejan a los de la rinoneumonitis, si bien aparecen más marcados en el animal afectado La AVE cursa generalmente en forma benigna, con poca o ninguna fiebre, evoluciona espontáneamente sin dejar secuelas y deja inmunidad duradera: el equino que enfermó una vez ya no vuelve a contagiarse. En razón de los síntomas leves es común que pase desapercibida en animales a campo e incluso raramente se diagnostica en equinos bajo cuidados intensivos, los síntomas desaparecen en menos de 2 semanas. La enfermedad preocupa pues puede tener consecuencias graves para la reproducción: si una yegua enferma contagia a sus congéneres preñadas éstas pueden abortar. Fue justamente por esta grave complicación que la arteritis viral fue descubierta y definida en USA: ocurrieron “tormentas de abortos” en haras de trotadores americanos y luego de SPC y en ellos se aisló e identificó al virus causante, responsable de los abortos. No siempre la infección de la yegua preñada produce abortos, y cuando se producen, generalmente ocurren en yeguas que tienen 3 a 10 meses de preñez. En nuestro país, en los haras en los que se registraron hallazgos serológicos no se registraron descensos en el porcentaje de potrillos nacidos. En Europa tampoco acusan tener abortos atribuibles al virus de la AVE; tampoco en Norte América el virus produce siempre abortos. Diagnóstico Atendiendo a las manifestaciones clínicas, la AVE puede diferenciarse bastante 2 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 bien de las afecciones respiratorias de origen vírico que afectan al caballo (entre otros signos, son patognomónicos los edemas de párpados y extremidades), pero sólo con dificultad de la forma abortiva de la rinoneumonitis. Por ello, el diagnóstico de «arteritis infecciosa» del caballo se considera únicamente asegurado cuando se evidencia la presencia del virus causal, el cual es vertido al exterior con las secreciones serosas durante las fases agudas de la enfermedad. La arteritis viral se diagnostica con facilidad en el laboratorio con la prueba de seroneutralización que puede determinar si un animal ha tenido contacto con el virus. Esta prueba mide la presencia de anticuerpos contra el virus, que son justamente los que producen la protección contra una nueva infección. Así, si el caballo se contagió y curó, queda positivo en esa prueba, posiblemente para toda la vida, y él título de anticuerpos queda alto y constante; lo que significa que el equino está inmune y no volverá a enfermar. Si está recién contagiado y se hace una prueba antes del contagio que resulta negativa, pero 2 o más semanas después se hace positiva, el animal ha enfermado recientemente; por esto cuando se importan caballos éstos deben permanecer 3 semanas en el lazareto, para descartar que se hayan contagiado poco antes del viaje. En países endémicos, si el animal fue vacunado, la prueba arroja resultado positivo, pero él título es generalmente más bajo y puede descender con el tiempo si no se lo revacuna. Un padrillo serológicamente positivo puede ser portador o no. Si lo es, esto debe saberse antes de que sirva a una sola yegua y la contagie y, a través de ella, a muchos caballos más: esto se determina fácilmente buscando la presencia del virus en el semen, por PCR o aislamiento del virus o por medio de una prueba biológica, o sea, dando servicio a dos yeguas con serología negativa y repitiendo la prueba serológica 3 o 4 semanas después en esas yeguas: si siguen siendo negativas, significa que no se infectaron porque el padrillo no elimina virus en el semen. Los brotes de AVE que se producen en un haras a partir de uno o más servicios de un padrillo portador y eliminador, muchas veces desaparecen y se extinguen por si solos en poco tiempo. Etiología El virus RNA de la AVE antes se lo clasificaba como Togaviridae, ahora como Orden Nidovirales, Familia arteriviridae, Género arterivirus. Este virus parece ser serológicamente uniforme y genéticamente estable. Exhibe sólo escasa resistencia frente a las influencias ambientales y es sensible a todos los desinfectantes comerciales ordinarios. Algunas de las cepas de virus que actúan son más agresivas que otras. 3 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 Reservorios del virus: El virus causal de la AVE está muy adaptado a los équidos y tiene su reservorio exclusivamente en las poblaciones hospedadoras infectadas. Por ello, la principal fuente de contagio es el caballo excretor de virus. Transmisión: La transmisión se produce únicamente por contacto directo (luchas por establecer el dominio del grupo; coito) y aerógeno (infección por gotitas). Los insectos hematófagos no son capaces de transmitir las altas dosis necesarias para que se produzca el contagio, por lo que carecen de significación en el proceso epizoótico de la AVE. Los brotes de AVE se producen porque la enfermedad se transmite por vía aérea como otras enfermedades respiratorias, es decir de un animal a otro con el cual convive y a veces, indirectamente, con los que comparte bebederos, comederos, embocaduras, camas, caballerizo u otros elementos; la infección se transmite durante el periodo de incubación y de enfermedad clínica. De esta manera, una yegua que ha sido servida por un padrillo eliminador puede contagiar a todos los animales de la manada, incluyendo potrillos y potrancas, y también puede contagiar a animales de lotes vecinos o a caballos de trabajo o incluso en training. Esta es la forma en que una yegua puede contagiar a un padrillo, si, por ejemplo, se echa en una manada con padrillo, una yegua que ha sido servida poco tiempo antes por un padrillo portador y que tiene la enfermedad activa en el momento de entrar a la manada. Es decir, si un padrillo contagia a una yegua, ésta puede contagiar a todos los equinos del establecimiento, de cualquier edad o sexo, sin que medie acto sexual alguno. Población hospedadora: Son susceptibles los équidos de todas las edades y sexos. Tanto la superación de la enfermedad como las infecciones latentes generan una sólida inmunidad de varios años de duración, que incluso puede persistir toda la vida. Esta inmunidad protege frente a una nueva enfermedad, pero no garantiza que los animales convalecientes estén exentos de virus. Estado de portador En los padrillos que enferman luego de la pubertad (es decir, de un año o más de edad), el virus puede quedarse acantonado y viable en las glándulas sexuales accesorias, eliminarse con el semen y contagiar así a una yegua durante el servicio; es decir, el padrillo se convierte en un portador sano y puede contagiar, pero sólo por el acto sexual y solamente a las yeguas que no han padecido la enfermedad anteriormente. 4 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 En razón de lo anterior, se la considera una enfermedad venérea, pero no lo es realmente en todo el sentido etimológico de la palabra ya que la hembra no contagia al macho por el acto sexual. Nunca se encontró virus persistente en las yeguas, ni en los machos castrados o los machos enteros que se contagiaron antes de la madurez sexual. No todos los machos serológicamente positivos, es decir que se contagiaron y curaron, son necesariamente eliminadores. Por de pronto, la persistencia del virus depende de la presencia de testosterona, hormona que produce el testículo a partir de la pubertad, por lo que los potrillos que enferman antes del año de edad no se convierten normalmente en portadores. Entre los machos enteros que enferman después de la pubertad, mas del 40 o 60 % de ellos no quedan como portadores; no se ha demostrado hasta ahora que un padrillo que no elimina virus enseguida después de la enfermedad lo elimine un tiempo después, pero no se puede estar absolutamente seguro de que esto sea así. Un padrillo portador elimina cantidades muy grandes de virus en cada eyaculación y contagia al menos al 85% de las yeguas que sirve, salvo que sean inmunes. Pese a que puede haber ligeras variaciones en la cantidad de virus que se elimina según la época del año, un padrillo-portador contagia durante todo el año. Además, el virus de la AVE resiste el congelamiento: el semen congelado de un padrillo portador contagia tanto como el semen fresco. Se ha discutido sobre si los padrillos que si eliminan virus inmediatamente después del contagio pueden llegar a hacerse no infectantes con el tiempo. Si bien se demostró que algunos padrillos eliminan virus por un período muy corto, otros lo hacen permanentemente durante toda la vida por lo que hasta tanto existan más pruebas al respecto todo padrillo positivo debe considerarse de riesgo. Yeguas Positivas Las yeguas positivas, ya sean importadas o provenientes de otro predio, significa que han enfermado y curado y por lo tanto no se va a volver a infectar, ni siquiera si la sirve un padrillo portador y no va a contagiar a un padrillo sano ni a sus compañeras de manada. Estas son las yeguas que se utilizan en países endémicos para hacer servir con padrillos portadores sanos. Tampoco debemos tener miedo a su potrillo, aunque sea hijo de una madre positiva o de un padrillo portador: el contagio “in útero” es rarísimo. Si hemos enviado una yegua a servicio a un haras o a un centro de inseminación en el que luego se detectó un brote, sí debemos tomar precauciones a su regreso, en realidad son las precauciones que deberíamos tornar con todos los animales que ingresan o reingresan a un predio, cualquiera 5 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 fuera su origen, efectuando una cuarentena con él o los equinos aislados en un corral o piquete propio y realizando doble prueba serológica con dos semanas de intervalo entre ellas para verificar paridad o descenso de títulos entre ambas. Las yeguas negativas, que provienen de un haras en el cual sospechamos que puede haber virus activo o latente son las más peligrosas. A estas debemos exigirle una cuarentena con dos pruebas separadas por dos semanas, en que la segunda no tenga un título mayor que la primera. Cuando en los casos descriptos, el título esta subiendo, quiere decir que la yegua se contagió recientemente. Entonces hay que esperar otras dos semanas, repetiendo hasta que se estabilice el título, lo que nos asegura que ya está curada y que no va a contagiar más. Es decir que ante cualquier sospecha debemos actuar como se hace con los caballos que se importan: si son negativos, dos pruebas separadas por 15 días, ambas negativas. Si son positivos, una segunda prueba, que debe dar un resultado igual o menor que el primero, lo que nos asegura la curación e inmunidad del animal. Prevención y lucha Cuando se producen movimientos de caballos deportivos o reproductores que van más allá de las fronteras, los efectivos equinos libres de AVE se ven especialmente amenazados por animales con la infección latente. Por ello, la finalidad de las medidas de lucha contra la AVE es reducir sobre todo el riesgo de que se introduzca el virus en la población, así como aislar de manera inmediata y radical cualquier brote de AVE que se produzca. La República Argentina está en condiciones de sostener el sistema de declaración obligatoria y monitoreo permanente y de garantizar a sus países compradores la ausencia de riesgo sanitario para lo cual se cumple con la aplicación de las medidas previstas en los artículos 3.4.10.2 y 3.4.10.3 del Capítulo 3.4.10, parte 3, del Código Zoosanitario Internacional (ver más adelante). Medidas a adoptar en los brotes de arteritis infecciosa Cuando aparezcan manifestaciones clínicas que permiten sospechar la existencia de AVE, se aislará de inmediato el efectivo y se procurará aclarar el diagnóstico por procedimientos anatomopatológicos, virológicos y serológicos. Debido a la baja contagiosidad de la AVE, al contrario de lo que sucede en la influenza A y en la rinoneumonitis, resulta conveniente en todos los casos efectuar rápidamente el aislamiento de los caballos enfermos y de los animales que estuvieron en contacto inmediato con ellos. La limpieza y desinfección a fondo de las cuadras ocupadas por los équidos enfermos, acompañadas de una desinfección intermedia diaria en la zona de aislamiento, evitan la difusión del virus en el seno del establecimiento. El grupo 6 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 de animales aislados será cuidado por personal independiente. Reduciendo al mínimo los esfuerzos corporales del núcleo de caballos enfermos, creando unas condiciones ambientales óptimas y adoptando medidas generales de higiene veterinaria, pueden disminuirse tanto la predisposición y exposición de la fracción no enferma de la población, llegándose a un momento en el que ya no aparecen más casos. El secuestro de los efectivos y el aislamiento de los animales convalecientes sólo pueden levantarse como mínimo 6 semanas después de desaparecer la fiebre en el último caso clínico. No obstante lo dicho, dependiendo del número de animales, el manejo, la cercanía entre lotes, las oportunidades de infección entre grupos de diferentes edades o sexos y, por sobre todo, del movimiento interno de animales en el haras, el virus puede ir pasando lentamente entre individuos o grupos de individuos y quedar activo en el campo durante un tiempo más o menos prolongado. Para evitar esto, cuando hubo un brote, lo mejor es, a. realizar una primera prueba serológica en todos los equinos del predio dentro de un plazo no mayor a 30 días corridos, b. de acuerdo a lo hallado separar los animales en grupos de positivos y negativos y c. impedir en este período todo movimiento interno de equinos, no sólo de los que entran o salen, sino de los grupos entre ellos y de un potrero a otro. Si después de seis semanas, se realizan nuevos estudios serológicos en los animales previamente negativos y no ha aparecido un caso nuevo, es decir ninguno de los negativos se hizo positivo, es posible que el virus haya desaparecido. La única manera de asegurarse de que un brote se ha extinguido definitivamente en un campo, es controlar serológicamente en forma repetida a los animales y asegurarse de que no están apareciendo casos nuevos. Hay que controlar a todos los animales, especialmente a todos los machos, nacidos o criados en el haras, hasta asegurarse de que no hay casos nuevos, y eliminar constantemente a los machos enteros positivos. Acciones preventivas 9 Conozca la enfermedad. Sepa qué es la AVE y como se transmite. Se dará cuenta que puede ser fácilmente controlada si se toman ciertas precauciones y se actúa con seriedad y honestidad. 9 Manténgase informado: averigüe cuáles son los haras o establecimientos en los que hay o hubo virus activo y si se ha eliminado el brote o no. 9 Realice controles periódicos entre sus animales. 9 Controle anualmente sus padrillos antes de dar el primer servicio de la temporada, aunque SENASA sólo lo exige al presentar la declaración de servicios. 9 No use ninguna partida de semen importado que no haya sido debidamente controlada por SENASA. 7 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 9 Recuerde que un padrillo positivo contagia a las hembras por vía sexual, pero la enfermedad se disemina después por vía aérea. Qué hacer si quiere servir su yegua con un padrillo de otro haras. Debe asegurarse no sólo de que el padrillo sea negativo sino también de que ese haras no tuvo nunca un brote de AVE o que, si lo ha tenido, éste a sido perfectamente controlado y no siguen apareciendo animales positivos. Si se tienen dudas, y si tiene la infraestructura necesaria, puede adquirirse el semen del padrillo que interesa y realizar la inseminación artificial en el campo, pero previamente debe realizarse una prueba biológica con el semen adquirido dando servicio a dos yeguas con serología negativa y repitiendo la prueba serológica 4 semanas después en esas yeguas que deberán seguir siendo negativas. Que hacer si quiere enviar su yegua a un centro de inseminación o transferencia. Estos centros ponen en contacto a muchas yeguas y pueden ser el origen de la diseminación de la enfermedad. Debe asegurarse de que en ese centro no utilicen semen de padrillos positivos ni vayan yeguas provenientes de un haras con virus activo. De todas maneras, al volver del centro se mantendrá aislada y se le realizarán dos pruebas serológicas separadas por 14 días. Si ambas son negativas o con títulos iguales o decrecientes se puede juntar la yegua con sus compañeras. Si la segunda tiene un título más alto que la primera, se dejará la yegua aislada y se realizarán nuevos controles hasta que el título no suba más. Qué hacer si le envían yeguas a servir a su haras. Si la yegua tiene un resultado positivo en un análisis que tenga más de un mes de realizado no existe riesgo sanitario. Esta yegua ya enfermó y curó y no va a volver a enfermar ni va a contagiar a otras yeguas ni al padrillo del establecimiento. Ante la duda, se solicitará un segundo análisis, el que debe mostrar titulo igual o menor que el primero. Si la yegua es negativa a una sola prueba, en todos los casos se debe exigir una segunda prueba separada por 15 días y confirmar que sigue siendo negativa. Medidas ante la sospecha de infección (hallazgo de serología) 9 Notificar al veterinario local de la Dirección Nacional de Sanidad Animal 9 Interdicción del predio. 9 Inmovilizar la totalidad de los equinos dentro del predio, aislar a los padrillos de todos los otros caballos, machos o hembras. 9 Realizar el control serológico del total de los animales. 9 Efectuar la correspondiente investigación epidemiológica. 8 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 Procedimiento y Acciones Se indican los procedimientos y acciones que deberán llevarse a cabo ante la detección de un equino positivo serológico a la AVE: 1) INTERDICCIÓN preventiva del establecimiento bajo acta, con estricta prohibición de todo tipo de ingresos y egresos de equinos. 2) PADRILLOS: La totalidad de los padrillos serán sangrados oficialmente de inmediato (dos muestras de suero por animal con intervalo mínimo de 14 días) y los sueros remitidos exclusivamente al Laboratorio de SENASA. Los positivos serológicos (a una prueba y cualquier título), serán retirados de su actividad reproductiva y sometidos dentro de los 30 días a una prueba biológica (servicio a dos yeguas seronegativas con tomas de muestras antes y a los 28 días del servicio) ó de PCR en semen. 3) RELEVAMIENTO Y ENCUESTA: a) IDENTIFICACIÓN: Todas las existencias equinas deberán estar identificadas o identificarse de manera fehaciente, debiendo controlarse periódicamente la existencia total y las filiaciones (en forma aleatoria) mientras dure la interdicción. b) ORIGEN DE LOS INDIVIDUOS: el propietario o responsable a cargo, deberá proveer información de cada equino residente respecto de: I. El origen de cada equino (nacido en el establecimiento o en su defecto procedencia y año de ingreso). II. Si es producto de servicio natural (aclarar: padrillo propio o de terceros) o de inseminación artificial (en este caso, si el semen: nacional o importado). III. Identificación del padre o dador seminal. c) MOVIMIENTOS realizados en los últimos 6 (SEIS) meses: Se informará, los ingresos y egresos registrados en la oficina local si los hubiere y los que declare el propietario o responsable. d) ANTECEDENTES SANITARIOS: recabar información sobre cualquier registro de casos clínicos en los últimos 6 (seis) meses (con particular atención en antecedentes de cuadros respiratorios o reproductivos). De constatarse signos/síntomas, se deberá tomar contacto con los laboratorios habilitados para la adecuada remisión de muestras específicas (tejidos fetales, hisopados, etc.). 4) FIN DE LA INTERDICCIÓN: Se basará en los resultados de un doble sangrado de la totalidad de los equinos en el cual no se registre ningún caso de seroconversión. El momento para la recolección de los sueros será planificada por el propietario y deberá ser realizada dentro de un período de 30 días corridos (con 15 días de diferencia entre extracciones) y ambos análisis efectuarse en un mismo laboratorio habilitado a elección del propietario. Estas pruebas serán cargo del propietario. Las extracciones y la remisión de las muestras serán fiscalizadas oficialmente. 9 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 Obtenidos los resultados, la Oficina local los remitirá a la Dirección de Luchas Sanitarias quien comunicará el fin de la interdicción si corresponde. 4) EGRESOS OCASIONALES: hasta tanto se cumpla con la condición anterior y durante el tiempo que dure la interdicción, solo se autorizarán egresos de equinos lo que se hará bajo las siguientes pautas: a) Solicitud por escrito a la Oficina Local con treinta días de anticipación expresando los motivos, la que deberá ser autorizada por la Dirección de Luchas Sanitarias. b) Autorizado el egreso, se deberá expedir una Certificación conjunta del veterinario oficial y del veterinario responsable del establecimiento en laque conste: I. Aislamiento riguroso de los equinos. Para esto se asignará un corral/ potrero situado a más de 100 metros para realizar la cuarentena. II. Que el lote cumplió en forma efectiva con un período mínimo de aislamiento de 30 días, período dentro del cual fueron extraídas las dos muestras de suero por equino (con intervalo mínimo de 14 días) para diagnóstico de Arteritis Viral. III. Que no han manifestado ningún signo / síntoma de enfermedad infecto contagiosa, en los últimos 30 días los equinos del lote IV. Que la curva térmica individual, se mantuvo dentro de parámetros fisiológicos normales y fue realizada diariamente durante 14 días previos al despacho V. Ningún equino de la totalidad del lote presentó incrementos de títulos mayores a 2 (dos) diluciones en ambas pruebas. VI. En caso de ser padrillos solo podrán egresar con resultado negativo en ambas pruebas. Laboratorios Habilitados Para Arteritis Viral Equina: Laboratorio SENASA, Virología: Tel 4836-0062/1114, Fax 4836-1995/0065 e-mail: dilab@inea.com.ar. Contacto: Dra. Mónica Ayerbe. 2) INTA – Castelar: Tel 4621-1447, Fax 4621-1743 Contacto: Dra. María Barrandeguy. Area de Virología. e-mail: mbarrandeguy@cicv.inta.gov.ar 3) FCV de la Universidad de La Plata, Virología: Tel 0221-4236664, Fax 0221/-4253276. Contacto: Dr. Edgardo Nosetto. e-mail: nosetto@fcv.medvet.unlp.edu.ar 4) CEVAN – CONICET: Tel 4856-4495, Fax 4856-4495. e-mail: jltcevan@datamar.com.ar. Contacto: Dra. Marcela Iglesias. 10 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 Legislación aplicable: RESOLUCIÓN SENASA N° 434/01 BUENOS AIRES, 2 de octubre de 2001 VISTO el expediente Nº 10597/2001 del registro del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, y CONSIDERANDO: Que por el mencionado expediente la Dirección Nacional de Sanidad Animal propicia la continuación y adopción de nuevas acciones de Vigilancia Epidemiológica y Monitoreo Epidemiológico Permanente, con respecto a la Arteritis Viral Equina. Que oportunamente se cumplimentó lo dispuesto por la Resolución Nº 603 del 10 de junio de 1999 del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, efectuada en equinos machos enteros y sólo sobre algunas razas. Que está comprobado epidemiologicamente que los padrillos actúan como portadores asintomáticos y que, en esta condición, son la principal fuente de diseminación de la enfermedad. Que los resultados del relevamiento serológico efectuado, determinaron la inexistencia de reactores en el grupo testeado, pero que aún persiste la probabilidad de ingreso del virus de la Arteritis Viral Equina al país, como así también que otros padrillos importados podrían haber estado naturalmente expuestos. Que la Comisión Nacional de Sanidad Equina, a través de sus representantes, ha manifestado preocupación y ha solicitado la continuación de las acciones de Vigilancia Epidemiológica activa, incluyendo un amplio y detallado diagnóstico de situación, que complemente lo ya actuado al respecto. Que la Dirección de Asuntos Jurídicos ha tomado la intervención que le compete. Que la Comisión Nacional de Sanidad Equina, creada por Resolución Nº 80 del 19 de enero de 1999 del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, se ha expresado favorablemente sobre el particular. Que corresponde en consecuencia dictar las normas que permitan continuar el conjunto de acciones iniciadas que propendan al cumplimento del objetivo citado en el primer considerando. Que el suscripto es competente para resolver en esta instancia de conformidad 11 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 con las atribuciones conferidas por el artículo 8º, inciso e) del Decreto Nº 1585 de fecha 19 de diciembre de 1996, modificado por su similar Decreto Nº 394 del 1º de abril de 2001. Por ello, EL PRESIDENTE DEL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA RESUELVE: ARTICULO 1º - Las entidades privadas responsables del registro de las distintas razas equinas, exigirán a las personas físicas o jurídicas, responsables o propietarias de padrillos o su material seminal, sea éste de equinos nativos o semen importado, el diagnóstico de laboratorio que acredite el resultado negativo a una prueba de seroneutralización a la enfermedad "Arteritis Viral Equina", como condición previa al registro anual de servicios. ARTICULO 2º - En los casos en que un padrillo dador del material seminal resultara positivo a la prueba de seroneutralización y, a efectos de comprobar que no elimina el virus de la Arteritis Viral Equina por semen, se realizará bajo supervisión oficial una prueba biológica consistente en el servicio (natural o artificial) de DOS (2) yeguas con resultado negativo a la prueba de seroneutralización, en las que se deberá observar igual título serológico en los resultados de las pruebas efectuadas a los VEINTIOCHO (28) días de servidas o inseminadas. ARTICULO 3º - Si el servicio que se registra fuera realizado con semen importado ingresado al país con anterioridad al 31 de diciembre de 1997 o proviene de padrillos nativos fallecidos, se efectuará la prueba biológica en los términos descriptos en el artículo precedente. ARTICULO 4º - La remisión de muestras de suero o semen a los laboratorios, se efectuará en el formulario que, como Anexo, forma parte de la presente resolución. En el formulario y a título de Declaración Jurada, certificarán con su firma, sello aclaratorio y número de matrícula, tanto el profesional veterinario que extrajo la muestra, como el laboratorista que certifica el resultado diagnóstico y, asimismo el propietario o responsable del equino, dando fe de los datos consignados. ARTICULO 5º - Los únicos laboratorios habilitados para realizar las pruebas de seroneutralización serán los expresamente autorizados por la Dirección de Laboratorios y Control Técnico de este Servicio Nacional, para el diagnóstico específico de esta enfermedad. ARTICULO 6º - Los responsables de los laboratorios remitirán a la Dirección Nacional de Sanidad Animal del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, las copias de las certificaciones emitidas con resultado negativo en forma mensual, mientras que los diagnósticos positivos que eventualmente surjan deberán ser notificados en forma fehaciente, a la 12 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 misma dependencia oficial, dentro de las SETENTA Y DOS (72) horas subsiguientes a su hallazgo. ARTICULO 7º - Los padrillos que resulten positivos a la prueba de eliminación de virus por semen, serán retirados de la actividad reproductiva, pudiendo el propietario optar por el sacrificio o castración y, de tratarse de material seminal infectante, se procederá a la destrucción de la totalidad de las existencias del mismo. Estas acciones, de corresponder, serán llevadas a cabo bajo la supervisión y registro de personal afectado al SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA. ARTICULO 8º - El incumplimiento de las obligaciones emergentes de las normas establecidas en la presente resolución, será pasible de las sanciones previstas en el artículo 18 del Decreto Nº 1585 del 19 de diciembre de 1996 y concordantes. ARTICULO 9º - La presente resolución entrará en vigencia a partir de su publicación en el Boletín Oficial. ARTICULO 10. - Comuníquese, publíquese, dése a la Dirección Nacional del Registro Oficial y archívese. Bernardo G. Cané RESOLUCION Nº 434/01 13 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 Código Zoosanitario Internacional - OIE: CAPÍTULO 2.5.10. ARTERITIS VIRAL EQUINA Artículo 2.5.10.1. El período de infecciosidad de la arteritis viral equina es de 28 días para las yeguas y los caballos castrados. Se comprobará la condición sanitaria de los sementales seropositivos para cerciorarse de que no segregan el virus de la arteritis viral equina con el semen. Las normas para las pruebas de diagnóstico y las vacunas están descritas en el Manual. Artículo 2.5.10.2. Las Administraciones Veterinarias de los países importadores deberán exigir: para los équidos machos no castrados importados temporalmente para la reproducción o importados definitivamente la presentación de un certificado veterinario internacional en el que conste que los animales: 1. no presentaron ningún signo clínico de arteritis viral equina el día del embarque ni durante los 28 días anteriores al embarque; 2. resultaron negativos a dos pruebas de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina efectuadas durante los 28 días anteriores al embarque a partir de muestras sanguíneas que se tomaron con más de 14 días de intervalo, o 3. resultaron negativos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina efectuada a partir de una muestra sanguínea que se tomó entre los 6 y los 12 meses de edad, y fueron inmediatamente vacunados contra la enfermedad y revacunados periódicamente, o 4. resultaron positivos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina y: a) fueron acoplados a dos yeguas que resultaron negativas a dos pruebas de diagnóstico efectuadas a partir de muestras sanguíneas; la primera muestra sanguínea se tomó el día de la monta y la segunda 28 días después, b) o su semen, tomado durante los 28 días anteriores al 14 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 embarque, resultó negativo a una prueba de aislamiento del virus (actualmente en estudio). Artículo 2.5.10.3. Las Administraciones Veterinarias de los países importadores deberán exigir: para los équidos machos no castrados importados temporalmente para fines distintos de la reproducción, y para équidos que no sean machos no castrados la presentación de un certificado veterinario internacional en el que conste que los animales: 1. no presentaron ningún signo clínico de arteritis viral equina el día del embarque ni durante los 28 días anteriores al embarque; 2. presentaron ausencia de anticuerpos o estabilidad o disminución de los títulos de anticuerpos en dos pruebas de diagnóstico efectuadas durante los 28 días anteriores al embarque a partir de muestras sanguíneas que se tomaron con más de 14 días de intervalo; 3. resultaron negativos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina efectuada a partir de una muestra sanguínea que se tomó entre los 6 y los 12 meses de edad, y fueron inmediatamente vacunados contra la enfermedad y revacunados periódicamente. Artículo 2.5.10.4. Las Administraciones Veterinarias de los países importadores deberán exigir: para el semen fresco la presentación de un certificado veterinario internacional en el que conste que los sementales: 1. permanecieron, durante los 30 días anteriores a la toma del semen, en una explotación en la que ningún équido presentó signos clínicos de arteritis viral equina durante ese período; 2. no presentaron ningún signo clínico de arteritis viral equina el día de la toma del semen; 3. resultaron negativos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina efectuada a partir de una muestra sanguínea que se tomó entre los 6 y los 12 meses de edad, y fueron inmediatamente vacunados contra la enfermedad y revacunados periódicamente, o 4. resultaron negativos a una prueba de diagnóstico para la detección 15 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 de la arteritis viral equina efectuada durante los 14 días anteriores a la toma del semen a partir de una muestra sanguínea y no fueron utilizados para la monta natural entre el momento de la toma de sangre y el de la toma del semen, o 5. resultaron positivos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina, y: a) fueron acoplados, durante el año anterior a la toma del semen, a dos yeguas que resultaron negativas a dos pruebas de diagnóstico efectuadas a partir de muestras sanguíneas; la primera muestra sanguínea se tomó el día de la monta y la segunda 28 días después, b) o su semen, tomado durante el año anterior a la toma del semen destinado a la exportación, resultó negativo a una prueba de aislamiento del virus (actualmente en estudio). Artículo 2.5.10.5. Las Administraciones Veterinarias de los países importadores deberán exigir: para el semen congelado la presentación de un certificado veterinario internacional en el que conste que los sementales: 1. no presentaron ningún signo clínico de arteritis viral equina el día de toma del semen; 2. resultaron negativos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina efectuada a partir de una muestra sanguínea que se tomó más de 14 días después de la toma del semen, o 3. resultaron negativos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina efectuada a partir de una muestra sanguínea que se tomó entre los 6 y los 12 meses de edad, y fueron inmediatamente vacunados contra la enfermedad y revacunados periódicamente, o 4. resultaron positivos a una prueba de diagnóstico para la detección de la arteritis viral equina y: a) fueron acoplados, durante el año anterior a la toma del semen o lo antes posible después de dicha toma, a dos yeguas que resultaron negativas a dos pruebas de diagnóstico efectuadas a partir de muestras sanguíneas; la primera muestra sanguínea se tomó el día de la monta y la segunda 28 días 16 �ARTERITIS VIRAL EQUINA. MARZO 2003 después, b) o su semen, tomado durante el año anterior a la toma del semen destinado a la exportación, o el mismo semen destinado a la exportación, resultó negativo a una prueba de aislamiento del virus (actualmente en estudio). 17 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de Procedimientos Arteritis Viral Equina Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2003 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0036 Abstract A summary of the resource. El presente manual se dirige principalmente a los veterinarios acreditados, privados, sectores interesados en la producción equina y a las autoridades provinciales, municipales y nacionales locales encargadas de las acciones sanitarias contra la AVE; por tanto, se centra en los principios de la enfermedad, descripción, aplicaciones de las pruebas de laboratorio, en la evaluación de sus resultados, atención de sospechas, focos y casos de afección. Enfermedades de los Equinos https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/048c30c25386764a1be62c3f55619f2a.pdf af6826dd0190fb8a15f09f9e2274203d PDF Text Text Manual de procedimientos en RABIA PARESIANTE ��Autoridades Presidente: Dr. Jorge Néstor Amaya Vicepresidente: Ing. Agr. Carlos Paz Director Nacional de Sanidad Animal: Dr. Jorge Dillon Director de Epidemiología y Análisis de Riesgo: Dr. Rodolfo Bottini Director de Programación Sanitaria: Dr. Mariano Ramos Director de Normas Cuarentenarias: Dr. Carlos Masciocchi Director de Control de Gestión y Programas Especiales: Cdor. Luciano Zarich �Delpietro, Horacio Manual de procedimientos de rabia paresiante / Horacio Delpietro y Gabriel Russo. - 1a ed. Buenos Aires : Senasa - Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria, 2011. 32 p. : il. ; 38x11 cm. ISBN 978-987-9429-10-5 1. Veterinaria . 2. Rabia. I. Russo, Gabriel II. Título CDD 636.089 695 3 Fecha de catalogación: 12/07/2011 �Coordinación Dr. Gabriel Russo (Programa Rabia Paresiante) garusso@senasa.gov.ar Responsables de los contenidos y de la fotografía Dr. Gabriel Russo (Programa Rabia Paresiante) Dr. Horacio Delpietro (Programa Rabia Paresiante) Revisión de contenido Dirección de Epidemiología y Análisis de Riesgo y Dirección de Control de Gestión y Programas Especiales. Armado y diagramación Coordinación de Comunicaciones Institucionales, Unidad de Información y Comunicación Institucional Buenos Aires, marzo de 2011 �� INDICE  | Indice Prefacio. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1 Policía Sanitaria . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 Rabia paralítica o paresiante. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 Breve descripción del virus rábico y morfología del vampiro común Desmodus rotundus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2 Necesidades ambientales del vampiro, factores limitantes, refugios y organización social. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3 Morfometría, reproducción y expectativa de vida. . . . . . . . . . . . . . 3 Alimentación del vampiro y daños a la presa. . . . . . . . . . . . . . . . 3 Patogénesis y sintomatología de la rabia en el vampiro. . . . . . . . . . . 4 Patogénesis y sintomatología de la rabia en el bovino . . . . . . . . . . . . 5 Riesgos de transmisión pasiva al hombre por el contacto con bovinos rabiosos. La rabia paralítica en otras especies domésticas y silvestres . . . . . 5 Epidemiología de la rabia paralítica (en el vampiro y en el ganado) . . . . . . 6 Diagnóstico. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6 Control y cuarentena (interdicción del establecimiento) . . . . . . . . . . . 7 Procedimiento que deberá efectuar el veterinario del Senasa en su zona de trabajo, ante la sospecha de un brote de rabia paralítica.. . . . . .7 Sospecha de brote de rabia . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .7 Ante un caso positivo atendido primariamente por otro veterinario. . . . . . 8 Regímenes de vacunación especiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8 Procedimiento para la toma y remisión de muestras al laboratorio . . . . . . 8 Desinfección de manos e instrumental. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 Diagnóstico de laboratorio. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9 � |  INDICE Flujo de información dentro del Senasa Figuras Bibliografía . . . . . . . . . . . . . . . . 9 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21 �   | Prefacio El presente manual se dirige a los veterinarios de la Dirección Nacional de Sanidad Animal y/o profesionales de otras reparticiones o de la actividad privada que actúan dentro del área endémica de rabia paresiante. El mismo, se centra en los principios de la enfermedad, descripción, atención de sospechas, brotes y principalmente en las acciones a adoptar ante su presencia. Contiene 18 figuras numeradas: un mapa del área de dispersión de la rabia paralítica y del vampiro en la Argentina, 17 fotografías originales que ilustran distintos aspectos claves del tema, y se proporcionan las referencias bibliográficas en las que se fundamentan los conceptos vertidos en el texto. 1 �2 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE Policía Sanitaria La rabia, en todas las especies, se encuentra incorporada en el grupo de enfermedades al que se refiere en el Artículo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria, aprobado por Decreto de fecha 8 de noviembre de 1906, reglamentario de la Ley N° 3959 de Policía Sanitaria de los Animales. Por lo tanto, son de aplicación para la misma las regulaciones previstas en la Ley N° 3959 y su Decreto reglamentario, entre las que se incluye la denuncia obligatoria, interdicción preventiva ante la presencia de casos, entre otras. Rabia paralítica o paresiante Es una enfermedad epidémica y recurrente causada por el virus rábico transmitido por el vampiro común Desmodus rotundus, que afecta principalmente a los bovinos, equinos, con menor frecuencia a otras especies domésticas, al hombre y algunos animales silvestres. Se observó por primera vez en Santa Catalina, Brasil, y fue diagnosticada como rabia por Carini en 1911, quien también sospechó que era transmitida por un animal salvaje (Carini, 1911). A la Argentina ingresó desde el Paraguay por la Isla Apipé, Corrientes, y por San Hilario, Formosa, en el año 1928, extendiéndose por todo el norte. En su avance hacia el sur llegó hasta Obligado, Santa Fe, en el año 1937. El área endémica en la Argentina se extiende al norte del paralelo de 29º S y al este del meridiano de 66º O (Delpietro y Russo, 1996), donde actualmente (2011) existe una población bovina de 11 millones de cabezas. Al oeste de esa longitud y al sur de esa latitud, la densidad poblacional del vampiro es menor y los brotes de rabia observados hasta ahora son escasos y de poca intensidad y duración (Figura 1). La enfermedad se presenta en forma de brotes que re- miten espontáneamente y son seguidos por períodos interepidémicos sin rabia, que pueden durar varios años. (Delpietro y Russo, 1996). En Obligado, Santa Fe, se registró un período interepidémico de 64 años (1937-2001) y en los departamentos del centro- oeste de Corrientes, uno de 28 años (1972-2000). La mortalidad del ganado puede ser alta (>50%), dependiendo del tamaño de la población del vampiro en el lugar y de la mayor o menor rapidez en la aplicación de las medidas de control. Breve descripción del virus rábico y morfología del vampiro común Desmodus rotundus El virus rábico es un virus ribonucleico con forma de bala de cañón y una dimensión aproximada de 180 x 80 nanómetros (el nanómetro es la milmillonésima parte del metro). Debido a su envoltura lipídica, es muy sensible a los jabones y detergentes, hecho que se debe tener en cuenta cuando se tienen que desinfectar las manos y el instrumental en condiciones de campo. La variante del virus rábico que afecta al vampiro también afecta a murciélagos frugívoros del género Artibeus, pero difiere de las que afectan a los murciélagos insectívoros (Delpietro et al. 1987, 2009; de Mattos et al., 1999, 2000; Shoji et al. 2004). El vampiro común es el murciélago de aproximadamente 40 cm de envergadura carente de cola y de pelaje pardo rojizo o pardo amarillento (Figura 2). Su rostro tiene características que lo diferencian de los demás murciélagos: el labio inferior es bífido (leporino), los ojos son grandes (con respecto a los de otros murciélagos), las orejas son erguidas y en punta, y presenta excrecencias carnosas alrededor de la nariz que, en alguna medida, recuerdan al hocico de un cerdo (Figura 3). El pulgar de los miembros anteriores (alas) está más desarrollado que en cualquier otra especie de murciélago y en él se pueden � SENASA  | observar tres plantillas palmares bien diferenciadas (Figura 4). Tiene una dentadura característica adaptada a la alimentación hematófaga que es diferente a la de cualquier otro mamífero: los incisivos centrales superiores son triangulares, de gran tamaño y muy filosos; los incisivos inferiores son bilobados y de menor tamaño; los caninos, tanto los inferiores como los superiores, son agudos, de gran tamaño y muy filosos; los molares superiores y los inferiores tienen muy escaso tamaño (se han atrofiado porque no necesita masticar), a tal punto que es muy difícil observarlos a simple vista (Figura 5). Necesidades ambientales del vampiro, factores limitantes, refugios y organización social El vampiro necesita para su existencia una fuente de alimento abundante, un escenario natural adecuado y lugares aptos para refugio diurno. Los escenarios naturales adecuados para la vida del vampiro son las áreas serranas, las boscosas o las que combinan ambos tipos de paisaje. No vive en llanuras sin bosque, aunque en ellas abunde el alimento y pueda disponer de lugares adecuados para refugio diurno. Es un animal social y su población se distribuye en grupos estables, los que ocupan un mismo refugio durante el día. Los refugios se caracterizan por la presencia de su típica materia fecal que es semilíquida, de color negruzco y de olor desagradable (Figuras 6 y 8). Se encuentran en cuevas naturales, en grandes árboles huecos, y en construcciones tales como minas, puentes, excavaciones, galpones, entre otros (Figuras 7, 8 y 9). Morfometría, reproducción y expectativa de vida El peso promedio en los vampiros adultos es de alrededor de 43 g en los machos y de 51g en las hembras. La tasa de reproducción es baja: cada año paren una sola cría de gran tamaño. El amamantamiento de las crías dura alrededor de nueve meses y la alimentación por regurgitación de sangre, alrededor de un año. Las crías permanecen en el refugio y la madre las acarrea únicamente en situaciones de extremo peligro y a partir de los 11 o 12 meses, comienzan a alimentarse por su cuenta (Delpietro and Russo, 2002). La expectativa de vida del vampiro es larga con respecto al tamaño. En estudios de campo de varios años de duración efectuados en la Argentina, en los que se anillaron 4106 vampiros, se observaron ejemplares en plena actividad reproductiva y con buen estado físico que superaban ampliamente los 10 años de vida. Los casos de mayor longevidad observados hasta el momento en ese estudio, fueron un macho de 18 años y dos hembras de más de 16 años (Delpietro, 2008). Alimentación del vampiro y daños a la presa El vampiro, generalmente, se alimenta a no más de 2 o 3 km de su refugio pues, debido a la alta proporción de agua que contiene la sangre, tiene que ingerir un volumen similar a su propio peso para poder completar sus requerimientos nutricionales, hecho que reduce momentáneamente su capacidad de vuelo (hasta que logra eliminar el exceso de agua de su ingesta), exponiéndolo a sus predadores (Delpietro et al., 1994). 3 �4 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE De un solo mordisco, quita a la presa un trozo de piel de alrededor de 5 mm de diámetro (Figura 10), de donde luego lame la sangre hasta ingurgitarse con alrededor de 30 ml. En cada mordedura, la presa pierde más sangre que la consumida por el vampiro ya que, después de finalizada la ingesta, la hemorragia continúa en la herida (hemorragia residual) debido a la acción anticoagulante de la saliva (Figura 11). Además, la presa puede sufrir varias mordeduras por noche y, de una misma mordedura, pueden alimentarse varios vampiros sucesivamente. La predación del vampiro puede matar por sangría en una sola noche a presas de pequeño porte como aves y, en pocas noches, a otras de porte algo mayor, como lechones y cabritos. En el ganado mayor, la predación intensa produce debilidad, anemia y pérdida de peso. Por otra parte, las complicaciones parasitarias o infecciosas de las mordeduras generan importantes pérdidas en todas las especies, principalmente en los animales jóvenes. En la Argentina, hay evidencias de que la predación del vampiro en los bovinos produce más pérdidas de peso vivo que la misma rabia paralítica (Delpietro et al., 1999). La predación a las personas, además del riesgo de rabia que implica, produce hemorragia, dolor, anemia y daño psíquico. El hombre es una presa alternativa para el vampiro y es atacado cuando no dispone de sus presas preferidas (ganado doméstico y grandes herbívoros silvestres como carpinchos, venados, entre otros). Por eso, se observa en áreas donde el ganado es escaso o donde existía ganado y fue retirado. No obstante, se debe estar atento pues podría ocurrir en áreas donde se cambia la ganadería por otra actividad económica. Patogénesis y sintomatología de la rabia en el vampiro La transmisión intraespecífica de la rabia en el vampiro se produce dentro o fuera de los refugios por mordeduras agresivas o defensivas entre congéneres. Vampiros incubando rabia pueden volar a otros refugios y transmitir la enfermedad a otras poblaciones, por lo que, se va extendiendo la enfermedad. Los vampiros sanos, al ser mordidos por vampiros rabiosos, pueden infectarse o resistir la infección. Los vampiros que se infectan, eliminan virus por la saliva varios días antes de manifestar los síntomas de la rabia por lo que, en ese lapso de tiempo, pueden infectar tanto a otros vampiros como al ganado y/o a otras presas de las que se alimenten, incluido el hombre. Luego, manifiestan sintomatología y finalmente, mueren (algunos vampiros pueden morir sin manifestar sintomatología). En los vampiros rabiosos infectados naturalmente no se han observado casos de recuperación, mueren indefectiblemente por parálisis y deshidratación antes del tercer día posterior a la observación de los primeros síntomas (Delpietro et al., 1985). En ellos, el virus se puede aislar del cerebro y de varios tejidos periféricos como pulmón, glándulas salivares, grasa subescapular y músculo (Delpietro et al., 1972, 1985). Durante los brotes de rabia, generalmente muere más del 50% de los vampiros (Delpietro y Russo, 1996). Los vampiros mordidos por congéneres rabiosos que resisten la infección no eliminan virus por la saliva ni manifiestan síntomas y de ellos no se aísla el virus, ni del cerebro ni de los tejidos periféricos, pero una elevada proporción desarrolla anticuerpos antirrábicos (Delpietro et al., 1972) � SENASA  | Patogénesis y sintomatología de la rabia en el bovino Los herbívoros no son huéspedes primarios del virus rábico. Por lo tanto, entre ellos, no existe transmisión intraespecífica del virus, sólo se infectan al ser mordidos por vampiros rabiosos. La mayoría de los bovinos (no vacunados), mordidos por vampiros rabiosos, se infectan. En los bovinos que se infectan, el período de incubación es de alrededor de 30 días. Los primeros síntomas observados consisten en inquietud, falta de apetito, tendencia a aislarse y frecuentes vocalizaciones con un tono de voz diferente al habitual. Luego, se observa depresión, deshidratación y dificultad postural y ambulatoria (Figura 12), principalmente en el tren posterior; los animales caen con frecuencia al suelo y se levantan con dificultad, hasta que finalmente quedan postrados en decúbito lateral. En los animales caídos se observan continuos movimientos de pedaleo y opistótonos que, continuados, pueden dejar marcas en el suelo (Figura 13); micción gota a gota; abundante salivación (Figura 14) y deposición seca y dura. Finalmente, aumenta la parálisis y la deshidratación, muriendo por esas causas entre los cinco y los 15 días posteriores al comienzo de los síntomas. La mayor o menor rapidez en morir depende de varios factores, principalmente del estado general del animal y del clima. Los animales con buen estado nutricional y los que caen en lugares sombreados o en momentos de clima fresco, generalmente sobreviven más tiempo que los débiles y mal nutridos y que los que quedan caídos al sol durante el verano. En los bovinos rabiosos, el virus puede aislarse del cerebro, con frecuencia del ojo y de las lágrimas, pero se lo aísla con poca frecuencia de las glándulas salivares, de la saliva y de otros tejidos periféricos (Delpietro et al. 2001). Algunos bovinos no vacunados, al ser mordidos por vampiros rabiosos, pueden resistir la infección. En esos casos, los animales no desarrollan sintomatología y de ellos no se puede aislar el virus del cerebro ni de los órganos y secreciones periféricas, pero pueden desarrollar anticuerpos antirrábicos. Riesgos de transmisión pasiva al hombre por el contacto con bovinos rabiosos. La rabia paralítica en otras especies domésticas y silvestres Aunque la dispersión del virus rábico a los tejidos periféricos del bovino no es abundante, el contacto con bovinos rabiosos implica riesgo de contagio para el hombre. Por ese motivo, todos los años deben aplicarse cientos de tratamientos antirrábicos posexposición a personas. Los contactos con bovinos rabiosos ocurren principalmente cuando se intenta medicarlos por vía oral o cuando se piensa que la disfagia que se observa en la mayoría de esos animales es consecuencia de una obstrucción alimentaria del esófago y se intenta la desobstrucción manual. También, cuando se faenan animales rabiosos o que están incubando rabia. En estos casos, están más expuestos quienes faenan y manipulan el animal, que quienes eventualmente puedan consumirlo. Entre los carnívoros domésticos de la Argentina, hasta ahora no se han observado casos producidos por el virus rábico que transmite el vampiro; no obstante, se debe mantener una estrecha vigilancia pues, tanto el perro (Figura 9) como el gato, depredan a los vampiros y a otros murciélagos. La rabia paralítica también afecta a animales autóctonos. Se observó en el ciervo de los pantanos (Blastocerus dichotomus), en el carpincho o capibara (Hydrochoerus hydrochaeris), en el venado (Mazama americana), en el zorro (Cerdocyon thous) y en 5 �6 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE el murciélago frugívoro (Artibeus lituratus) (Delpietro et al., 1997, 2009; Shoji et al., 2004). Epidemiología de la rabia paralítica (en el vampiro y en el ganado) La rabia paralítica se presenta en forma de brotes de hasta 18 meses de duración en un mismo lugar, que ceden espontáneamente (independientemente de que se vacune o no el ganado) y que son seguidos por períodos interepidémicos sin rabia de tres o más años de duración (Delpietro y Russo, 1996). Los herbívoros se infectan porque son la principal fuente de alimentación del vampiro y epidemiológicamente se comportan como “huéspedes finales” o “fondos de saco” pues no transmiten la rabia en forma activa (no muerden). En el vampiro, la rabia circula de refugio en refugio transportada por individuos infectados. Las condiciones de vida dentro de los refugios, principalmente el gran hacinamiento (Figuras 7 y 8) y su natural agresividad, posibilitan una rápida transmisión del virus entre los vampiros, los que a su vez infectan a los herbívoros cuando se alimentan. A medida que avanza la rabia, la mortalidad que causa en el vampiro modifica su población cuantitativa y cualitativamente hasta dejarla por debajo del umbral de contagio (los vampiros sobrevivientes son menos de la mitad de los que existían al comienzo del brote y, obviamente, son resistentes a la rabia), momento en el que la enfermedad cede y consecuentemente también cede entre los herbívoros (independientemente de que estén vacunados o no). Por ese motivo, para que pueda prosperar un nuevo brote de rabia en ese lugar (si ingresara la infección desde el exterior), es necesario que transcurra un tiempo para que la población se recomponga con el nacimiento de nuevos vampiros y con la muerte de los que resistieron el brote anterior. Esto explica por qué los brotes de rabia en el ganado ceden espontáneamente después de un tiempo, como también la existencia de los períodos interepidémicos sin rabia que se observan después de ceder los brotes. Diagnóstico El diagnóstico de la rabia comprende dos etapas complementarias. La primera, corresponde al diagnóstico presuntivo o sospecha de la enfermedad efectuada por el veterinario en el campo, y la segunda, al diagnóstico de laboratorio con el que se confirma o se descarta la enfermedad. El diagnóstico presuntivo se basa principalmente en dos aspectos epidemiológicos: a) la presencia del vampiro y de sus ataques al ganado dentro de la zona afectada por el brote y b) el hecho de que la rabia es una enfermedad multiespecífica (en lo que a huéspedes se refiere), pues en un mismo brote pueden estar afectados bovinos, equinos y, eventualmente, otros herbívoros. Los brotes de otras enfermedades epidémicas en las que se puede observar sintomatología nerviosa (aunque diferente a la de la rabia), como el botulismo bovino y las encefalitis equinas, afectan a una especie. El diagnóstico de laboratorio es el que en definitiva confirma (o descarta) la enfermedad. Se basa en el estudio del material nervioso mediante las técnicas de inoculación intracerebral a ratones y la inmunofluorescencia (Dean and Abelseth, 1973; Kaplan 1973). Posteriormente, las cepas aisladas se tipifican con anticuerpos monoclonales (Wiktor and Koprowsky, 1978) y/o mediante estudios genéticos, a los efectos de determinar la identidad del transmisor (Conzelman et al., 1990; de Mattos et al., 1999; de Mattos et al., 2000). � SENASA  | Control y cuarentena (interdicción del Procedimiento que deberá efectuar el establecimiento) veterinario del Senasa en su zona de En la Argentina, la vacunación antirrábica del gana- trabajo, ante la sospecha de un brote do se efectúa con vacunas a virus inactivado (virus muerto), porque son antigénicas, seguras y de bajo de rabia paralítica costo puesto que pueden producirse en forma masiva. Para el control del vampiro se utilizan anticoagulantes (principalmente warfarina). Debido a que estas drogas son tóxicas para los mamíferos, su uso sobre el ganado (en cualquier forma de aplicación) está prohibido en la Argentina, ya que sus residuos y/o sus metabolitos constituyen un riesgo para las personas que consuman la carne o la leche de los animales tratados y, además, porque su presencia puede generar el descrédito comercial de estos productos. Por ese motivo, la única forma de combate admitida es la de capturar los vampiros, tratarlos individualmente y posteriormente liberarlos para que, al regresar a sus refugios, contaminen a sus congéneres. Para el tratamiento se utiliza una mezcla de warfarina (entre el 3 y el 5%) en vaselina sólida, que se aplica a razón de 1 gramo por vampiro (Figura 15). Si se aplica más cantidad, los vampiros portadores del preparado pueden caer al suelo, donde se les adhieren cuerpos extraños y se les dificulta volver a levantar vuelo (Figura 16). La interdicción del predio afectado tiende a evitar la faena y el consumo de animales rabiosos o incubando rabia (ver procedimientos). La rabia paresiante es una peligrosa zoonosis y su denuncia es obligatoria. Por lo tanto, el veterinario del Senasa debe actuar tanto ante una sospecha como ante un caso confirmado. Sospecha de brote de rabia Todo ganado con sintomatología nerviosa se debe considerar como sospechoso de rabia; en cuyo caso, el veterinario del Senasa ejecutará las siguientes acciones: a) Comunicarlo de forma urgente al Programa de Rabia. b) Extraer y enviar material para diagnóstico al laboratorio (ver procedimiento de toma de muestras indicado más adelante). c) Se mantendrá en permanente contacto con el laboratorio de diagnóstico. d) De resultar positivo el material enviado al laboratorio, se procederá de la siguiente forma: 1) Presencia en el brote antes de las 24 horas de notificado por el laboratorio. 2) Confeccionar el Protocolo de enfermedad denunciable, con el georreferenciamiento del caso. 3) Interdictar ese establecimiento y los comprendidos en un radio de 10 Km (el objetivo de la interdicción es evitar que animales enfermos o incubando rabia entren en contacto con personas tanto en prácticas 7 �8 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE de manejo como en la faena y consumo de los mismos). 4) Indicar a los productores, ubicados dentro del área interdictada, la obligación de vacunar todo el ganado de sus establecimientos. La vacunación será realizada por el productor y debe efectuarse con vacunas aprobadas por el Senasa, revacunando los primo-vacunados (terneros) entre los 30 y 60 días posteriores a la primera dosis. La totalidad del ganado se revacunará al año. 5) El productor deberá registrar la vacunación en la oficina local del Senasa de su jurisdicción. 6) La interdicción se levantará 30 días después de la vacunación total del establecimiento (se debe tener en cuenta que con vacunas aprobadas y aplicadas correctamente, la mortalidad del ganado cede antes de los 30 días posteriores a la aplicación). 7) Establecer una vigilancia epidemiológica activa de 20 Km de radio con visita a los establecimientos. 8) Instruir a los productores en la localización de refugios de vampiros. 9) Atender todas las denuncias de posibles refugios (de ser confirmado el refugio de vampiros se georreferenciará y se comunicara al Programa de Rabia). Toda institución involucrada en la lucha contra el vampiro (fuera del organismo) deberá estar registrada en el Senasa y empleará únicamente los métodos autorizados en ese sentido. En esos casos, cada acción de control (correctamente georreferenciada) se informará al Programa de Rabia Paresiante dentro de los 30 días de efectuada la misma. Ante un caso positivo atendido primariamente por otro veterinario El veterinario del Senasa procederá de acuerdo a lo que se indica desde el punto d) en adelante. Regímenes de vacunación especiales Dentro del área endémica existen emprendimientos ganaderos que, por sus características, deben ajustarse a regímenes de vacunación contra rabia obligatorios y constantes (independientemente de que existan o no brotes de rabia), y que deberán ser registrados en el Senasa: 1) Establecimientos de engorde a corral. Se vacunarán los animales a su ingreso. 2) Herbívoros utilizados para deportes (jineteadas, carreras, polo, salto, entre otros). Deberán registrar anualmente la vacunación en el Senasa y no se podrán trasladar en caso de estar vencida esta vacunación. 3) Las cabañas y haras. Antes de enviar animales a exposiciones o remates deberán aplicarle dos dosis de vacuna, la primera entre 80 y 60 y la segunda entre 50 y 30 días antes del traslado o remate. Procedimiento para la toma y remisión de muestras al laboratorio La extracción de material nervioso para diagnóstico de laboratorio debe ser hecha por veterinarios, o por paratécnicos del Senasa convenientemente entrenados. Esta tarea no podrá delegarse a otras personas. Se extraerá la totalidad o al menos la mitad del encéfalo, incluyendo el tronco y un trozo de la médula, ya que si el material fuera negativo para rabia se utilizará en los estudios de vigilancia de las encefalitis � SENASA  | espongiformes (BSE). El material nervioso deberá colocarse sin ningún agregado en un envase hermético y se mantendrá refrigerado o congelado hasta su llegada al laboratorio. de alcohol o de otros desinfectantes que coagulan las proteínas, no es conveniente (por lo menos hasta que no se hayan practicado los lavados previos con jabón y/o detergentes). El material debe extraerse de animales muertos o sacrificados en extrema agonía (totalmente paralizados) ya que, si se lo extrajera de animales sacrificados prematuramente, puede generar errores diagnósticos (falsos negativos). El material deberá ir acompañado del correspondiente Protocolo de Envío de muestras de enfermedad denunciable al laboratorio, con el georreferenciamiento del caso. Los cadáveres de los animales con rabia o sospechosos deben enterrarse o quemarse; si esto no fuera posible, por lo menos se deberá quemar la cabeza (Figura 18). Para esto se cubre con leña u otro elemento combustible. El virus rábico es sensible a la temperatura y se inactiva en pocos minutos a 100º C. El instrumento elegido para abrir la calota craneana en condiciones de campo es el serrucho. El uso del hacha o machete es peligroso debido a la posibilidad de salpicar material infectado o de proyectar esquirlas óseas infectadas que puedan afectar al operador o a sus ayudantes. Si se careciera de elementos para manipular y transportar los cerebros, se utilizarán bolsas de polietileno limpias encimando por lo menos tres (3), las que al principio se utilizan como guantes y luego se revertirán y servirán como envase del material (Figura 17). En cada brote es conveniente efectuar más de una extracción de material para diagnóstico de laboratorio. Los murciélagos para diagnóstico de laboratorio deberán remitirse enteros y, cuando se envía material de otros mamíferos silvestres, deberá remitirse la cabeza entera. En todos estos casos, el material se enviará envasado herméticamente, sin agregados de ningún tipo y congelado o convenientemente refrigerado. Diagnóstico de laboratorio El laboratorio deberá ser previamente informado del envío, horario de salida y llegada de la muestra. Cinco laboratorios ubicados dentro del área endémica, en la ciudad de Candelaria, provincia de Misiones; ciudad de Salta, provincia de Salta; ciudad de Corrientes, provincia de Corrientes; ciudad de Tucumán, provincia de Tucumán y ciudad de Resistencia, provincia del Chaco, además de la Dirección de Laboratorios y Control Técnico (Dilab), en Martínez, provincia de Buenos Aires y el Instituto Pasteur de la Ciudad Autónoma de Buenos Aires, son los principales encargados de los diagnósticos. Los mismos emplean las técnicas clásicas de inoculación intracerebral al ratón y de inmunofluorescencia (Dean and Abelseth, 1973; Kaplan, 1973). Flujo de información dentro del Senasa Es obligatorio que dentro del Senasa la información circule en forma precisa e inmediata. Desinfección de manos e instrumental Comunicación con el Programa de Rabia sin pérdida de tiempo: Teléfono corporativo: #1447. En condiciones de campo, los mejores desinfectantes para las manos e instrumental (y los más fáciles de encontrar) son los jabones y los detergentes de uso doméstico, con los que se deben practicar por lo menos dos o tres lavados y enjuagues. El uso directo Toda la documentación debe ser enviada al Programa de Rabia del Senasa (garusso@senasa.gob.ar) 9 �10 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE � SENASA  | FIGURA 1. El área endémica de la Rabia Paresiante en la Argentina se extiende al norte del paralelo de 29ºS y al este del meridiano de 66º O (Delpietro y Russo, 1996). Al oeste de esa longitud y al sur de esa latitud la densidad poblacional del vampiro es menor y los brotes observados hasta ahora son escasos y de poca intensidad y duración. El vampiro puede habitar por debajo de los 34ºS hasta el centro de las provincias de Mendoza, San Luis y Córdoba, aunque su densidad poblacional es baja y no se han notificado brotes de rabia. FIGURA 2. Vampiro (Desmodus rotundus), vista ventral. 11 �12 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE FIGURA 3. Vampiro (Desmodus rotundus), vista del rostro. FIGURA 4. El dedo pulgar del ala del vampiro (Desmodus rotundus) es característico pues en él se observan 3 plantillas palmares, aspecto morfológico que lo diferencia del pulgar de cualquier otro murciélago. � SENASA  | FIGURA 5. La dentadura del vampiro es diferente a la de cualquier otro mamífero. Los incisivos centrales superiores son triangulares y de gran tamaño, los inferiores son bilobados y de menor tamaño. Los caninos, tanto inferiores como superiores, son agudos, grandes y muy filosos. Los molares superiores e inferiores tienen muy escaso tamaño (se han atrofiado porque no necesita masticar), a tal punto que es muy difícil observarlos a simple vista. FIGURA 6. Materia fecal del vampiro (Desmodus rotundus). Debido a su alimentación hematófaga es negruzca, semilíquida y diferente a la de cualquier otro mamífero. 13 �14 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE FIGURA 7. Refugio del vampiro (Desmodus rotundus) dentro de un gran árbol hueco. FIGURA 8. Refugio del vampiro (Desmodus rotundus) dentro de una casa abandonada. Se puede apreciar la materia fecal chorreando por las paredes. � SENASA  | FIGURA 9. Refugio del vampiro (Desmodus rotundus) dentro de una cueva natural de piedra. El mismo fue localizado por los perros del establecimiento, quienes entraban para atacar a los vampiros. FIGURA 10. Mordedura alimentaria del vampiro (Desmodus rotundus) sobre un bovino. Las lesiones causadas por las mordeduras alimentarias del vampiro son similares en las diferentes presas. 15 �16 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE FIGURA 11. Después de alimentarse el vampiro, continúa una hemorragia residual en la herida de la presa (que a veces dura horas) debido a la acción anticoagulante de la saliva del murciélago. � SENASA  | FIGURA 12. La dificultad locomotriz y postural son signos evidentes de la rabia paralítica, que pueden observarse antes de que los animales caigan definitivamente al suelo. FIGURA 13. Cuando los bovinos afectados de rabia caen definitivamente al suelo, manifiestan constantes opistótonos y movimientos de pedaleo en los miembros que dejan marcas en el suelo. 17 �18 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE FIGURA 14. La salivación que se observa en los animales rabiosos es consecuencia de la disfagia que les produce la enfermedad. FIGURA 15. Vampiro al que se le ha aplicado antes de liberarlo 1 gramo de vampiricida sobre su dorso y lomo. � SENASA  | FIGURA 16. Cuando el vampiricida es aplicado en exceso (> 1g), dificulta el vuelo de los vampiros, los que caen al suelo y de donde generalmente no pueden volver a volar. FIGURA 17. Las bolsas de polietileno limpias se pueden utilizar para manipular el material nervioso (encimando por lo menos 3), las que luego, revirtiéndolas, sirven para envasar ese mismo material. 19 �20 |  MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN RABIA PARESIANTE FIGURA 18. En los grandes establecimientos generalmente es difícil proceder al enterramiento o incineración de todos los cadáveres. En esos casos, se procederá por lo menos a quemar la cabeza, pues allí es donde se encuentran los órganos, tejidos y secreciones con mayor capacidad infectante. � SENASA  | Bibliografía • CARINI A. 1911. Sur une grande épizootie de rage. An. Inst. Pasteur. 25: 843-846. • CONZELMAN, K. K., N. H. COX, L.G. SCHNEIDER AND H. J.T. 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Title A name given to the resource Manual de procedimientos en Rabia Paresiante Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2011 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección de Epidemiologia y Análisis de Riesgo Dirección de Cotrol de Gestión y Programas Especiales Relation A related resource Artículo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria, aprobado por Decreto de fecha 8 de noviembre de 1906, reglamentario de la Ley N° 3959 de Policía Sanitaria de los Animales Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0045 Abstract A summary of the resource. El presente manual se dirige a los veterinarios y/o profesionales que actúan dentro del área endémica de rabia paresiante. El mismo se centra en los principios de la enfermedad, descripción, atención de sospechas, brotes y principalmente en las acciones a adoptar ante su presencia. Contiene figuras numeradas, un mapa del área de dispersión de la rabia paralítica y del vampiro en la Argentina y fotografías originales que ilustran distintos aspectos claves del tema. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Prefacio Policía Sanitaria Rabia paralítica o paresiante Breve descripción del virus rábico y morfología del vampiro común Desmodus rotundus Necesidades ambientales del vampiro, factores limitantes, refugios y organización social Morfometría, reproducción y expectativa de vida Alimentación del vampiro y daños a la presa Patogénesis y sintomatología de la rabia en el vampiro Patogénesis y sintomatología de la rabia en el bovino Riesgos de transmisión pasiva al hombre por el contacto con bovinos rabiosos. La rabia paralítica en otras especies domésticas y silvestres Epidemiología de la rabia paralítica (en el vampiro y en el ganado) Diagnóstico Control y cuarentena (interdicción del establecimiento) Procedimiento que deberá efectuar el veterinario del Senasa en su zona de trabajo, ante la sospecha de un brote de rabia paralítica Sospecha de brote de rabia Ante un caso positivo atendido primariamente por otro veterinario Regímenes de vacunación especiales Procedimiento para la toma y remisión de muestras al laboratorio Desinfección de manos e instrumental Diagnóstico de laboratorio Flujo de información dentro del Senasa Figuras Bibliografía Rabia Paresiante https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/bce24757bef1074f110e4ec6a9dc7e26.pdf e5b3707cfe38a50bd1e7f0966098687e PDF Text Text MANUAL DE PROCEDIMIENTOS GENERALES PARA EL CONTROL DE LA PLAGA LANGOSTA SUDAMERICANA (SCHISTOCERCA CANCELLATA SERVILLE) DIRECCIÓN DE SANIDAD VEGETAL PROGRAMA NACIONAL DE LANGOSTAS Y TUCURAS ENERO 2018 V. 2.0 �!+,-+./.'0.12,0.3'45'3.0-,67.6'8'7919+.6' ' ' ' ' /&%:&;')*'<=>?*)$@$*%A>B'#*%*=&;*B'<&=&'*;'?>%A=>;')*';&'<;&#&' ;&%#>BA&'B:)&@*=$?&%&'' C!"#$%&'"()"*+"*,"(--*&*'6*=D$;;*E' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' 505+,'FG(H' ' IJ'FJG' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' ' !"#$%&'(')*'(' �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�3&')*%:%?$&'<>)="'=*&;$L&=B*'&'A=&DWB')*';&'HKK#H2'0(/6#:'9/6/'C6$BA*@&'/QD$;'<&=&';&'*@$B$Q%')*' .;*=A&B'6*%&B&E' ' EL CONTROL DE LA PLAGA SE DEBE REALIZAR CON LA MAYOR PREMURA POSIBLE POR PARTE DEL PRODUCTOR Y ES INDEPENDIENTE DE LA DENUNCIA O AVISO DE PRESENCIA, QUE SE PODRA REALIZAR EN FORMA PREVIA, SIMULTANEA O POSTERIOR A LA ACCION DE CONTROL*' # R5%' ?&B>' )*' =*X:*=$=' &B$BA*%?$&' AW?%$?&' <>)="' ?>@:%$?&=B*' ?>%' *;' 6*%&B&V' 207.' >' )*;*#&)>B' <=>D$%?$&;*BJ# # C"#.+S'9(+#8M()S+#G'#1+9(0+2# ' 5;' @>@*%A>' Q<A$@>' )*' ?>%A=>;' *B' *;' *BA&)>' %$%M&;V' %>' >KBA&%A*' O' &%A*' :%&' B$A:&?$Q%' )*' *R<;>B$Q%' )*@>#="M$?&V' *;' ?>%A=>;' )*K*' Z&?*=B*' *%' A>)>B' ;>B' *BA&)$>B' &' M$%' )*' M=*%&=' >' =&;*%A$L&=' *;' &:@*%A>' <>K;&?$>%&;')*';&'<;&#&J' !"#$%&'[')*'[' �' # # # # # # # # # # # # ="#.+9)(+0'+#E#1+9(0+2#'9#T791)89#G'2#'6(/G+#G'#2/#M2/3/# ' ' UVWX$:,## ' .+9)(+0'+Y'' 6*' )*K*' @>%$A>=*&=' *%' #$%$&#" '&(')" #)" *)+$#%*,*&(" -,(+&#%,#" .&(" /0)1&#" 23-,(+&#%,#" 4)#,',#56!" 78#)*1,*" #$" )9$#%)("&*$:$.$&#")(")-"#0)-&;""<"!"#$%"&'%()'($%*+*,!-'(.*(/0*1"+(2)("&.,#$&()#"/,<"4*0)8,#"')"4&#%0*,;"4)*&"-&#" /0)1&#" (&" #&(" ')4&#$%,'&#6!" 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Title A name given to the resource Manual de procedimientos generales para el control de la plaga langosta sudamericana (Schistocerca cancellata Serville) Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2018 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección de Sanidad Vegetal/ Programa Nacional de Langosta y Tucuras Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0018 Abstract A summary of the resource. Recomendaciones generales a los distintos actores involucrados en la problemática para realizar el control de la plaga Schistocerca Cancellata a fin de evitar daños. Se detalla: marco legal, momento óptimo de control, monitoreo y control en función del estado de la plaga (huevos, ninfas y adultos) y uso de productos químicos. Control de Plagas https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/cb0910a79b3b55cc90d26ac254b03b22.pdf d07b0d3a98ec2ad58feb3fe5b5ceeef0 PDF Text Text �ÍNDICE Objetivos .....................................................................................................2 Responsabilidades .....................................................................................3 Aspectos operativos ...................................................................................5 Actividades .................................................................................................6 1. Inscripción de establecimientos ..............................................................6 2. Muestreo .................................................................................................7 2.1. Tipo y cantidad de muestras ................................................. …………7 2.2. Frecuencia del Muestreo ................................................................. …8 3. Envío de muestras ..................................................................................8 3.1. Protocolo de Muestras .........................................................................8 3.2. Destino de las Muestras ......................................................................8 3.3. Acondicionamiento de las muestras ....................................................8 4. Actividades de los laboratorios ...............................................................8 4.1. Diagnósticos ........................................................................................8 5. Información de resultados.......................................................................9 6. Evaluación de los resultados ..................................................................9 7. Medidas a adoptar ante una granja positiva .........................................10 8. Influenza aviar ......................................................................................11 Diagrama de flujo de las actividades del PNSA ........................................12 Diagrama de flujo para la remisión de muestras del PNSA ......................13 Marcha Bacteriológica para la detección de Salmonellas spp. .................14 Senasa Links ............................................................................................15 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Introducción El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos del Programa de Control de las Micoplasmosis y Salmonelosis de las aves establecido por la Resolución Senasa N° 882/2002, y la base operativa para la Vigilancia Epidemiológica de la Influenza Aviar en planteles de reproducción, en el marco del Plan Nacional de Sanidad Avícola (PNSA). Está dirigido a los veterinarios locales de las oficinas del Senasa, a los veterinarios de las empresas avícolas a cargo de planteles de reproducción y a los responsables técnicos de los laboratorios adheridos al Programa, encargados de analizar las muestras. Objetivos 1. Controlar las micoplasmosis producidas por Mycoplasma gallisepticum (MG) y Mycoplasma synoviae (MS) y las salmonelosis producidas por Salmonellas inmóviles (Salmonella ser. Gallinarum biovares Gallinarum y Pullorum) y Salmonellas móviles (Salmonella ser. Enteritidis, S. ser. Typhimurium y S. ser. Heidelberg) en planteles de aves reproductoras abuelos, reproductoras padres de todo el país. 2. Incorporar en la vigilancia epidemiológica de la influenza aviar a la totalidad de las cabañas de reproductores abuelos y padres del país. 3. Detectar la presencia de anticuerpos de influencia aviar de baja patogenicidad en aves reproductoras. 5. Controlar la sanidad de la totalidad de las aves vivas (aves de hasta 72 hs.) y huevos fértiles que ingresan al país en carácter de importaciones, mediante la toma de muestras en el punto de ingreso, la cuales serán procesadas por la Dilab, para el diagnóstico de micoplasmosis, salmonelosis, influenza aviar y de la enfermedad de Newcastle. 2 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Responsabilidades Veterinario responsable sanitario del establecimiento Cada granja de reproducción avícola deberá contar con un profesional veterinario como responsable sanitario ante el Programa de Sanidad Aviar, que será el encargado de la implementación del presente programa en la granja a su cargo. Por consiguiente debe: a. Tomar la muestra del establecimiento b. Remitir la muestra al laboratorio adherido al Programa de Sanidad Aviar (Se adjunta link de la lista de laboratorios adheridos en la página 15). c. Enviar la planilla de resultados a la oficina local del Senasa, proporcionado por el laboratorio adherido. (Se adjunta link de planilla de envío de resultados, página 15) d. Presentar a la oficina local del Senasa autorización de vacunación contra Micoplasma en aquellos lotes autorizados. e. Ante hallazgos positivos deberá contactarse en forma inmediata con el veterinario de la oficina local correspondiente a su zona. Veterinario de la Oficina Local del Senasa Los profesionales con asiento en las oficinas locales deben: a. En cada oficina local deberá estar la planilla de inscripción de cada establecimiento que corresponda al PNSA, actualizado, es decir, en cuanto a capacidad del establecimiento y firmado por el Veterinario Responsable vigente. b. Recibir del veterinario responsable del establecimiento, del propietario de la granja avícola o del responsable técnico del laboratorio las copias del formulario de resultados, las mismas deben estar firmado por el Director Técnico del laboratorio. (Se adjunta link de formulario de resultados en la página 15). 3 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 c. Cargar dicho informe en el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (Sigsa), como antecedente sanitario, los cuales figuran como: MUESTREO DE SALMONELLA Y MICOPLASMA EN AVES-REPRODUCTORES (PNSA) d. Debe fiscalizar el cumplimiento del plan y archivar en la carpeta N° 24 las planillas de informe de resultados. e. En caso de recibir resultados positivos debe comunicase con el Programa de Sanidad Aviar. f. Debe firmar el protocolo de remisión de muestras (punto 8) presentado por el laboratorio adherido. De esta forma las muestras para el diagnóstico de influenza aviar son recibidas por la Dilab sin arancel. g. Verificar el cumplimiento del Plan Nacional de Sanidad Avícola en plantas de incubación mediante la toma de muestra de huevos picados no nacidos, provenientes de la granja de reproductoras abuelas y padres, (Auditorias PNSA), según el cronograma enviado por el Programa de Sanidad Aviar, al principio de cada año. Laboratorio adherido / Director técnico a. El laboratorio adherido debe poseer Director Técnico con Título habilitante. b. El laboratorio debe contar con un libro de actas foliado donde deberá registrar la totalidad de las muestras que ingresan. En donde figuren los siguientes datos: fecha de ingreso y Nº de Protocolo interno/n° de acta, RENSPA, procedencia, fecha de toma de muestra, tipo, cantidad de muestra, pruebas a realizar, resultados, fecha del mismo, firma y fecha del responsable quien retira el resultado. c. Procesar la muestra remitida por el veterinario responsable del establecimiento avícola. d. Informar el resultado al veterinario sanitario de la granja. En el caso que el veterinario responsable de la granja no puede remitirlo, deberá llevarlo a la oficina local del Senasa correspondiente a la jurisdicción del establecimiento. (Se adjunta link de formulario de resultados en la página 15). e. Cuando los laboratorios no estén en condiciones de realizar las pruebas de serotipificación deben remitir la cepa aislada de Salmonella a la Dirección 4 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 del Laboratorio Animal, perteneciente a la Dirección General de Laboratorios y Control Técnico del Senasa (Dilab). Talcahuano 1660 Martínez, Buenos Aires. Previo al envío, se debe informar a mesa de entradas vía electrónica: mesalabadm@senasa.gob.ar con copia a maherrera@senasa.gob.ar o comunicarse por cualquier consulta a los siguientes teléfonos, (011) 48746702/03 en el horario de 8 a 15 hs. La muestra debe ser remitida con el protocolo “AVES- Tipificación de Salmonella spp”. (Se adjunta link de protocolo de tipificación en la página 15). f. Conservación de las cepas: cuando el laboratorio adherido tenga la capacidad de serotipificar, debe conservar las cepas aisladas por un período no menor a UN (1) año, para estudios posteriores de fago tipificación; pruebas de sensibilidad antimicrobiana u otras. g. Debe presentar al Programa de Sanidad Aviar, de manera anual, un informe de los diferentes serotipos aislados. El cual debe detallar número de RENSPA, nombre del titular, fecha de aislamiento y bacteria aislada Programa de Sanidad Aviar El Programa de Sanidad Aviar, desde el Senasa Central coordinará las actividades del Plan, auditará y actuará ante la aparición de casos positivos. Aspectos operativos La estrategia para controlar y erradicar la micoplasmosis y salmonelosis se basa en la utilización de planteles de reproductores libres de estos patógenos, manejados bajo estrictas medidas de bioseguridad. En lo que respecta a la vacunación, cabe mencionar: Salmonelosis: no está permitida la vacunación con Cepa 9R en planteles de reproductoras, debido a que el Senasa ha aprobado su uso en gallinas de postura comercial. En planteles de reproductoras está autorizada la vacunación con bacterinas y con cepas vivas de Salmonella Enteritidis. 5 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Micoplasmosis: no está permitida la vacunación en planteles de reproductoras, las vacunas vivas de MG y MS están aprobadas por el Senasa para gallinas de postura comercial. Sin embargo, atento a que actualmente se cuenta con lotes de reproductores vacunados, se procederá a un retiro paulatino, estando permitida la misma hasta el 1 de enero del 2019. Asimismo, el uso de vacunas vivas en reproductores, será restringido bajo solicitud de autorización ante Senasa. Procedimiento para la solicitud de la vacuna El procedimiento para solicitar la vacunación la realizará el veterinario responsable del establecimiento, elevando una nota de pedido al laboratorio proveedor de la vacuna, en la que justificará su utilización, indicando nombre de la granja, Renspa, tipo de explotación, categoría de aves, cantidad de aves e identificación del lote. El Laboratorio enviará la solicitud al Programa de Sanidad Aviar quien otorgará la autorización de vacunación del establecimiento, informando al veterinario solicitante y al mismo laboratorio para la liberación de la vacuna. Al momento de presentar los resultados en la Oficina Local, el veterinario privado deberá acompañar la planilla de resultados con la correspondiente copia de la autorización de vacunación. Actividades 1. Inscripción de establecimientos Todas las empresas avícolas que posean granjas de aves reproductoras abuelas o padres y/o plantas de incubación deberán inscribir cada una de ellas en el Programa Nacional de Sanidad Avícola (PNSA). Como pre requisito para inscribirse en el mismo, se deberá completar los formularios del Registro Nacional de Multiplicadores e Incubadores Avícolas (Renavi), creado por medio de la Resolución Nº 79 en el ámbito de la Ex Secretaría de Agricultura, Ganadería, Pesca y Alimentos y tiene la finalidad de disponer de datos relativos a la población avícola, necesarios desde el punto 6 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 de vista estadístico y económico. La inscripción al Renavi es de carácter gratuito y obligatorio. Se instrumenta a través de la presentación de dos formularios que deberán enviarse por correo postal. Para consultas puede ingresar al sitio web http://www.agroindustria.gob.ar/sitio/areas/renavi/#, o comunicarse telefónicamente al (011) 4349-2157 Fax 011-4349-2349, o vía correo electrónico renavi@magyp.gob.ar Una vez inscripto en el Renavi, deberán cumplirse los siguientes pasos: 1. La inscripción se realiza en la oficina Local del Senasa que corresponde a la jurisdicción del establecimiento. 2. Completar una planilla de inscripción que figura como Anexo II de la Resolución Senasa N° 882/2002 para cada granja de reproducción y/o planta incubación. (se adjunta link página 15) 3. Conjuntamente con la planilla de inscripción, deberán presentar una memoria descriptiva de las instalaciones y una memoria operativa del establecimiento que incluya los planes sanitarios (vacunas, edades, tratamientos y controles) que se aplican en el mismo. 2. Muestreo Inmediatamente después de la inscripción se deberá comenzar con el muestreo de las aves bajo el siguiente esquema: 2.1. Tipo y cantidad de muestras Se considera como unidad epidemiológica al núcleo o plantel o lote, partiendo del concepto que se trata de aves de la misma edad, distribuidas en uno, dos o más galpones, que reciben el mismo manejo sanitario y productivo. a. Granjas de recría: se tomarán 30 muestras de sueros individuales y 30 muestras de hisopados cloacales por núcleo, plantel o lote de recría. Las mismas serán de 15 muestras por galpón, tomándose 2 galpones. Por lo tanto se obtendrá 15 hisopos por pool, armándose 2 pooles de hisopos, uno por galpón. 7 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 b. Granjas de reproductores: se tomarán 30 muestras de suero individuales y 30 muestras de hisopados cloacales por núcleo, plantel o lote de reproducción. Las mismas serán de 15 muestras por galpón, tomándose 2 galpones. Por lo tanto se obtendrá 15 hisopos por pool, armándose 2 pooles de hisopos, uno por galpón. 2.2. Frecuencia del Muestreo a. Reproductores en período de recría: a las 9 y 18 semanas. b. Reproductores abuelos: cada 4 semanas. c. Reproductores padres: cada 9 semanas. 3. Envío de muestras 3.1. Protocolo de Muestras Las muestras deben ser tomadas por el veterinario responsable de la empresa y deben ser enviadas al laboratorio adherido al Programa de Sanidad Aviar acompañada de un protocolo. En la página 15 del presente manual, figura el link en el cual se podrá encontrar el protocolo referencia con los datos mínimos requeridos por el Senasa. 3.2. Destino de las Muestras Las muestras deben ser remitidas a los laboratorios adheridos para realizar los análisis en apoyo al PNSA (ver link de laboratorios adheridos página 15). 3.3. Acondicionamiento de las muestras Las muestras deberán enviarse refrigeradas, identificadas, en envase cerrado y acompañadas del protocolo de envío mencionado en el punto 3.1. 4. Actividades de los laboratorios 4.1. Diagnósticos A partir de las muestras remitidas se realizan las siguientes pruebas: 8 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 - Micoplasma Gallinarum y Micoplasma Synoviae: prueba serológicas de aglutinación rápida en placa (ARP) y/o Elisa. - Salmonella spp.: bacteriología para aislamiento y posterior tipificación de Salmonella ser. Gallinarum, biovares Gallinarum y Pullorum, Salmonella ser. Enteritidis, Salmonella ser. Typhimurium, Salmonella ser. Heidelberg. (Ver flujograma pág. 15) 5. Información de resultados 1. Los veterinarios responsables de cada empresa avícola, o en su defecto el responsable técnico del laboratorio deben entregar una copia de la planilla de resultados a la Oficina Local correspondiente a la granja. La misma, debe estar firmada y sellada por el Director Técnico del laboratorio. 2. Si bien los muestreos/análisis deben realizarse según el punto 2.2, los resultados de cada establecimiento pueden presentarse en la oficina local dentro de un período no mayor a 6 (seis) meses. Estos datos sanitarios se cargaran al Sigsa con fecha del último resultado, constatando el cumplimiento de los análisis. 6. Evaluación de los resultados Las planillas deben ser presentadas en las oficinas locales correspondiente a la jurisdicción del establecimiento, con el objetivo de registrar el cumplimiento del PNSA en el Sistema. Cabe mencionar, que también se considerará negativos a aquellos establecimientos presenten la planilla de informe con resultados “positivos” para MG y/o MS, y que la acompañen del permiso de vacunación contra estos agentes. En caso de resultados positivos, los veterinarios responsables del establecimiento estarán obligados a informar los resultados dentro de las 48 horas de haber recibido la confirmación de la serotipificación a la oficina local del Senasa, la cual informará al Programa de Sanidad Aviar, que evaluará las medidas a tomar ante esta situación. 9 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 7. Medidas a adoptar ante una granja positiva La estrategia para controlar y erradicar la micoplasmosis y salmonelosis se basa en la utilización de planteles de reproductores libres de estos patógenos, manejados bajo estrictas medidas de bioseguridad. En caso de detectar planteles infectados con Mycoplasma gallisepticum (MG) y/o Mycoplasma synoviae (MS) y las salmonelosis producidas por Salmonellas inmóviles (Salmonella ser. Gallinarum biovares Gallinarum y Pullorum) los lotes deben ir a faena controlada. En caso de detectar Salmonellas móviles (Salmonella ser. Enteritidis, Salmonella ser. Typhimurium y Salmonella ser. Heidelberg), se debe realizar el tratamiento correspondiente. Cada situación se analizará en forma particular, elaborándose una propuesta de trabajo que deberá considerarse un compromiso de trabajo al que le dará cumplimiento en un plazo establecido. 10 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 PROGRAMA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA PARA LA INFLUENZA AVIAR 8. Influenza aviar Los laboratorios adheridos que procesan las muestras, deben remitir sueros para el análisis serológico de esta enfermedad exótica en nuestro país, a la Dilab (Talcahuano 1660, Martínez Buenos Aires) al Departamento de Enfermedades Exóticas 1 (UNA) vez al año en reproductores abuelas y padres. Se tomarán 20 sueros por plantel o lote 1 vez al año. Los resultados estarán disponibles en el Sistema Integral de laboratorio (SIL), y los originales serán enviados al Centro Regional y luego distribuidos a las Oficinas Locales, los cuales cargaran el Antecedente Sanitario de su cumplimiento en el Sigsa. Las muestras se deben remitir a la Dilab utilizando el “Protocolo de remisión de muestras de aves” (se adjunta link en la página 15), considerando para completarlo los siguientes puntos: 1. Motivo: 1.1 Vigilancia Programada en Granja de reproductoras - PNSA (IA). 2. Establecimiento: todos los datos de la granja (importante el Renspa ya que por sistema se obtiene el resto de los datos) y el nombre del Laboratorio del adherido del cual proviene la muestra. 3. Tipo de Producción: Reproductoras Livianas o Pesadas (Padres o Abuelas). 4. Muestras. Tipo: Sueros / Cantidad: 20 (VEINTE) / Identificación: número del lote. 5. Funcionario Actuante: Veterinario del Senasa, de esta forma las muestras son recibidas por la Dilab sin arancel. Puede firmar el veterinario local correspondiente a la granja muestreada, o bien, el veterinario de la oficina local más cercana al laboratorio adherido 11 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Diagrama de flujo de las actividades del PNSA Programa de control de las micoplasmosis, salmonelosis e IA Muestras tomadas por veterinarios responsables del establecimiento Laboratorios Adheridos al PNSA Informe de resultados a los veterinarios de la empresa Programa de vigilancia epidemiológica para la influenza aviar Laboratorio central de Martínez (Dilab) Informe a la Oficina Local Resultados a la oficina local Cargar datos en Sigsa Cargar datos en Sigsa 12 �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Diagrama de flujo para la remisión de muestras del PNSA Plantel o Núcleo Recría Reproductores Abuelos Reproductores Padres 9 semanas y 18 semanas Cada 4 semanas Cada 9 semanas 30 sueros 30 hisopados cloacales (2 pooles de 15 c/u) LABORATORIOS ADHERIDOS AL PNSA 30 sueros Micoplasma MG y MS ARP O ELISA 30 hisopados cloacales (pool de 15) 2 marchas bacteriológicas. Marcha bacteriológica Salmonella ser. Gallinarum, Pullorum, Enteritidis, Typhimurium y Heidelberg INFLUENZA AVIAR RA/RP: 20 sueros una vez al año. Serotipificación Envío al Dilab-Senasa RA: reproductores abuelos RP: reproductores padres Tipificación propia 13 o Envío a la Dilab �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Marcha Bacteriológica para la detección de Salmonella spp. Muestra Agua de Peptona Tamponada (APT) 1/10 (15 hisopos + 135 ml) 37° C 18 h ± 2 Caldo Rappaport Vassiliadis 1:10 41,5±1ºC 24 h XLD Agar 37±1ºC 24 h±3 Nota: No usar Tetrathionato M. Kauffmann debido a que inhibe el crecimiento de las Salmonellas inmóviles Siembra directa Mac Conkey 37±1ºC 24 h±3 Otro medio selectivo (SS o Mac Conkey o medio cromogénico) 37±1ºC 24 h Confirmación Bioquímica TSI-LIA-SIM-UREA-CITRATO Confirmación serológica OS-A / OS-B OS-A + o Envío a la Dilab 14 Tipificación propia �Plan Nacional de Sanidad Avícola (Res. Senasa N° 882/02) 2018 Senasa Links Listado de laboratorios adheridos al PNSA http://www.Senasa.gob.ar/laboratorio/laboratorios-adheridos-al-programa-deaves Resolución Senasa Nº 882/2002 http://www.Senasa.gob.ar/normativas/resolucion-882-2002-Senasa-servicionacional-de-sanidad-y-calidad-agroalimentaria Planilla de inscripción al Plan Nacional de Sanidad Avícola http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/2._planilla_de_inscripcion_a l_pnsa_882-02.pdf Protocolo de remisión de muestras de aves del PNSA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/3.protocolo_remision_de_m uestras_salmonella_spp_pnsa_882.02.pdf Protocolo para tipificación de Salmonella spp. http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/5._protocolo_tipificacion_sa monella_movil_0.pdf Protocolo de remisión de muestras para IA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/4._protocolo_de_remision_d e_muestras_para_ia1.pdf Planilla de informes de resultados del PNSA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/ANIMAL/AVES/P ROD_PRIMARIA/SANIDAD_ANIMAL/MANUALES/6._planilla_de_envio_de_res ultados_-pnsa.pdf 15 � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Programa de control de Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos operativos. Programa de control de micoplasmosis y salmonelosis en aves reproductoras abuelos y padres. Programa de vigilancia epidemiologica para la influenza aviar en aves reproductoras. Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2018 Relation A related resource Resolución Senasa N° 882/02 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0070 Abstract A summary of the resource. l presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos del Programa de Control de las Micoplasmosis y Salmonelosis de las aves establecido por la Resolución Senasa N° 882/2002, y la base operativa para la Vigilancia Epidemiológica de la Influenza Aviar en planteles de reproducción, en el marco del Plan Nacional de Sanidad Avícola (PNSA). Está dirigido a los veterinarios locales de las oficinas del Senasa, a los veterinarios de las empresas avícolas a cargo de planteles de reproducción y a los responsables técnicos de los laboratorios adheridos al Programa, encargados de analizar las muestras. Table Of Contents A list of subunits of the resource. Objetivos Responsabilidades Aspectos operativos Actividades 1. Inscripción de establecimientos 2. Muestreo 2.1. Tipo y cantidad de muestras 2.2. Frecuencia del Muestreo 3. Envío de muestras 3.1. Protocolo de Muestras 3.2. Destino de las Muestras 3.3. Acondicionamiento de las muestras 4. Actividades de los laboratorios 4.1. Diagnósticos 5. Información de resultados 6. Evaluación de los resultados 7. Medidas a adoptar ante una granja positiva 8. Influenza aviar Diagrama de flujo de las actividades del PNSA Diagrama de flujo para la remisión de muestras del PNSA Marcha Bacteriológica para la detección de Salmonellas spp. Senasa Links Enfermedades de las Aves https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/7d21666bb758ec4a17ef37d82e48f4bc.pdf a28a84e4f14121425902b2d3b983c30b Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos para erradicación de foco de fiebre aftosa Publisher An entity responsible for making the resource available Organización Mundial de la Salud Organización Panamericana de la Salud Secretaría de Agricultura, Ganadería , Pesca y Alimentación Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Coverage The spatial or temporal topic of the resource, the spatial applicability of the resource, or the jurisdiction under which the resource is relevant Buenos Aires Abstract A summary of the resource. Indica los procedimientos a seguir ante la menor sospecha de fiebre aftosa. Creación del Sistema Nacional de Emergencia Sanitaria Animal (SINAESA), que debe estar representado por un Comité, sus objsetivos y responsabilidades Date Created Date of creation of the resource. 1998 Fiebre Aftosa https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/70656b7ede7d51131f0603b30a0adf00.pdf 0821478bcb5ba41106b667c26d4b40da PDF Text Text �Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Manual de Procedimientos para la ANEMIA INFECCIOSA EQUINA (AIE) Dr. Marcelo Daniel de la Sota Dirección de Luchas Sanitarias �SENASA Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Av. Paseo Colón 367 C1063ACD Ciudad de Buenos Aires - República Argentina tel. (054) (011) 4331-6041 al 49 y lineas rotativas. website: http://www.senasa.gov.ar Coordinación General Dr. Marcelo D. de la Sota (Dirección Nacional de Sanidad Animal) email.: mdelasot@senasa.gov.ar Responsables de los Contenidos Dr. Marcelo D. de la Sota (Dirección de Luchas Sanitarias) Dr. Raul J. Gonzalez (Programa Enfermedades Equinas) Edición: Lic. Cristina del Llano (Coordinación de Gestión Técnica) Armado y diagramación: Area de Diseño Gráfico. Buenos Aires, agosto de 2005 4 Dirección de Luchas Sanitarias �AUTORIDADES Dr. Jorge Néstor AMAYA Presidente Ing. Carlos CASAMIQUELA Vicepresidente Dr. Jorge Horacio DILLON Director Nacional de Sanidad Animal Dr. Marcelo Daniel de la SOTA Director de Luchas Sanitarias Dr. José Luis ANTONELLI Coordinador General de Campo Manual de Procedimientos de Anemia Infecciosa Equina 5 �INDICE FINALIDAD ........................................................................................................................................................... 11 MANUAL DE PROCEDIMIENTOS PARA LA ANEMIA INFECCIOSA EQUINA (AIE) .......................................... 13 1. Consideraciones Generales ......................................................................................................................... 13 1.1 Importancia económica ....................................................................................................................... 14 2. Etiología ........................................................................................................................................................ 14 3. Descripción ................................................................................................................................................... 15 4. Formas de presentación clinica .................................................................................................................... 15 5. Transmisión de la enfermedad ...................................................................................................................... 16 6. 7. 8. 9. 5.1 Transmisión natural .............................................................................................................................. 16 5.2 Transmisión por el hombre .................................................................................................................. 17 5.3 Otras vías de transmisión .................................................................................................................... 17 Diagnóstico de Laboratorio ........................................................................................................................... 18 6.1 Periodo de ventana para la detección de la enfermedad por medio del test ...................................... 18 6.2 Precisión de los tests diagnósticos y divergencias más frecuentes. ................................................... 18 Proceso Epizoótico ....................................................................................................................................... 19 7.1 Reservorios del virus ........................................................................................................................... 19 7.2 Población hospedadora ....................................................................................................................... 19 Medidas de Prevención y control .................................................................................................................. 20 8.1 Aplicación de las medidas de control y prevención. ............................................................................ 20 8.2 Medidas protectoras en territorios limpios (Países o regiones de países) .......................................... 20 8.3 Medidas en territorios con la enfermedad enzoótica ........................................................................... 21 8.4 Medidas a adoptar ante brotes o hallazgos de reactores positivos al test .......................................... 21 8.5 Procedimientos en predios rurales ...................................................................................................... 22 8.6 Medidas para los ingresos ................................................................................................................... 22 8.7 Procedimientos en los eventos hípicos ............................................................................................... 22 8.8 Procedimientos en los remates ferias .................................................................................................. 23 8.9 Desinfección ........................................................................................................................................ 23 Diagnóstico y Certificación: Procedimientos ............................................................................................... 23 9.1 Extracción y remisión de la muestra .................................................................................................... 23 9.2 Recepción de las muestras ................................................................................................................. 24 9.3 Tiempo de validez de las certificaciones ............................................................................................. 24 10. Procedimiento para la denuncia ................................................................................................................... 24 11. Eliminación de los reactores ......................................................................................................................... 25 REGLAMENTO SANITARIO EQUINO - Res. SAGP y A N° 617/05 .................................................................... 27 �Prefacio El presente manual de procedimientos fue redactado por la Dirección de Luchas Sanitarias, a cargo del Dr. Marcelo de la Sota y el Programa de Enfermedades de los Equidos a cargo del Dr. Raúl González. El mismo cuenta con la revisión de la Comisión Nacional de Enfermedades de los Equinos. �Finalidad El presente manual se dirige principalmente a los Veterinarios privados, sectores interesados en la producción equina y actividades hípicas, y particularmente a vastos sectores rurales que estando cultural y tradicionalmente tan cerca del caballo quedan a veces tan lejos de los conocimientos más elementales para proteger su salud. También va dirigido a las autoridades nacionales, provinciales y municipales locales igualmente responsables y encargadas de emprender acciones sanitarias contra la AIE. En su desarrollo, se pretende reavivar el debate acerca de cual fue el aprendizaje y cuales fueron los defectos u omisiones en el intento de controlar la AIE desde siempre, puntualizando aquello que está al alcance de todos y cada uno para controlarla en todo el país. Seguramente se reiterarán conceptos y se desmitificarán algunas creencias populares sobre la enfermedad que a lo largo de los años sumaron confusión y produjeron alarmas exageradas en aquellos que se enfrentaron o vuelven a enfrentarse con esta enfermedad. Por tanto, centraremos su contenido en los principios de la enfermedad, descripción, pruebas de laboratorio, evaluación de sus resultados, medidas preventivas, atención de sospechas, focos y casos de infección. 11 �Manual de Procedimientos para la ANEMIA INFECCIOSA EQUINA (AIE) 1. Consideraciones Generales Esta enfermedad se encuentra incorporada mediante el Decreto Nº 991 de fecha 14 de marzo de 1969, al grupo de enfermedades a que refiere el artículo 6º del Reglamento General de Policía Sanitaria. Por lo tanto son de aplicación todas las regulaciones previstas en la Ley Nº 3959 de Policía Sanitaria de los animales y su decreto reglamentario, lo que incluye la denuncia obligatoria, la interdicción preventiva ante la presencia de casos y la eliminación de portadores de acuerdo al articulado de las normas específicas para la Anemia Infecciosa. Lo referente a la notificación, vigilancia y seguimiento epidemiológico, análisis de riesgo y emergencias sanitarias, así como los procedimientos que contemplan los aspectos de protección y lucha contra esta enfermedad y los diferentes niveles de responsabilidad de los distintos actores en la misma, se encuentran establecidos en las Resoluciones SENASA N° 422/03 y SAGPyA N° 617/05. Manual de Procedimientos de Anemia Infecciosa Equina 13 �En el país, a pesar de la existencia de normativas oficiales para su control y del esfuerzo colectivo desarrollado por varios sectores en los últimos 35 años, la AIE ha constituido un enigma para muchos propietarios y productores, adquiriendo importancia no solo en relación a pérdidas directas sino también a las limitaciones, necesariamente estrictas, que imponen las exportaciones y el sostenido tráfico del comercio caballar y las actividades ecuestres. Las diferencias en la prevalencia e incidencia de esta enfermedad dependen de diversos factores, como la región geográfica y sus ecosistemas, la densidad de población de équidos y su dinámica regional, también del nivel socio cultural de sus propietarios y consecuentemente la asistencia sanitaria y profesional de los equinos y por ende del conocimiento o no de la enfermedad, muy en especial de las formas de transmisión. Pero básicamente, el cumplimiento responsable de las medidas de prevención y control, ya sean estas las impuestas por la autoridad sanitaria oficial o simplemente las de propia incumbencia y responsabilidad del propietario son definitorias. La morbilidad y la mortalidad vienen determinadas preferentemente por la sensibilidad de la población, es decir, que en los territorios con la enfermedad enzoótica (presente en forma marcada y permanente) predominan los cursos crónicos y latentes, mientras que en regiones limpias o de baja prevalencia pueden prevalecer los cursos graves sobretodo en los primeros brotes de esta enfermedad, tal como aconteció a fines de la década del 60. 1.1 Importancia económica En general, existe la creencia que solo los grandes brotes de enfermedades de los animales, con registros de alta mortalidad, acompañados de cuadros clínicos claros y manifiestos son los que originan cuantiosas pérdidas económicas. La Anemia Infecciosa Equina, en su forma más frecuente de presentación crónica e inaparente, es un claro ejemplo de enfermedad de presentación «poco visible» para el productor, lo que hace posible que, a través de su diseminación insidiosa, solapada y permanente, genere pérdidas regionales por millones de dólares anuales sin que cada productor en particular registre tal magnitud. Esto se expresa mediante el permanente reemplazo y reposición de equinos de trabajo que propone esta enfermedad, y que es lo que provoca tales mermas productivas. Según un estudio realizado en Santa Fe a comienzos de los años 90, en el centro y este de la región ubicada al norte del paralelo 32, el desplazamiento de bovinos provocado por la superpoblación de equinos de trabajo portadores de esta enfermedad – para el cálculo fue considerado que por su bajo rendimiento se requieren para cumplir tareas rurales de dos a tres equinos por uno – era equivalente a 40-50 millones de dólares anuales medidos en kilos de carne bovina. En esta línea de análisis, si bien no existen antecedentes de ponderación económica similares a lo descripto, debiera tomarse en cuenta que en todo nuestro territorio nacional, el equino es aún hoy una herramienta insustituible, no solo formando parte de la cadena de recolección y distribución de una gran variedad de productos pecuarios y agrícolas primarios que de otra forma no llegarían luego a ser bienes contabilizables en el mercado, o al menos lo harían generando mayores costos - sino también en relevantes tareas tales como el control de fronteras o las relacionadas con el desarrollo sociocultural de numerosas poblaciones rurales en las cuales el caballo garantiza la asistencia sanitaria y educativa de sus pobladores. 2. Etiología El virus RNA de la anemia infecciosa pertenece a la familia Retro viridae, incluyéndose entre los llamados lentivirus, caracterizados por una alta tasa de mutación, que por estar genéticamente relacionado con el virus de HIV-SIDA, ha sido motivo de muchas investigaciones en el campo de la medicina humana en los últimos años, en el intento de conocer más en 14 �profundidad aspectos de la estructura molecular y el mecanismo de replicación de estos virus. Se conoce que algunas cepas de AIE matan rápidamente, mientras que otras inducen una enfermedad crónica severa, pero es sabido también que muchas cepas de campo de la actualidad, inducen muy pobres o ausentes signos clínicos de enfermedad tornando compleja su detección si no se recurre a análisis de laboratorio. No obstante, es imperioso asumir que todas las cepas de AIE tienen el potencial genético para enfermar, independientemente que la enfermedad se manifieste clínicamente o no. 3. Descripción La AIE es una enfermedad infecciosa producida por un virus que es exclusiva de caballos, asnos y mulas, de amplia difusión en todo el mundo, que no tiene cura ni vacuna preventiva, caracterizada por una variedad de síntomas relacionados a la anemia, que termina invariablemente en la muerte del animal. La duración del plazo de incubación (tiempo que transcurre entre el ingreso del virus y la aparición de síntomas) es variable, de 5 a 30 días y en oportunidades hasta varios meses. Esto depende ante todo de la cantidad y calidad de la dosis infectante, si bien esto no ejerce ninguna influencia sobre el nivel de gravedad y el posterior curso clínico seguido por la enfermedad. El curso dependerá más de la predisposición y respuesta inmunitaria del animal infectado que de factores debilitadores de la resistencia. Una vez infectado, el equino es portador del virus por el resto de su vida. 4. Formas de presentación clinica Un equino infectado puede evidenciar una de las cuatro siguientes formas: a. Sobreaguda: presentación no frecuente. Es una presentación de infección en la cual el animal muere súbitamente antes de presentar signos clínicos. Solo es detectable posmortem (mediante necropsia y análisis de laboratorio). b. Aguda: Sus síntomas principales son fiebre alta e intermitente, incremento de la frecuencia del pulso, apatía, incoordinación en algunos casos, mucosas de tonalidad entre roja sucia e ictérica (amarillenta) con hemorragias difusas, edemas subcutáneos, y pérdida de condición corporal pese a conservar el apetito. En esta forma el nivel de virus en sangre es muy alto por lo que podrá ser transmitido más fácilmente a otros caballos como se verá más adelante. c. Subaguda a crónica: se mantienen los mismos signos clínicos descriptos para la forma aguda pero de una manera más atenuada, pudiendo ocurrir la muerte del animal luego de una corta agudización de los signos. El equino infectado entra y sale de esta forma clínica hacia la forma aguda o crónica de manera cíclica, presentando períodos de normalidad - la forma inaparente - entre episodios. Este comportamiento cíclico, generalmente dilata la consulta profesional y la imprescindible confirmación del laboratorio; si bien la detección de algún síntoma, como la pérdida de peso y la apatía debieran provocar siempre la sospecha. Los equinos que se encuentran en esta etapa tienen generalmente un nivel más moderado de virus circulante pero constituyen igualmente muy buena fuente de virus. 15 �d. Subclínica o inaparente: solo detectable por medio del test de laboratorio aplicado rutinariamente, es otra forma de presentación muy frecuente de la enfermedad. En esta etapa el caballo luce sano y nadie advierte su enfermedad pudiendo mantenerse así gran parte de su vida. Otros en cambio, regresan a la forma subaguda a crónica a causa de estrés, excesivo trabajo, a otras enfermedades o a parasitosis, a ciertas medicaciones como los corticoides o por la reversión del virus a formas más dañinas dentro del propio organismo del equino. Como conclusión, la forma crónica y la inaparente, con sus «señales» pobres o ausentes, constituyen el verdadero desafío para el control de la enfermedad por constituir el único y verdadero reservorio y fuente de virus para la persistencia de la enfermedad en los rodeos y su propagación territorial. 5. Transmisión de la enfermedad La AIE no es una enfermedad contagiosa, sino una enfermedad infecciosa transmisible. El uso poco preciso de los términos contagiosa o infecciosa, conduce a veces a un exagerado temor a la infección y a la enfermedad y a la justificación de que todo lo que se haga es en vano. Al contrario de lo que muchas veces se cree, y a excepción de la vía intrauterina, la transmisión del virus no se produce por transmisión directa (contagio) de un animal infectado a otro susceptible o sano. Para que el ingreso del virus a un animal sano se produzca, es indispensable que se vehiculice sangre desde un portador en forma mecánica. Desde esta óptica, puede afirmarse entonces que si se controlaran las vías más comunes de vehiculización, la enfermedad es altamente controlable. Las principales vías de transmisión mecánica a las que referimos son básicamente dos, la transmisión natural producida a través de algunas especies de insectos hematófagos y la que provoca la mano del hombre. 5.1 Transmisión natural Se ha comprobado fehacientemente que los distintos tipos de tábanos y moscas «chupadoras» de sangre son transmisores mecánicos del virus. Algunos investigadores citan la probabilidad de que algunas especies de mosquitos lo hagan - en particular los de gran tamaño - pero en menor grado y siempre de manera mecánica. Para que esta forma de transmisión sea posible, es preciso que el acto alimentario del insecto, iniciado sobre un equino portador del virus, quede incompleto por algún motivo (p.e. defensas del animal) debiendo entonces concluir su comida sobre otro equino sano. Según pudo comprobarse, el virus va perdiendo su capacidad infectante en la boca de estos insectos sobreviviendo en ella entre 15 minutos a 4 horas. Por lo tanto, la probabilidad y el grado de transmisión son altos cuando en una población de equinos se dan simultáneamente estas tres condiciones: 16 1. alta carga de tabánidos sobre el lugar (región, época del año, etc.), 2. distancias estrechas entre los equinos (factor que adquiere mucha importancia en lugares de estabulación o de alta concentración), y 3. un nivel infectivo suficiente en la sangre de el/los portador/es, que como fuera dicho es muy alto cuando se presentan síntomas clínicos. Dirección de Luchas Sanitarias �5.2 Transmisión por el hombre Se afirma que el virus puede sobrevivir varios meses a temperatura ambiente en sangre o suero secos infectados. Esta es la razón para afirmar que involuntariamente la mano del hombre es en muchos casos la principal forma de diseminación, y para ello bastará la presencia de tan solo un portador de virus para iniciar una diseminación masiva dentro de un establecimiento. A nivel rural, entre los elementos de uso común con riesgo cierto de vehiculizar el virus, se citan los frenos, espolines, mordazas, cinchas, sudaderas, rasquetas y demás elementos relacionados al equino, cuando sin una buena higiene y desinfección previa, son compartidos por distintos equinos. Es así como estos enseres tan familiares y conocidos para el hombre de a caballo, se transforman en «armas» sanitariamente peligrosas. Son igualmente considerados de alto riesgo, la omisión de cambio de aguja al efectuar tratamientos, vacunaciones o desparasitaciones colectivas, extracciones de sangre y/o las esterilizaciones o desinfecciones imperfectas de agujas, jeringas, sondas gástricas y todo tipo de instrumentos o material punzo cortante utilizado en maniobras quirúrgicas, odontológicas, terapéuticas (infiltraciones), diagnósticas, de identificación (tatuajes), etc... También está descripto en algunos trabajos, que los saches o frascos multidosis (vacunas, vitaminas, terapéuticos, etc.), al ser compartidos por más de un caballo están expuestos a quedar contaminados con el virus, siendo una excelente vía de diseminación. En definitiva, todo aquello que pueda vehiculizar sangre infectada de un portador enfermo (aún estando seca, en la cual según algunos autores el virus persiste varios meses) a un receptor sano, debe ser considerado de alto riesgo. El Servicio Oficial de los Estados Unidos concluye al respecto: «No existe una base científica que justifique el miedo de adquirir la AIE a partir de reactores positivos conocidos, cuando el predio o lugar en donde estos equinos se cuarentenan, respeta 200 yardas (180 metros) de distancia respecto del resto de equinos sanos», agregando «La probabilidad de diseminar y adquirir el virus cuando se mezclan en un predio equinos no testeados (sin diagnóstico de laboratorio), aún cuando solo exista un infectado entre 10.000, es significativamente mayor - probablemente más de un millón de veces - que la proveniente de equinos positivos bien cuarentenados.» En esto reside la importancia de conocer el estado serológico de toda la población mediante un test periódico. 5.3 Otras vías de transmisión En niveles menos frecuentes, se describe la transmisión del virus desde la yegua infectada al potro, aún cuando este aspecto no está absolutamente claro si el contagio tiene lugar por vía intrauterina o post partum a través de la leche materna. También se contempla la posibilidad de contagio por medio del coito, puesto que se ha conseguido la transmisión experimental del virus mediante inyección subcutánea de esperma de un semental enfermo con signos clínicos. Por ser eliminado el virus con excreciones y secreciones, algunos consideran posible la transmisión oral al beber agua o pienso infectados, si bien esta circunstancia únicamente desempeñaría un papel importante si se acompaña de la existencia de microlesiones en la boca o en el tracto digestivo del receptor susceptible que actuarían como puerta de entrada a dosis infectantes suficientes. Manual de Procedimientos de Anemia Infecciosa Equina 17 �6. Diagnóstico de Laboratorio. El cuadro clínico de la enfermedad es como vimos muy variable pero al menos permite la sospecha en muchos casos. Por este motivo, ante la presencia de cuadros febriles, incremento de la frecuencia del pulso, apatía, pérdida de condición corporal aún con apetito conservado, resulta imprescindible la práctica del test diagnóstico específico para descartarla y para esto se han propuesto distintos tests serológicos para la identificación de anticuerpos ya que la detección de los mismos indican invariablemente que ese animal tomo contacto con el virus, en consecuencia ha contraído la enfermedad. La Organización Internacional de Epizootias (OIE) recomienda hasta hoy como método diagnóstico de elección la prueba de inmunodifusión en gel de agar (ID), desarrollada por Leroy Coggins en 1972, por ser la única prueba que descubre con máxima seguridad a los portadores de virus sin manifestaciones clínicas. Este test solo puede ser realizado por laboratoristas de la Red Oficial de Laboratorios para lo cual los técnicos son entrenados y evaluados periódicamente en su competencia para integrar la misma. La lista y ubicación geográfica de estos laboratorios con la nómina de los profesionales autorizados a extender certificaciones, es actualizada y difundida bimestralmente por el servicio oficial para conocimiento de los usuarios. En la actualidad existen otras pruebas (Tests de ELISA) con ventajas y desventajas respecto del Test de Coggins (ID), no obstante sigue siendo éste último el requerido para las campañas oficiales en los diversos países y para el comercio internacional. Si el resultado del test de Coggins es claramente positivo en los équidos adultos, el diagnóstico se considera confirmado, independientemente de la ausencia o existencia de signos clínicos y de cuál sea la gravedad de los mismos, y aun cuando existan indicios presuntivos de estarse desarrollando además otras patologías no infecciosas. 6.1 Periodo de ventana para la detección de la enfermedad por medio del test El llamado efecto «ventana» de una enfermedad es el período comprendido entre el momento en que se produce la infección o ingreso del virus al organismo y la probabilidad cierta de que el test diagnóstico de laboratorio detecte los anticuerpos como para dar un resultado positivo, confirmando de esta forma la condición de portador. Este período es para la AIE de 1 a 3 o más meses. En razón de lo dicho, es que para confirmar un diagnóstico negativo, se recomienda que siempre se ratifique esa condición mediante otra prueba efectuada a los 60 días de la primera, sobretodo cuando se incorporan nuevos equinos a una población controlada. Es decir que antes de incorporarlos definitivamente al predio, se los mantenga separados del resto de la población residente hasta conocer el resultado de esta prueba confirmatoria. Durante este período se pondrá especial cuidado en prevenir las formas potenciales de transmisión vistas arriba. Esta particularidad de la enfermedad también explica porque en la reglamentación para los controles de tránsito y de ingreso y permanencia a concentraciones, se haya adoptado el plazo de 60 días como el período aceptable dentro del cual todo equino, que se traslada o que asiste o permanece en lugares de alta concentración, debe estar certificado con resultado negativo por un laboratorio habilitado por el SENASA. De esta forma se apunta a minimizar el riesgo y la probabilidad de diseminación a través de los portadores. 6.2 Precisión de los tests diagnósticos y divergencias más frecuentes. No siempre en el laboratorio pueden obtenerse resultados precisos. Algunas veces ocurren discordancias como resultado de diferencias de test a test, por ejemplo: entre la técnica de ID y la de ELISA, de un laboratorio a otro, de lectura a lectura usando el mismo método y 18 �realizándolo en el mismo laboratorio, o entre dos muestras de un mismo animal. Esto puede suceder en presencia de muestras de sangre que están cerca del límite técnico que tienen las pruebas en si mismas para poder detectar los anticuerpos, a diferencias relacionadas a un fenómeno biológico o simplemente a diferencias en el desempeño humano. La razón biológica de divergencia más frecuente es que el equino en cuestión tenga muy bajos niveles de anticuerpos contra el virus de AIE. El equino puede haber estado recientemente expuesto y recién está comenzando a producir anticuerpos. Otras veces, los portadores inaparentes tienen un nivel consistentemente bajo de anticuerpos contra el virus de AIE, lo que sugiere un bajo nivel de replicación viral y una baja estimulación. Afortunadamente, este tipo de reacciones se observan en muy baja proporción, pero en ambos casos el resultado final es el mismo: el nivel de anticuerpos es tan bajo que la reacción de la prueba escapa a la detección de algunos de los tests de rutina o es de difícil o débil lectura. La presentación de resultados débilmente positivos en el test de Coggins pueden presentarse: 1. En potros sanos que vehiculizan todavía anticuerpos maternos persistentes. Un segundo análisis realizado 2 meses después del destete arrojará resultado claramente negativo. 2. En équidos infectados que están aún en período de incubación. En este caso el segundo análisis efectuado 30-60 días después arrojará resultado claramente positivo. 3. En animales con la infección latente. El segundo análisis da por lo regular el mismo resultado débilmente positivo. En el procesamiento del test y en el reporte de resultados, pueden ocurrir errores humanos en múltiples aspectos. Primero, podría haber ocurrido un error técnico en el procesamiento de la muestra. Por ejemplo, en el test de ID, errores en la preparación del agar y placas y el uso de sacabocados más pequeños que los recomendados, o el lavado de los «wells» para ELISA, pueden dar resultados incorrectos. Segundo, el técnico puede sentirse incómodo o poco dispuesto para interpretar y reportar como positiva una muestra con una reacción a la ID muy débil. Tercero, puede ocurrir una pérdida en la integridad de la muestra por contaminación o mal rotulado. No obstante lo dicho, las falsas reacciones negativas en el test de AIE son extremadamente raras y además puede afirmarse que el impacto de estos equinos diagnosticados como falsos negativos es considerado significativamente bajo con respecto a los cientos de miles que nunca han sido testeados. 7. Proceso Epizoótico 7.1 Reservorios del virus El virus está muy adaptado a los équidos y tiene como reservorio única y exclusivamente a las poblaciones equinas infectadas. Independientemente de que la enfermedad se manifieste clínicamente o no, está presente en todo portador del virus - por tanto positivo al test siendo de esta forma una potencial fuente de diseminación por las vías de transmisión vistas. 7.2 Población hospedadora El hecho de que en los territorios enzoóticos, casos con la forma aguda se presenten con menor frecuencia que la enfermedad latente o inaparente, no puede atribuirse, por consiguiente, a la falsa creencia de que un gran número de animales superaron la enfermedad. 19 �Todos los solípedos son igualmente susceptibles, independientemente de cuál sea su especie, raza, edad o sexo. Una vez infectado el animal susceptible, en virtud de la persistencia típica de este lentivirus, el équido, a pesar de generar anticuerpos, se convierte en un portador de virus por el resto de su vida. En la infección natural, tanto en la enfermedad clínica como en la latente, los anticuerpos formados no garantizan ninguna protección inmunitaria, por lo que los animales infectados pueden enfermar gravemente y morir al cabo de meses o años, tras largos períodos asintomáticos. Por esto, hasta el presente, no ha sido posible disponer de una vacuna eficaz, ni de una terapia efectiva. 8. Medidas de Prevención y control Vistas las características de la enfermedad, todas las medidas preventivas y de lucha y control que se aplican en los distintos países del mundo, se concentran en: a) La detección de los portadores mediante el test diagnóstico de laboratorio. b) La eliminación de los mismos, mediante sacrificio o envío a faena. El objetivo de lo expresado es evitar la difusión territorial del virus y el incremento de equinos portadores. El sostenimiento de este sistema, permite en algunos casos y regiones que, en condiciones ecológicas favorables y con la participación responsable y activa de todos los actores ligados al caballo y al ámbito rural y ecuestre, pueda ser controlado o erradicado paulatinamente. Si bien son conceptualmente iguales, las medidas de prevención pueden ser modificadas según se hable de países o regiones libres de la enfermedad, o de territorios con presencia enzoótica de la misma, pudiéndose en éstos territorios diferenciar a su vez zonas o regiones según el nivel de prevalencia de la enfermedad. 8.1 Aplicación de las medidas de control y prevención. Puede decirse de manera general que respecto a la implementación de estas medidas, las acciones de control están más relacionadas con la aceptación y aplicación de las reglamentaciones establecidas por la autoridad sanitaria, y las acciones de prevención recaen en manos de productores y propietarios, siendo por lo tanto de su propia y exclusiva responsabilidad el disponerlas en defensa del patrimonio propio o de terceros. En este sentido, para el éxito en el control de la enfermedad debe sumarse al accionar de las entidades oficiales, la participación imprescindible del usuario mediante el conocimiento y cumplimiento de las normas, el requerimiento de asesoramiento técnico profesional privado, y la aceptación y aplicación responsable de las medidas y recomendaciones que son de su exclusiva competencia. 8.2 Medidas protectoras en territorios limpios (Países o regiones de países) Cada importación o ingreso de solípedos al país o región libre exigirá en origen un certificado oficial en el que se haga constar que no más de 5 días antes de efectuar el embarque o transporte: 20 1. Los animales no presentaron signos clínicos de la enfermedad. 2. Los animales permanecieron como mínimo durante los 3 meses últimos en su establecimiento de origen. 3. Los animales arrojaron resultado negativo al test de Coggins realizado 30 días antes de su embarque o egreso. Dirección de Luchas Sanitarias �4. Los animales que ingresan para permanecer corto tiempo en el país o región (exposiciones y concursos hípicos) también cumplirán los tres requisitos precedentes. 5. Los que vayan a quedarse definitivamente en el país o región limpia se someterán posteriormente a su arribo, a una cuarentena de 30 días como mínimo, debiendo presentar un segundo test negativo confirmatorio realizado a los 60 días del efectuado en origen para que se autorice su ingreso definitivo. 8.3 Medidas en territorios con la enfermedad enzoótica Marco general Además de la denuncia obligatoria, desde 1979 existe en la República Argentina la obligación oficial de certificar con un test negativo no sólo a todos los équidos que traspasen las fronteras del país y a los destinados a la producción de sueros, sino también a todo équido que se traslade o que ingrese y/o permanezca en concentraciones a los que asisten equinos desde diversos orígenes. Si bien la legislación no contempla la obligatoriedad de realizar pruebas de control dentro de los predios en la medida que no se registren egresos desde los mismos, para mantener predios controlados las recomendaciones técnicas establecidas desde los comienzos de la campaña de lucha, y de aplicación voluntaria, son los mismos: 1. Realizar uno o dos test anuales en poblaciones estables de manera sistemática, en especial en zonas, o luego de temporadas de alta carga de insectos. 2. Establecer cuarentenas internas para los ingresos de nuevos equinos, reconfirmando la condición de negativos de los ingresantes a los 30-60 días posteriores y recién allí incorporarlos definitivamente al predio. 3. Garantizar el buen manejo de las posibles fuentes de transmisión descriptas anteriormente (material descartable, intercambio de enseres, desinfección, etc.). Como fuera dicho, la realización del test solo puede ser efectuada en laboratorios habilitados de la Red Oficial, quienes para su habilitación y mantenimiento en la Red, son previamente entrenados y luego evaluados periódicamente por el servicio oficial. 8.4 Medidas a adoptar ante brotes o hallazgos de reactores positivos al test Es única responsabilidad del propietario o responsable que ante animales clínicamente enfermos o inaparentes con resultado positivo al test de Coggins, proceda a: i) separarlos inmediatamente del resto, ii) efectuar la denuncia y iii) eliminarlos, por sacrificio inmediato en el lugar a los sintomáticos o con marcado a fuego y posterior remisión a faena. Una vez confirmado el diagnóstico, está contraindicado todo tipo de tratamiento, ya que vale recordar que el animal positivo, es un animal infectado, y se convierte en portador y reservorio del virus toda su vida, convirtiéndose en una potencial fuente de diseminación de la enfermedad sino se evitan las vías mecánicas de transmisión. Todo equino que estuvo en contacto con un caso infeccioso de una forma tal que se considera que ha estado considerablemente expuesto y por consiguiente corre el riesgo de contraer la infección, se debe aislar de los demás caballos y ser sometido a control clínico y serológico. Siempre que se presente esta enfermedad, se llevará a cabo una adecuada lucha contra los insectos y se acentuará la prevención de diseminación descripta para las formas de transmisión por la mano del hombre. Manual de Procedimientos de Anemia Infecciosa Equina 21 �8.5 Procedimientos en predios rurales En zonas de baja infección, al ocurrir en los predios hallazgos ocasionales de portadores, se deben eliminar de la población todos los equinos con test positivo; y de manera inmediata los que presenten además manifestaciones clínicas; el resto de los equinos del predio que contactaron con los positivos (sean negativos al test o no testeados), deben ser aislados y remuestreados a los 60 días para su confirmación diagnóstica. De verificarse nuevos hallazgos en éstos lotes, se repetirá el procedimiento tantas veces como sea necesario hasta asegurarse que toda la población es negativa. En los territorios con alta presencia de la enfermedad, se irán constituyendo paulatinamente efectivos de equinos seronegativos, los que deben ser mantenidos a la distancia indicada de 180 metros de la población infectada; estos lotes se protegerán del ingreso del virus con una continuada lucha contra los insectos y un adecuado manejo diferencial de los aperos, arneses y utensilios. Mediante la eliminación progresiva de los équidos seropositivos de la población remanente, combinada con el aislamiento y ulterior control de los animales en contacto, se irá reduciendo continuadamente el número de équidos infectados presentes en el territorio, y con ellos los reservorios del virus. Posteriormente, estos predios se manejarán como fue descripto para zonas de baja infección. 8.6 Medidas para los ingresos En forma similar a otras enfermedades infecciosas que afectan a los animales, la responsabilidad de los ingresos de équidos a establecimientos o predios de cualquier índole es exclusivamente de la entidad, del propietario o responsable de los mismos, por lo tanto para prevenir el ingreso de la enfermedad a una población, todo equino que ingrese debiera hacerlo bajo las siguientes condiciones: 1) Con diagnóstico y certificado negativo de origen. 2) Aislamiento del resto de la población estable, un mínimo de 180 metros de distancia (50 metros pueden ser efectivos en épocas o regiones sin tábanos). 3) Verificación de la negatividad mediante dos pruebas consecutivas, separadas una de otra por un intervalo de 30 días entre ambas o al menos una prueba confirmatoria a los 60 días de la fecha de realizada la anterior. 4) Durante la cuarentena, se garantizará el control y el buen manejo de las posibles fuentes de transmisión mecánica descriptas. 8.7 Procedimientos en los eventos hípicos La adaptación de las medidas recién descriptas, dada la gran dinámica de movimiento y estabulación de equinos debe centrarse en: 22 1) Diagnóstico y certificado negativo de origen. 2) Verificación de la negatividad. Se podrá disponer al ingreso la utilización de la prueba rápida de Elisa para los de corta permanencia, y en todos los casos - mayor lapso de tiempo de permanencia o reingresantes al predio – se confirmará la negatividad por test de Coggins. 3) Los que arrojen resultado positivo a ELISA se aislarán de inmediato en un box con protección contra insectos, hasta confirmación por la técnica de inmunodifusión. 4) Hasta conocer el estado serológico de los ingresantes o reingresantes, se garantizará el control y el buen manejo de las posibles fuentes de transmisión mecánica. �8.8 Procedimientos en los remates ferias Los certificados de AIE, deberán ser presentados al ingreso de los equinos a las autoridades sanitarias para su verificación y siempre con anterioridad a la realización de la subasta. Las tropas o équidos que arriben al predio ferial y que no se encuentren amparados por la mencionada certificación, serán considerados de riesgo sanitario, quedando interdictados en el lugar para posteriormente ser remitidos a faena sanitaria. Los certificados que no den cumplimiento a las normas establecidas al respecto, quedarán intervenidos y retenidos por la autoridad oficial independientemente del tiempo que reste para su vencimiento, labrándose las actuaciones correspondientes a efectos de determinar las responsabilidades del caso. Estas tropas o équidos que arriben al predio ferial con estas certificaciones intervenidas, quedarán aislados e interdictados en el predio hasta la realización de una prueba oficial a cargo del remitente. Los licenciatarios, propietarios o responsables de los mercados de concentración (Rosario, Liniers, Córdoba u otros), o de ferias regionales serán responsables de que los equinos que se encuentren o presten servicio en las instalaciones de los mismos cuenten con la certificación de Anemia Infecciosa Equina con diagnóstico negativo con una antigüedad no mayor a sesenta (60) días. 8.9 Desinfección El virus exhibe una marcada resistencia a las influencias físico-químicas, por lo que sólo una limpieza y desinfección escrupulosamente efectuada con un desinfectante en concentración suficiente permiten la destrucción del virus. Para la desinfección química de los instrumentos, primero se debe remover todo resto de suciedad mediante lavado y cepillado y luego sumergirlos en desinfectantes fenólicos por 10 minutos. Cuando la materia orgánica no es removida puede utilizarse clorhexidina o compuestos fenólicos combinados con un detergente. Para la desinfección personal se indican alcohol, hipoclorito de sodio o compuestos yodados. 9. Diagnóstico y Certificación: Procedimientos Es la resultante del conjunto de responsabilidades y tareas compartidas por el responsable, propietario o tenedor del/los equinos que solicita el test, el veterinario acreditado que extrae la sangre e identifica al equino y el laboratorista de la Red Oficial que realiza y lee la prueba serológica específica e informa el resultado. Cada uno de los actores mencionados asume su responsabilidad firmando en los respectivos lugares asignados en el formulario de certificado de Anemia Infecciosa Equina, Libreta Sanitaria o Pasaporte. 9.1 Extracción y remisión de la muestra Las muestras de sangre deben ser extraídas por la autoridad oficial o por un profesional veterinario acreditado oficialmente, siendo su responsabilidad: a. Acompañar a las muestras que remite, con el certificado de AIE, Libreta Sanitaria o Pasaporte aprobados por la autoridad oficial. b. Completar apropiadamente o verificar según se trate, los datos de estos documentos, con especial énfasis en lo referente a la reseña del animal y a la ubicación del equino al momento de extraer la sangre. 23 �c. En caso de verificar que la residencia de los equinos difieren de la consignada en las libretas, acompañará al material remitido de una nota con firma y sello consignando la ubicación de los equinos al momento de la extracción. d. Comunicar al propietario o tenedor del equino sobre los procedimientos y obligaciones a cumplir según las normativas de control vigentes. La sangre se volcará en tubos sin anticoagulante, utilizando rigurosas condiciones de asepsia, y luego las muestras se mantendrán refrigeradas en heladera sin congelar, hasta su remisión al laboratorio seleccionado. 9.2 Recepción de las muestras El laboratorista es responsable de: a. No dar ingreso a ninguna muestra, si el material remitido no viene acompañado de su correspondiente certificado de AIE, Libreta Sanitaria o Pasaporte aprobados por la autoridad oficial. b. No procesar las muestras si la documentación adjunta correspondiente a cada muestra no garantiza el eventual seguimiento oficial ante posibles hallazgos de reactores positivos, en particular: 1. La ubicación de los equinos al momento de la extracción. 2. Los datos del tenedor de los mismos. 3. La correcta identificación de cada equino. 4. La firma y aclaración del veterinario extractor de la muestra y del propietario o tenedor. 5. Cualquier otra irregularidad que impida la actuación oficial ante una denuncia. 6. Certificar solo sobre documentos con modelos aprobados oficialmente. Para facilitar la operatoria, los laboratorios podrán disponer de un formulario de recepción propio donde conste la conformidad del remitente y del laboratorio respecto de la documentación que acompañan a las mismas, número de muestras recepcionadas y su correlatividad con el Nº de certificado o Libreta que acompaña a cada muestra. 9.3 Tiempo de validez de las certificaciones La reglamentación vigente establece la obligatoriedad de realizar el test diagnóstico a los équidos que se encuentren en alguna de las condiciones que siguen: a. Todos los équidos del país que se movilizan, cualquiera sea su origen y destino, con excepción de aquellos con destino final a faena. b. Todos los équidos residentes en lugares de concentración tales como: clubes hípicos, caballerizas, centros de descanso, clubes de campo, countries; hipódromos, cuadreras, centros de entrenamiento o eventos deportivos para la práctica del pato, polo, trote, salto, equitación, prueba completa; espectáculos públicos, domas, jineteadas, desfiles tradicionalistas, marchas; paseos, recreación; o cualquier otra actividad o situación en la que convivan o se reúnan equinos de diversos orígenes. La validez de un resultado negativo, es de 60 días contados a partir de la fecha de extracción de la muestra. 10. Procedimiento para la denuncia Por estar reglamentada la denuncia obligatoria, la misma no es excluyente respecto de quien la formula ante la autoridad oficial, por lo que todo el que esté en conocimiento de la existencia de reactores estará igualmente obligado a realizarla. 24 Dirección de Luchas Sanitarias �No obstante, por ser el hallazgo de un positivo la resultante de responsabilidades compartidas por el tenedor del/los equinos, el veterinario que extrae la sangre y el laboratorista de la Red, el siguiente es el ordenamiento de procedimientos a seguir: a. El laboratorista está obligado a i) comunicar conjuntamente el resultado a la delegación oficial correspondiente a su zona de ubicación y al veterinario extractor, por cualquier medio fehaciente de comunicación (con evidencia documentada y comprobable); ii) retener la documentación que acompañó a la/las muestra/as objeto de la denuncia y iii) hacer entrega o remitir la documentación original al veterinario oficial cuando éste se lo requiera. b. El veterinario actuante notificará de inmediato por cualquier medio fehaciente de comunicación a la delegación oficial regional correspondiente a la localidad en que se encuentra el predio de residencia de los equinos y al tenedor de los equinos en forma conjunta. c. A partir del momento de tomar conocimiento del resultado POSITIVO del examen, es responsabilidad exclusiva del propietario o responsable, el aislamiento e inmovilización de/del los equino/s dentro del predio, hasta la intervención oficial y su posterior eliminación. d. El tenedor podrá optar por realizar una segunda prueba confirmatoria, la que será única y realizada solo en forma oficial, y sin que hayan transcurrido más de VEINTE (20) días corridos de intervalo entre la primera y la segunda extracción y manteniendo al equino en estricto aislamiento. e. De presentarse litigios sobre resultados de pruebas realizadas sobre un mismo equino, solamente se dará por válida y definitiva aquella cuya extracción y diagnóstico sea realizado únicamente por el servicio oficial. 11. Eliminación de los reactores Los equinos con sintomatología de la enfermedad, confirmados con resultado positivo al test, deberán ser sacrificados de inmediato en el lugar de residencia. Los portadores serológicos sin síntomas, se marcarán a fuego con las letras AIE en la tabla del cuello del lado izquierdo y podrán ser remitidos a faena directa en cuyo caso serán marcados además con una letra F en la grupa derecha. Cualquiera de las acciones indicadas deberán ser supervisadas por un funcionario oficial. Manual de Procedimientos de Anemia Infecciosa Equina 25 �REGLAMENTO SANITARIO EQUINO (Res. SAGPyA N° 617/05) Apartados del Anexo II relacionados a la A.I.E. 7.12. Anemia infecciosa Equina 7.12.1. Los équidos que se movilicen con cualquier origen y destino, con excepción de aquéllos destinados a faena, deberán haber sido sometidos al diagnóstico de Anemia Infecciosa Equina, y transitar acompañados con una certificación de Anemia Infecciosa Equina negativa vigente. 7.12.2. Para los casos de importación y exportación de équidos el diagnóstico de Anemia Infecciosa Equina será realizado por la Dirección de Laboratorios y Control Técnico del SENASA o por el organismo oficial o laboratorio de Red que autorice la Dirección Nacional de Sanidad Animal del SENASA. 7.12.3. Todo équido clínicamente enfermo y/o sospechoso de padecer Anemia Infecciosa Equina deberá ser inmediatamente aislado del resto de los equinos hasta tanto se confirme la enfermedad por medio del diagnóstico de Anemia Infecciosa Equina. En équidos con sintomatología clínica sospechosa de Anemia Infecciosa Equina, un diagnóstico 27 �serológico negativo solamente se interpretará como tal, cuando hayan transcurrido VEINTE (20) días desde la aparición de los primeros síntomas. Vencido este plazo se deberá realizar un segundo diagnóstico serológico. 7.12.4 La certificación con resultado negativo de Anemia Infecciosa Equina será la resultante del conjunto de las tareas realizadas por el responsable del equino, el veterinario que extrae la sangre a analizar y el laboratorista que realiza la prueba serológica y consigna el resultado, debiendo firmar todos en los respectivos lugares asignados en el formulario de certificado de Anemia Infecciosa Equina o Libreta Sanitaria Equina. 7.12.5 La validez del certificado de Anemia Infecciosa Equina en todos los casos será de SESENTA (60) días corridos a partir de la fecha de extracción de la muestra de sangre. 7.12.6 El diagnóstico positivo en un potrillo al pie de la yegua madre, la cual es también positiva, será considerado como tal luego que el potrillo sea destetado y se efectúen DOS (2) pruebas realizadas con un intervalo de SESENTA (60) días corridos entre ellas. Si el resultado POSITIVO subsiste, el potrillo será considerado infectado con el virus de la Anemia Infecciosa Equina. 7.12.7 Todo équido confirmado como reactor positivo, será marcado a fuego con las letras AIE, de DIEZ (10) centímetros de altura y QUINCE (15) centímetros de ancho, en el cuello, del lado izquierdo. 7.12.8 Los équidos con diagnóstico positivo y con sintomatología de Anemia Infecciosa Equina deberán ser sacrificados con intervención de la Dirección Nacional de Sanidad Animal dentro de las CUARENTA Y OCHO (48) horas de haber recibido la comunicación por parte del veterinario actuante. En todos los casos que el equino evidencie sintomatología de Anemia Infecciosa Equina, el veterinario actuante lo hará constar en la documentación que, conjuntamente con el material, se envíe al laboratorio. 7.12.9 Los équidos con diagnóstico positivo a Anemia Infecciosa Equina y sin sintomatología de Anemia Infecciosa Equina (portadores inaparentes), deberán en todos los casos ser aislados y posteriormente eliminados por sacrificio en el lugar donde se encuentran o por remisión a faena, en cuyo caso se deberán marcar a fuego previamente con las letras AIE, de DIEZ (10) centímetros de altura y QUINCE (15) centímetros de ancho, en el cuello, del lado izquierdo, y ser despachados según el régimen vigente de remisión de équidos a faena. 7.12.10 El aislamiento de los reactores o cuando se sospeche que la enfermedad que aqueja al equino es Anemia Infecciosa Equina y hasta tanto no se cuente con el resultado del diagnóstico de laboratorio, se efectuará cumpliendo con las siguientes pautas: 7.12.10.1. Se lo aislará debiendo encontrarse separado por lo menos TRESCIENTOS (300) metros de otros équidos, si se encuentra en el campo. 7.12.10.2. El aislamiento de los équidos reactores será permanente, no pudiendo salir bajo circunstancia alguna de ese lugar hasta su eliminación por sacrificio o remisión al frigorífico. 7.12.10.3. Se evitará todo intercambio de jeringas, útiles de aseo, enseres de monta, recipientes de alimentación, termómetros u otros objetos entre equinos enfermos o sospechosos y equinos sanos, salvo una adecuada y esmerada esterilización. 7.12.10.4. Se evitará el acercamiento de insectos al enfermo y a los lugares de alojamiento de los sospechosos. 7.12.11 Ante el hallazgo de UN (1) resultado positivo, el lugar o predio de residencia del reactor quedará interdictado, procediéndose al sangrado y diagnóstico de la totalidad de las existencias cuando éstas sean menores al número de DIEZ (10) équidos, y del DIEZ (10) por ciento de las existencias en forma aleatoria por encima de esta cifra. 28 Dirección de Luchas Sanitarias �7.12.12 De registrarse UNO (1) o más resultados positivos en los muestreos indicados en el numeral anterior, el propietario o responsable del predio quedará obligado al saneamiento total de las existencias equinas, manteniéndose la interdicción del predio hasta su cumplimiento y siendo los costos emergentes del mismo a su cargo. 7.12.13 Ante un resultado positivo el propietario o responsable del équido podrá optar únicamente por un segundo diagnóstico bajo los requisitos que se detallan: 7.12.13.1 El propietario del animal deberá manifestar al veterinario de la Dirección Nacional de Sanidad Animal del SENASA dentro de las CUARENTA Y OCHO (48) horas de tomado conocimiento del primer diagnóstico, su decisión de realizar el segundo diagnóstico. 7.12.13.2 Esta segunda prueba – la extracción de la muestra y el diagnóstico oficial – tendrá carácter definitivo y será realizada exclusivamente por personal del SENASA. 7.12.13.3 Entre el primer y segundo diagnóstico no podrán transcurrir más de VEINTE (20) días de intervalo. 7.12.13.4 Aislamiento total del equino dentro del predio en un lugar autorizado por la Dirección Nacional de Sanidad Animal. 7.12.13.5 El Veterinario Oficial procederá a la extracción de la muestra de sangre, y la remitirá al laboratorio oficial. Todos los costos emergentes serán a cargo del propietario. 7.12.13.6 La remisión de la sangre deberá hacerse en la forma indicada en el presente reglamento e irá, asimismo, acompañada con la ficha de identificación. 7.12.13.7 En caso de repetirse el diagnóstico positivo, el Veterinario Oficial actuante deberá proceder a la marcación del animal, dentro de un plazo no mayor de CUARENTA Y OCHO (48) horas. 7.12.14 Los laboratorios que elaboren productos biológicos medicinales de origen equino, tanto para uso humano como animal, deberán utilizar únicamente equinos libres de Anemia Infecciosa Equina. 7.13. Laboratorios de A.I.E - Registro de pruebas efectuadas 7.13.1 El laboratorio llevará el registro de la totalidad de las pruebas diagnósticas de Anemia Infecciosa que efectúe, incluyendo las repeticiones de pruebas y las que se efectúen sin requerimiento de certificación (relevamientos), de tal forma que exista correspondencia entre la cantidad de dosis provistas y declaradas por el Laboratorio proveedor de cada equipo diagnóstico y el número de dosis utilizadas. 7.13.2 Los laboratorios deberán contar con un libro foliado, rubricado indistintamente por personal autorizado dependiente de la Dirección Nacional de Sanidad Animal o de la Dirección de Laboratorio y Control Técnico del SENASA, cuyas medidas mínimas sean de VEINTIDOS (22) por TREINTA (30) centímetros, y en el cual deberán constar los siguientes datos: 7.13.2.1 En su primer hoja: nombre del laboratorio, nombre del director técnico, código de habilitación otorgado, domicilio, localidad, partido o departamento y distrito correspondiente a la oficina local de la Dirección Nacional de Sanidad Animal al cual corresponde. 7.13.2.2 En las hojas subsiguientes se reproducirá el modelo de registro según se detalla en el Anexo III . 7.13.2.3 En los casos en que se utilicen registros informáticos, las planillas deberán respetar el modelo mencionado y sus impresiones deberán quedar adheridas firmemente sobre las hojas respectivas del libro foliado. Manual de Procedimientos de Anemia Infecciosa Equina 29 �7.13.3 7.14 Los laboratorios obligatoriamente remitirán esta información en los términos descriptos en forma mensual a la Dirección de Luchas Sanitarias. Manejo de la certificación y del estampillado 7.14.1 La totalidad de los resultados diagnósticos que se vuelquen en los certificados y Libretas Sanitarias oficiales, además de la firma y sello del Director Técnico, llevarán adherida la estampilla oficial con el autoadhesivo provisto en el equipo diagnóstico. 7.14.2 Cuando se utilice el formulario de certificación, sus TRES (3) hojas deberán firmarse en forma hológrafa, por el profesional acreditado que remite la muestra, por el propietario, tenedor o responsable del equino y por el Director Técnico del Laboratorio, prescindiendo del uso de carbónicos u otros mecanismos de duplicación. 7.14.3. En caso de requerirse en una misma muestra la repetición de una prueba diagnóstica, las estampillas correspondientes a las dosis utilizadas deberán quedar adheridas en el libro foliado en la columna correspondiente a Nº de certificado o libreta. 7.14.4. Se procederá de igual modo al descripto en el numeral anterior cuando se realicen pruebas que no demanden certificación (relevamientos). 7.15. Comercialización y utilización del antigeno Anemia Infecciosa Equina. 7.15.1. Los laboratorios de la Red habilitados para efectuar las pruebas de Anemia Infecciosa Equina deberán llevar un archivo que contendrá los remitos y facturas de compra de los equipos diagnósticos. 7.15.2. Las cajas o estuches que contengan al antígeno de Anemia Infecciosa Equina, llevarán en un superficie una parte fácilmente removible (troquelada, perforada) en la que conste el nombre comercial del producto, número de serie o lote y cantidad de dosis diagnósticas. 7.15.3. Acompañando a la presentación comercial del producto se incluirán en su interior las estampillas oficiales, numeradas del UNO (1) al número total de dosis contenidas en el envase; y en cada una de ellas, el número de serie o lote y la fecha de vencimiento, conforme lo establecido por la Resolución Nº 118 del 4 de febrero de 1994 del exSERVICIO NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL. 7.15.4. Cada titular de Certificado de Uso y Comercialización -importadores o elaboradores- y cada comercializador inscripto llevará un archivo en el que consten en forma completa los documentos de compra y venta, o de venta, del antígeno de Anemia Infecciosa Equina, según corresponda en cada caso. 7.15.4.1. La documentación debe ser conservada hasta DOS (2) años después de realizada cada operación. A los fines de su auditoria oficial debe obrar copia de cada documento tanto en el archivo del emisor del mismo (documento de salida o venta) como del receptor (documento de entrada o compra). 7.15.4.2. El documento a archivar será la factura o, en su defecto, el remito que documenta el movimiento del antígeno de Anemia Infecciosa Equina entre partes. 7.15.4.3. La Documentación Comercial del movimiento del antígeno de Anemia Infecciosa Equina será archivada en el domicilio legal de cada operador (lugar formal de auditoría). 7.15.4.4. Unicamente se podrán efectuar ventas desde los laboratorios elaboradores o importadores a los Laboratorios Habilitados de Red. 30 �7.15.4.5. Prohíbese la venta a cualquier lugar o persona no habilitada y registrada oficialmente para efectuar diagnósticos 7.15.4.6. La información que deben conservar los Laboratorios Habilitados de Red será un archivo, el que contendrá, por un lado, los remitos o facturas de compra del antígeno de Anemia Infecciosa Equina y, por otro, el libro foliado con el detalle de la utilización de las dosis diagnósticas de los equipos adquiridos. 7.15.4.7. Los laboratorios elaboradores o importadores deberán informar mensualmente a la Dirección Nacional de Sanidad Animal el número total de equipos comercializados a sus clientes con el detalle de las facturas o remitos, según corresponda,. 7.15.4.8. Además de la remisión mensual indicada en el punto precedente, toda la información descripta debe conservarse ordenada cronológicamente y a disposición del personal del SENASA a los fines de la auditoría oficial del sistema. 7.15.4.9. La Dirección Nacional de Sanidad Animal comunicará mensualmente a los laboratorios titulares de Certificados de Uso y Comercialización la nómina de las altas, bajas y suspensiones de laboratorios de la Red, con la identificación de sus Directores Técnicos, a efectos de la programación de sus ventas. Ante la detección de cualquier incumplimiento en el funcionamiento del sistema, el SENASA podrá suspender el Certificado de Uso y Comercialización del producto que corresponda. La conservación de documentos para auditoría oficial del sistema y el flujo de información para auditoria interna es responsabilidad del titular del Certificado de Uso y Comercialización. 31 �32 Pour On Baño Cumafos SANUVET 10 SIPERKINA 91217 93206 FAEVE S.A. VETANCO S.A. AGROINSUMOS S.A. TRINSEC POUR-ON VETANCID POLVO WARBICIDE POUR-ON 98262 92186 93128 (*) ANTES DE USAR, LEA LAS INSTRUCCIONES Y CONSULTE SIEMPRE A SU VETERINARIO DE CONFIANZA. Cipermetrina Cipermetrina Pour On Espolvoreo Ambiental Pour On Pour On Cipermetrina BURNET SACIFIA TEHUELCHE POUR-ON 92491 Cipermetrina, BOP.,diclorvós Pour On OVER Pour On Cipermetrina OVER SYNECTO PLUS POUR-ON Aspersión Animal Pour On Pour On Aspersión Amb y animal Aspersión Amb y animal Pour On Aspersión Animal Pour On Aspersión Amb y animal Tópica SYNECTO MAX A.R. POUR-ON Cipermetrina Tópica Aspersión Amb y animal 97252 Cipermetrina, Carbaril,BOP Cipermetrina Cipermetrina Asimetrina Cipermetrina Cipermetrina Cipermetrina Cipermetrina Carbaril Carbaril Triclorfón, Diclorvós Cipermetrina,Diclorvós Pour On 90176 OVER POUR ON BIOTENK 93202 SYNECTO ASPERSION BIOGENESIS S.A. PIRETRAL 92432 90175 BIOTENK S.A. BROUWER S.A. PIRETRAL POUR-ON 92492 OVER FAEVE S.A. OPIGAL 50 87001 DELENTE LABORATORIOS FAEVE S.A. MOSCASIN POUR-ON 93183 STOP FLY IND. QUIMICAS ALMIDAR LUVUCIT 90248 SUPER SYNECTO POUR-ON ANUBIS S.R.L. LER CHAMPU MEDICADO 93335 95341 Deltametrina LAB.LER S.R.L. HOECHST ROUSSEL VET S.A. INSECTICIDA RURAL 82642 93432 Tópica Pour On Diclorvós,Malatión BIOGENESIS S.A. JOHN MARTIN S.R.L. GALMETRIN PLUS POMADA 87504 Cipermetrina Tópica BROUWER S.A. DERRAMIN Tópica 88234 Cialotrina Pirimifós VON FRANKEN SAIC Cipermetrina,DDVP SCHERING PLOUGH S.A. CURABICHERAS PIRETROIDE Aspersión Animal Pour On Pour On DKL 5 CURABICHERA LIQUIDO Diazinón Cipermetrina Cipermetrina Tópica y Ambiental Aspersión Amb y animal 82799 NOVARTIS ARGENTINA S.A. CLIK 600 ASPERSION 1805 Diclorvós Cipermetrina 87313 INSTITUTO SAN JORGE BAGO PHARMAVET DE CASTAÑO SRL CIPERSIX CIPERVET POUR ON 96162 BIOGENESIS S.A. 87595 ALSI QUIMICA SANITARIA CIOVAL CIPERKILL 86368 BOX 92376 80246 Tópica Pour On Triclorfón Cipermetrina ALLIGNANI HNOS S.R.L. LOPEZ VILLANUEVA Y ASOC. BICHOLUZ RIO DE JANEIRO 82488 Pour On PROAGRO S.A. Cipermetrina BAYER ARGENTINA SA ASUNTOL LIQUIDO BICHERON POUR ON 1544 96016 Pour On Cipermetrina BIOGENESIS S.A. ACIENDEL Cipermetrina BIOGENESIS S.A. ACIENDEL 87595 VIA DE ADMINISTRACION 0080/E COMPONENTES EMPRESA PRODUCTO CERTIFICADO PRODUCTOS REPELENTES DE INSECTOS HEMATOFAGOS INDICADOS EN EQUINOS (*) �REGISTRO DE PRUEBAS DIAGNOSTICAS DE ANEMIA INFECCIOSA EQUINA EFECTUADAS EN LABORATORIOS DE RED OFICIAL Para volcar datos en el libro foliado y remisión mensual de la información a la Dirección de Luchas Sanitarias AL COMENZAR CADA EQUIPO DE DIAGNOSTICO Marca ............................................................. N° de Serie Estampillas Nros. de ......................................................... ......................................... Fecha de Compra .............../......................................./.............. a N° de Dósis ................................ ..................................... Factura/Remito N° ..................................................... DATOS A COMPLETAR Prueba N° Fecha de Ingreso Remitente Origen de la Muestra Resultado Certificado/ Libreta N° .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................ .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................ .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................ .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................ .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................ RESPONSABLE Lugar ................................................................................................ .................................................. Firma y Sello Fecha C.244 .............../......................................./.............. .............................................................................. Aclaración 33 �N° Colegio de Veterinarios de la Provincia de: 000000000 Fecha: ............../................./ ................... IDENTIFICACION Nombre del Equino: .................................................................................. Edad: ......... DISEÑO DE MARCA A FUEGO Identificación Individual: ........................................................................ Sexo:............ Raza o Tipo:..................................................................... Pelo: .................................. Padre: ..........................................................Madre:.......................................................... PROPIETARIO Apellido y Nombre:.......................................................................................................... RENSPA N°: ....................................................... Domicilio: Calle: ........................................................................................................... N°:........................ Localidad: ....................................................... Partido o Dto.: ..................................................................... Los datos consignados son verídicos, corresponden al equino y se ajustan a la realidad Prov.:.............................................................. ...................................... Firma del Propietario CERTIFICACION DE LA EXTRACCION DE LA MUESTRA Fecha de Extracción: ........./....................../.............. La Muestra se Encuentra Identificada con: ............................... Fecha de Remisión: ........./....................../.............. Equino CON SINTOMAS Equino SIN SINTOMAS Lugar de Extracción: Calle: ................................................................................................................................... N°:........................ Localidad: ....................................................... Partido o Dto.: ...................................................... Prov.:.............................................. Responsable de la Extracción: Doctor................................................................................................ MP N°:....................................... Acreditación SENASA N°: ..................................................... Los datos consignados son verídicos, corresponden al equino y se ajustan a la realidad. Los datos de filiación se encuentran correctamente transcriptos, sin tachaduras ni enmiendas ...................................... Firma y Sello del Profesional CERTIFICACION DEL DIAGNOSTICO Laboratorio donde se efectuó el análisis:.............................................................................................................. Red N°:..................... Diagnóstico Positivo Negativo FECHA DE RESULTADO ........./....................../.............. Pegar el stiker correspondiente a la prueba, en este lugar. ......................................................... Lugar de Expedición Vencimiento ........./....................../.............. Expedición ........./....................../.............. ...................................... Firma Laboratorista Certifico el resultado del análisis del equino cuya filiación figura en este documento MP N°: .......................... C247 35 �INTERVENCION SENASA FECHA MOTIVO LUGAR FIRMA .............................................................................................................................................................................................................................. .............................................................................................................................................................................................................................. .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. INTERVENCIONES SERVICIO VETERINARIO PRIVADO ACREDITADO FECHA MOTIVO LUGAR FIRMA .............................................................................................................................................................................................................................. .............................................................................................................................................................................................................................. .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. .............................................................................................................................................................................................................................. ............................................................................................................................................................................................................................. 1 - En los formularios estará dibujada la silueta de un équido, con DOS (2) perfiles, derecho e izquierdo. Entre ambos la cabeza, cuello y pecho, de frente; también estarán los perfiles izquierdo y derecho de los miembros y los mismos vistos de atrás. 2 - La individualización de todo equino que requiera certificación diagnóstica específica de Anemia Infecciosa Equina, deberá efectuarla el veterinario que extraiga la sangre para exámen, con el equino a la vista, cumplimentando la documentación identificatoria correspondiente. 3 - Para una correcta identificación el veterinario actuante acreditado deberá consignar la totalidad de las señas particularas, como ser: remolinos, manchas, cicatrices, pelos blancos, marcas a fuego, pelaje, edad, etcétera, todo ello correctamente ubicado, remitiendo luego al laboratorio los TRES (3) ejemplares conjuntamente con la muestra de sangre contenida en un tubo identificado con una faja de seguridad. 4 - Para dar ingreso a las muestras deberá verificarse que los datos que figuran en el certificado que acompaña la muestra, estén completados en su totalidad, y rubricados por el veterinario que extrae la muestra con sello aclaratorio. 5 - Deberá mantenerse en archivo por un lapso no menor a UN (1) año y en el orden en que fueron expedidos, los duplicados de los certificados, los que deberán ser presentados al personal del SENASA, cuando este lo requiera. 6 - Los certificados deberán ser firmados, tanto por el profesional que remite la muestra como por el Director Técnico del laboratorio en forma ológrafa, prescindiendo del uso de carbónicos u otros mecanismos de duplicación. 7 - El laboratorio deberá llevar registro de la totalidad de las pruebas diagnósticas Anemia Infecciosa Equina, sean estas para la extensión de los certificados diagnósticas o de relevamientos a establecimientos que no la requieran. 8 - En caso de que el diagnóstico sea POSITIVO, el laboratorio lo comunicará al veterinario actuante, reservándose para sí el triplicado. El original y el duplicado los remitirá de inmediato a la Oficina Local del SENASA. 8.1 - Los formularios duplicados y triplicados no tendrán valor como certificación. 8.2 - En caso de extravío del formulario, se podrá solicitar una copia, en la que deberá constar tal carácter. 8.3 - Los certificados deberán ser confeccionados con tinta o cualquier material inalterable y no presentar raspaduras ni enmiendas. 36 �� Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de Procedimientos para la Anemia Infecciosa Equina (AIE) Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2005 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección de Luchas Sanitarias Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0037 Abstract A summary of the resource. El presente manual se dirige principalmente a los Veterinarios privados, sectores interesados en la producción equina y actividades hípicas, y particularmente a vastos sectores rurales que estando cultural y tradicionalmente tan cerca del caballo quedan a veces tan lejos de los conocimientos más elementales para proteger su salud. También va dirigido a las autoridades nacionales, provinciales y municipales locales igualmente responsables y encargadas de emprender acciones sanitarias contra la AIE. En su desarrollo, se pretende reavivar el debate acerca de cual fue el aprendizaje y cuales fueron los defectos u omisiones en el intento de controlar la AIE desde siempre, puntualizando aquello que está al alcance de todos y cada uno para controlarla en todo el país. Seguramente se reiterarán conceptos y se desmitificarán algunas creencias populares sobre la enfermedad que a lo largo de los años sumaron confusión y produjeron alarmas exageradas en aquellos que se enfrentaron o vuelven a enfrentarse con esta enfermedad. Por tanto, centraremos su contenido en los principios de la enfermedad, descripción, pruebas de laboratorio, evaluación de sus resultados, medidas preventivas, atención de sospechas, focos y casos de infección. Table Of Contents A list of subunits of the resource. FINALIDAD MANUAL DE PROCEDIMIENTOS PARA LA ANEMIA INFECCIOSA EQUINA (AIE) 1. Consideraciones Generales 1.1 Importancia económica 2. Etiología 3. Descripción 4. Formas de presentación clinica 5. Transmisión de la enfermedad 5.1 Transmisión natural 5.2 Transmisión por el hombre 5.3 Otras vías de transmisión 6. Diagnóstico de Laboratorio 6.1 Periodo de ventana para la detección de la enfermedad por medio del test 6.2 Precisión de los tests diagnósticos y divergencias más frecuentes. 7. Proceso Epizoótico 7.1 Reservorios del virus 7.2 Población hospedadora 8. Medidas de Prevención y control 8.1 Aplicación de las medidas de control y prevención. 8.2 Medidas protectoras en territorios limpios (Países o regiones de países) 8.3 Medidas en territorios con la enfermedad enzoótica 8.4 Medidas a adoptar ante brotes o hallazgos de reactores positivos al test 8.5 Procedimientos en predios rurales 8.6 Medidas para los ingresos 8.7 Procedimientos en los eventos hípicos 8.8 Procedimientos en los remates ferias 8.9 Desinfección 9. Diagnóstico y Certificación: Procedimientos 9.1 Extracción y remisión de la muestra 9.2 Recepción de las muestras 9.3 Tiempo de validez de las certificaciones 10. Procedimiento para la denuncia 11. Eliminación de los reactores REGLAMENTO SANITARIO EQUINO - Res. SAGP y A N° 617/05 Enfermedades de los Equinos https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/6291a09a531e6bfed39bfe8c975ac39f.pdf 373df50bdbafdad41f8ceffab3b61780 PDF Text Text �SECRETARIA DE AGRICULTURA, GANADERIA, PESCA Y ALIMENTACION SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA Dirección de Laboratorios y Control Técnico Coordinación de Bacteriología Manual de Procedimientos para la Inspección Veterinaria l Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle (Resolución SENASA Nº 683/96) Buenos Aires - Mayo de 2000 República Argentina �SENASA Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Av. Paseo Colón 367, 9º piso BUENOS AIRES - REPUBLICA ARGENTINA Elaborado y redactado: Dra. Cora María Espinoza. Aprobado por: Dr. Alberto Pecker, director Nacional de Sanidad Animal; Dr. Marcelo De La Sota, director de Luchas Sanitarias Editor responsable: Lic. Cristina del Llano, coordinadora de Gestión Técnica. Diseño, armado y diagramación: Gabriel Rizzo y Jorge O. Díaz Diseño de tapa: Damián E. Atencio/Area de Diseño Gráfico Impreso en �PROLOGO El presente Manual de Procedimientos establece las normas operativas que deben ser ejecutadas ante la sospecha de foco de enfermedad de Newcastle y ante la confirmación del mismo. Dichas normas se encuentran legalmente amparadas por la Resolución Nº 683 del 31 de Octubre de 1996 del SENASA y su aplicación es responsabilidad de todos los agentes de este servicio Nacional y de los profesionales privados y propietarios ligados o vinculados al sector avícola en todo el territorio Nacional. �TABLA DE CONTENIDOS Capitulo 1 - Consideraciones generales y acciones Capitulo 2 - Procedimientos de limpieza y desinfección de la explotación avícola infectada Capitulo 3 - Aplicación del rifle sanitario o matanza en la explotación avícola infectada Capitulo 4 - Toma de muestras y remisión al laboratorio Capitulo 5 - Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o confirmación de presencia de enfermedad de newcastle La presente publicación ha sido estructurada de acuerdo con la Norma ISO/IEC Guide 25:1990. �8 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO I CONSIDERACIONES GENERALES Y ACCIONES DEFINICION: Newcastle es la enfermedad de las aves de corral, producida por cualquier cepa aviaria del Paramixovirus 1, con un Indice de Patogenicidad Intracerebral (IPIC) superior a 0.7 en pollos de un día de edad.» DENUNCIA: Los profesionales veterinarios, o personas responsables o encargadas de cualquier explotación avícola, industrial o doméstica, que detecten en las aves a su cargo signos de enfermedad de Newcastle o resultados de laboratorio compatibles con la misma, deben obligatoriamente y en forma inmediata realizar la denuncia al SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA. Las denuncias que se mencionan, serán recepcionadas en la Oficina Local del SENASA, más próxima al establecimiento o en forma telefónica, u otra a la sede Central del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD y CALIDAD AGROALIMENTARIA. PROCEDIMIENTO ANTE LA DENUNCIA: Ante la denuncia de un foco de la enfermedad de Newcastle o sospecha de la misma en uno o más establecimientos avícolas, el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD y CALIDAD AGROALIMENTARIA, pondrá la explotación bajo vigilancia oficial, a fin de garantizar que se adopten las acciones preventivas y profilácticas que a continuación se detallan: a) Censo de todas las aves del establecimiento detallando número de aves muertas, número de aves con síntomas clínicos y evolución de estos datos en el período de vigilancia. b) Toma de muestras y envío al laboratorio, en la forma y con las indicaciones que se detallan en el Capítulo 4. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 9 �c) Aislamiento de todas las aves garantizando que no tomen contacto con otras aves. d) Prohibición de ingreso de nuevas aves y salida de las que se encuentren en el establecimiento. e) Todos los movimientos de personas, animales, vehículos, cadáveres de aves, residuos, guano. implementos alimentos o cualquier otro elemento capaz de transmitir la enfermedad, estará subordinado a la autorización del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA o a la de las personas que este Servicio designe. Solamente se autorizará la salida de huevos para consumo, si los mismos se destinan directamente a un establecimiento procesador de ovoproductos (huevo líquido o deshidratado). f) Garantizar que se inicie la investigación epidemiológica correspondiente, de acuerdo a lo establecido en el Capítulo de este Manual. g) Desinfección de las entradas y salidas del establecimiento y de las instalaciones que se encuentran en el mismo. Estas medidas podrán hacerse extensivas a otras explotaciones vecinas si por su ubicación geográfica o contacto y movimiento de personas se sospeche de posible contaminación. PROCEDIMIENTOS ANTE LA CONFIRMACIÓN DEL FOCO: Si se confirma por las pruebas de laboratorio, el diagnóstico de enfermedad de Newcastle, el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CAIDAD AGROALIMENTARIA debe garantizar que se adopten las siguientes medidas: a) Delimitación de una «zona de foco» o «zona de protección» de un radio mínimo de cinco (5) Km rodeada de una «zona perifocal» o «zona de vigilancia» de un mínimo de diez (10) Km de radio. b) Sacrificio in situ de todas las aves afectadas del establecimiento y destrucción de los cadáveres y huevos. Estas operaciones se realizarán limitando al máximo el riesgo de propagación de la 10 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle enfermedad, de conformidad a lo establecido en el Capítulo 3 del presente Manual. c) Limpieza y desinfección de instalaciones y sus alrededores, implementos, vehículos de transporte y de todo material que pueda estar contaminado de acuerdo a lo que se establece en el Capítulo 2 del la presente Manual. d) Concluídas las operaciones indicadas en a, b, y c, deberá transcurrir un período de descanso o espera de 21 días como mínimo antes de volver a introducir aves en el establecimiento. e) En la «zona de foco» o de protección se aplicarán las siguientes medidas: e.1. Localización de todas las explotaciones avícolas de la zona. e.2. Visitas y exámen clínico y o de laboratorio si fuera necesario a todos los establecimientos, registrando resultados de las mismas. e.3. Desinfección apropiada de todos los lugares de salida y entrada de esos establecimientos. e.4. Control del tránsito dentro de la zona, de aves, personas que trabajen con las mismas, vehículos de transporte, cadáveres, huevos. e.5. Los movimientos de aves para su sacrificio al matadero, de pollitos de un día, de huevos para incubar o para consumo, podrán realizarse únicamente con autorización del Veterinario Oficial o de la persona que el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA designe. e.6. En caso de transporte para sacrificio, el Veterinario oficial responsable del establecimiento de faena deberá estar advertido de la llegada de esas aves para proceder a un sacrificio apartado de otras aves y para la identificación de la carne procedente de las mismas. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 11 �e.7. Los pollitos de un (1) día o huevos para incubación podrán ser transportados de preferencia a un establecimiento o planta de incubación dentro de la zona de foco o perifocal, o de lo contrario a un establecimiento con control Oficial. e.8. Los huevos para consumo podrán ser transportados preferiblemente a un establecimiento elaborador de ovoproductos, o bien deberán ser identificados para su comercialización dentro de la zona de foco o perifocal, o en otra zona previa desinfección de los mismos. e.9. No habiéndose registrado otras novedades, las medidas de la zona focal o de protección se mantendrán durante 21 días como mínimo a partir del día en que se realizaron las tareas de desinfección en el establecimiento. f) En la «zona perifocal» o de vigilancia se dispondrán las siguientes medidas: f.1. Localización de las explotaciones avícolas de la zona f.2. Control de los desplazamiento de aves y huevos para incubar dentro de la zona. f.3. Las aves destinadas a faena o los huevos para incubar si son transportados fuera de la zona perifocal, deberán declarar al establecimiento que se destinan el cual recibirá Control Veterinario Oficial. f.4. De no haberse registrado novedades en la zona, las medidas que anteceden se mantendrán durante 30 días después de haberse realizado las tareas de desinfección en los establecimientos infectados. g) Tanto en la zona focal como en la perifocal, estará prohibido la realización de ferias o exposiciones, el transporte de guano, desperdicios e implementos usados de galpones fuera de las zonas circunscriptas. 12 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle INVESTIGACION EPIDEMIOLOGICA: Deberán estudiarse los siguientes aspectos: -Estimación del período de tiempo de la presencia de la enfermedad de Newcastle en la explotación. -Posibles orígenes de la enfermedad en otras aves de corral o silvestres o en cautividad, así como aquellos que hayan podido contaminarse a partir del foco. -Movimientos de personas, vehículos, carne, cadáveres, guano, etc que hubieran podido introducir la enfermedad en el establecimiento. VACUNACION: EL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA puede disponer la puesta en marcha de un plan de vacunación de las aves de corral, cuestionadas y de urgencia, en explotaciones no sometidas a las restricciones establecidas en los puntos precedentes. FORMACION DE UNA COMISION TECNICA DE EMERGENCIA: EL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, puede disponer desde el principio la formación de una Comisión Técnica, constituida por profesionales veterinarios de organismos oficiales o privados destinada a coordinar las medidas de vigilancia y control del brote establecidas el presente Manual. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 13 �14 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 2 PROCEDIMIENTOS DE LIMPIEZA Y DESINFECCION DE LA EXPLOTACION AVICOLA INFECTADA 1era Limpieza y desinfección: a) Una vez extraídos los cadáveres y restos de alimentos o materia orgánica para su eliminación, se rociarán todas las superficies con las que hayan estado en contacto o cercanas a los mismos, con desinfectantes autorizados por el SENASA. El desinfectante deberá permanecer durante 24 hs como mínimo. 2da Limpieza y desinfección: a) Se realizará una limpieza profunda con un producto desengrasante y agua. b) Se rociará nuevamente con desinfectante indicado, todas las superficies tratadas, y se dejarán transcurrir 7 días. c) Se realizará nuevamente otra limpieza profunda con un producto desengrasante y abundante agua. d) Los implementos, bebederos, comederos, jaulas, nidos,etc. deberán tratarse en forma similar con especial atención al uso de agua caliente o sopleteado que supere los 70ºC. Se ubicarán en un lugar apartado y cubierto al amparo de otros animales o aves durante por lo menos 42 días. Los desagües y conductos de evacuación se llenarán con desinfectantes concentrados. El personal que conforma el equipo de limpieza y desinfección deberá ser provisto de ropa protectora adecuada, en lo posible descartable y toda la ropa y calzado deberá ser limpiada y desinfectada al terminar el operativo y ser provisto de ropa y calzado limpio para salir del establecimiento. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 15 �16 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 3 APLICACION DEL RIFLE SANITARIO O MATANZA EN LA EXPLOTACION AVICOLA INFECTADA a) El sacrificio de las aves se realizará dentro de la misma explotación infectada o lo más cerca posible, preferentemente en horas de luz adecuada. b) Se deberá evitar que se escapen animales. c) Primero se sacrificarán todas aquellas aves que presentaban signos clínicos y luego las que no presentaron signos clínicos pero que estuvieron en contacto riesgoso con las otras. d) La técnica de eutanasia será acordada con el personal técnico del establecimiento, de acuerdo a las posibilidades prácticas que se presenten. e) Los restos serán cubiertos por desinfectantes adecuados, protegidos de animales predadores, para luego poder ser destruidos. Toda la ropa y calzado de los operarios deberá ser dejada en el lugar del foco hasta su limpieza y desinfección. ELIMINACION DE LOS CADAVERES, MATERIALES Y RESIDUOS Para la eliminación de las carcazas, vísceras, estiércol, y alimentos, se podrá realizar el a) entierro o b) incineración. a) Los lugares para el entierro deberán contar con la aprobación de los reglamentos locales y oficiales encargados de la protección del medio ambiente. Las fosas de entierro deberán ser calculadas con una profundidad suficiente para permitir ser recubiertas con un metro de tierra. Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 17 �No se aplicará cal a las carcazas salvo que el suelo sea muy húmedo. No se asentara la tierra al recubrir la fosa. b) Se recurrirá a la incineración cuando no se pueda realizar el entierro. Se deberá considerar la topografía del lugar, dirección de los vientos presencia de instalaciones u objetos de fácil combustión, disponibilidad de combustible y materiales que ayuden a la combustión, aprobación de los organismos oficiales encargados de la protección del medio ambiente, disponibilidad de agua o material contra incendio. 18 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 4 TOMA DE MUESTRAS Y REMISION AL LABORATORIO a. Muestras Hisopados de cloaca e hisopados traqueales de aves enfermas; materias fecales o contenido intestinal, tejido cerebral, tráquea, pulmones, hígado, bazo y otros órganos manifiestamente afectados procedentes de aves recién muertas o aves con sintomatología clínica sacrificadas y necropsiadas. a.1. Acondicionamiento de las muestras para su envío: Hisopados cloacales y o traqueales: los hisopos deben ser sumergidos en tubos conteniendo solución con antibiótico(*) o solución fisiológica estéril de manera que permita humedecer el extremo del hisopo que contiene el material a analizar. Organos: los órganos o trozos de órganos y tejidos deben remitirse en envases cerrados y limpios. (*)Solicitar solución con antibióticos a la Dirección de Laboratorios. Estas muestras deben enviarse en envases cerrados, identificados y refrigerados y acompañadas de un protocolo cuyo modelo se detalla en el punto b. b. Envío al Laboratorio Todas las muestras deben ser remitidas al Laboratorio correctamente identificadas y acompañadas por el protocolo que se detalla a continuación: Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 19 �SENASA PROTOCOLO DE REMISION DE MUESTRAS DE AVES FECHA DE TOMA DE MUESTRA ................./....................../.................... ESTABLECIMIENTO NOMBRE: ................................................................................................................................................................................................. UBICACION: Pcia: ........................................ Partido: ......................................................... Localidad: ................................................... SINTOMATOLOGIA REGISTRADA Y MORTANDAD DIARIA DEL LOTE: .................................................................................................................................................................................. VACUNACIONES: ..................................................................................................................................................................................... SOLICITA REALIZAR PRUEBAS VIROLOGICAS: .................................................................................................................................. BACTERIOLOGICAS: ............................................................................................................................................................................... SEROLOGICAS: ........................................................................................................................................................................................ PARASITOLOGICAS: ................................................................................................................................................................................ FECHA DE LA ULTIMA DOSIS CONTRA ENC: ...................................................................................................................................... MARCA: ............................................................................. SERIE: ......................................................................................................... MUESTRAS QUE SE ENVIAN HISOPADOS CLOACALES: ...................................................................................................................................................................... HISOPADOS TRAQUEALES: ................................................................................................................................................................... ORGANOS: ............................................................................................................................................................................... OTROS: ..................................................................................................................................................................................... CANTIDAD DE MUSTRAS ENVIADAS: .................................................................................................................................................. IDENTIFICACION DE LAS MUESTRAS: ................................................................................................................................................. MODO DE ENVIO: ................................................................ GARANTIZA INVIOLABILIDAD CON: ................................................... REFRIGERADA, CONGELADA, OTRA ................................................................................................................................... Lugar y Fecha 20 Resolución SENASA Nº 683/96 .................................................................. Firma del Veterinario Actuante �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPITULO 5 PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN PLANTAS FRIGORIFICAS DE AVES ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACION DE PRESENCIA DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE En el caso en que el Inspector Veterinario asignado a la planta de faena reciba una comunicación del Veterinario Oficial del servicio de campo en la que se indica que un determinado lote de aves que ha sido enviado a faena a esa planta, proviene de una zona donde se ha detectado un foco de enfermedad de Newcastle o de una zona que se encuentra bajo vigilancia por sospecha o confirmación de la ocurrencia de una enfermedad exótica tal como la Influenza Aviar, se deberá proceder como a continuación se detalla: 1) Identificación del o los lotes indicados 2) Autorizar la faena de ese o esos lotes al final de la faena del día 3) Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de la línea de faena al concluir la misma. 4) Garantizar que se realice la limpieza y desinfección en forma intensiva de los camiones que fueron utilizados para el transporte de esos lotes, antes de que los mismos se retiren de la planta. 5) Identificar la partida faenada a fin de que la misma se destine a subproductos cocidos, harinas, u otros cuyo proceso de elaboración incluya la aplicación de temperatura suficiente de manera que garantice la destrucción de los agentes causales de enfermedad. En el caso en que el Inspector Veterinario, no hubiera recibido comunicación, pero observase en la inspección pre-mortem que las aves presentan síntoma compatibles con alguna de estas enfermedades (síntomas respiratorios, nerviosos, plumaje erizado, pre- Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 21 �sencia de aves muertas, etc.), deberá proceder como a continuación se detalla: 1) Extraer muestras de las aves del lote sospechoso tal como se indica en el Capítulo 4 del presente Manual y enviar las mismas al laboratorio del SENASA de la Dirección de Laboratorios y Control Técnico con carácter de urgente y a fin de que se confirme o nó la sospecha. 2) Avisar al Veterinario de la Oficina Local del SENASA que corresponde a la zona de donde provienen las aves. 3) En cuanto a la faena del lote proceder como se indica en los puntos de 1) a 4). 4) Identificar las aves una vez faenadas apartadas de otras aves en cámara, a la espera de los resultados del laboratorio. 5) De confirmarse el diagnóstico por pruebas de laboratorio, deberá cumplirse con lo indicado en el punto 5) del párrafo anterior. Si el resultado del laboratorio no confirmase el diagnóstico de enfermedad de Newcastle o de Influenza Aviar, y de evaluarse que la carne o carcazas cumplen con las condiciones de higiene y sanidad, la mercadería podrá ser liberada para su comercialización. 22 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle Zona de vigilancia 10 Km. Zona de foco 5 Km. Acciones en la zona de foco y vigilancia: Interdicción del/las granjas Sacrificio en el foco de las aves afectadas Limpieza y desinfección en el foco Prohibición de ingreso de nuevas aves en la zona de foco Censo de todas las aves y granjas en las zonas Inspección de todas las granjas de las zonas e implentación de medidas de bioseguridad Control del tránsito de vehículos y personas Control del destino de huevos, aves y BB de 1 dia Aviso a las plantas de faena de la zona de foco y de vigilancia Las medidas establecidas, se mantendrán durante 21 dias en caso de no registarse nuevos focos Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 23 �24 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CAPÍTULO 6 CONTROL Y FISCALIZACION DE LA VACUNACION OBLIGATORIA CONTRA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE DE PALOMAS MENSAJERAS (RESOLUCION Nº 723/00) La Resolución Nº 723/00 de la S.A.G.P.y A, establece que la vacunación contra la enfermedad de Newcastle de todas las palomas mensajeras del país es obligatoria. Se ha determinado que estas aves son altamente susceptibles a contraer el virus de la enfermedad de Newcastle ( conocido como Paramixovirus de la paloma). Dada la actividad que las palomas mensajeras desarrollan y que durante las carreras toman contacto con otras aves, las mismas significan un riesgo potencial para la difusión de la enfermedad para la cual la Argentina se ha declarado libre ante la OIE. Por esta razón se ha establecido su vacunación obligatoria después de comprobar que los casos de Newcastle registrados ocurrían en palomas que no han sido vacunadas o en las que se ha aplicado un plan de vacunación o una vacuna inadecuada. La resolución 723/00, establece que el SENASA es el organismo responsable para fiscalizar y controlar la vacunación. Para ello se deberá proceder de la siguiente forma: 1) Cada Asociación Colombófila, deberá presentar anualmente ante el SENASA (Oficinas Locales) un censo completo de las palomas mensajeras que se encuentran inscriptas en la misma, con los certificados de vacunación correspondientes. 2) Las Asociaciones Colombófilas que organicen carreras en cualquier punto del país, deberán avisar de la o las mismas a la Oficina Local del SENASA indicando las fechas programadas, así Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 25 �como el lugar de la «largada» con anticipación al evento y al mismo tiempo presentar el listado de palomas inscriptas en la carrera con sus correspondientes certificados de vacunación. Todas las palomas deben estar vacunadas antes de su primer vuelo. 3) Los vehículos que trasladen palomas dentro del territorio Nacional deberán hacerlo acompañados de la siguiente documentación: Certificado de Vacunación contra la enfermedad de Newcastle y Autorización de Tránsito otorgada por SENASA en la que se avala el Certificado de Vacunación y se autoriza el tránsito por el período de tiempo que establece la cobertura vacunal de acuerdo al tipo de vacuna utilizada y a la fecha de vacunación. Dicho documento será otorgado en las Comisiones Locales del SENASA a pedido del interesado y siempre que éste presente el Certificado de Vacunación contra la Enfermedad de Newcastle correspondiente a las palomas que van a transitar, identificadas por sus anillos. (Ver más abajo modelo de certificado y requisitos de vacunación). NOTA: Dado que los palomares no son caracterizados como establecimientos de «producción», sino que esta es una actividad deportiva, no se encuentran obligados a registrarse bajo el RENSPA, por lo tanto no es factible otorgar para las palomas el DTA. Es por esta razón que se establece otorgar una «Autorización de Tránsito». 4) Casi todos los palomares se encuentran inscriptos en Asociaciones Colombófilas, pero en el caso de detectarse la existencia de palomares no adheridos a la actividad, SENASA podrá realizar una inspección en el mismo y exigir los certificados de vacunación de todas las palomas mayores de 30 días existentes en el mismo. 5) Los certificados de vacunación, deben disponer del contenido que se detalla en el modelo de certificado que se adjunta, con la firma y aclaración de un veterinario matriculado, que se responsabilice de esa vacunación. Existen en el mercado, varios tipos de vacunas contra la enfermedad de Newcastle casi todas ellas destinadas a pollos y gallinas. SENASA ha aprobado y han sido sometidas a pruebas de potencia 26 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle solo tres vacunas para palomas: «COLOMBOVAC» Laboratorio Ford Dodge «ND BAGOVAC PALOMAS» Laboratorio San Jorge Bagó «PARAVOLAR» Laboratorio Delamer Por el momento, SENASA recomienda el uso de estas vacunas hechas especialmente para palomas, pero no está prohibido el uso de vacunas contra Newcastle de pollos en las palomas, si se respetan los vencimientos de la inmunidad, ya que estas últimas son mucho menos efectivas (pero más económicas). De manera que de acuerdo a los períodos de inmunidad que confiere cada vacuna, se deben respetar y controlar en la fiscalización de la vacunación los siguientes plazos de validez para cada tipo de vacuna: COLOMBOVAC y ND BAGOVAC = una dosis por año PARAVOLAR = 2 dosis por año Vacunas para Pollos (vivas, gota ocular cepa La Sota o cepa B1)= deben aplicarse de la siguiente manera: concentrar cinco veces la vacuna y aplicar 1 dosis concentrada cada 45 días. En los certificados de vacunación debe figurar qué vacuna se utilizó, la fecha de vacunación, la estampilla y en el caso de haberse utilizado la de pollos, además la concentración de la dosis. Las vacunas inactivadas indicadas específicamente para palomas, se aplican en forma inyectable (vía subcutánea), en el pliegue del cuello. Las vacunas a virus vivo pueden administrarse en gota ocular, nasal o bucal o directamente en el agua de bebida según la marca. A continuación se mencionan algunos datos e información de orden técnico que puede resultar de interés: Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 27 �En los palomares están las palomas reproductoras y las que se usan para volar. Los nacimientos, si bien pueden ocurrir en cualquier época del año, generalmente se trata de estacionarlos para los meses de Agosto y Septiembre que es la época en la que finalizan las carreras. Después de nacidos los pichones, a los 30 días hacen su primer replume. En ese momento se haría la primera vacunación. Los planes de vacunación para reproductoras o para las que corren son los mismos. Las reproductoras en general no se trasladan ni se largan a volar, están en los palomares, por esta razón son de menor riesgo ya que no toman contacto con el medio ambiente o con otras aves. La mayoría de los palomares se encuentran inscriptos en alguna Asociación Colombófila (condición para participar de las carreras) y éstas a su vez inscriptas en la Federación Colombófila Argentina, aunque hay asociaciones independientes regionales en diversas zonas del país que pertenecen a la Federación. ANTE LA SOSPECHA O POSIBLE OCURRENCIA DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE EN UN PALOMAR, EL PROPIETARIO Y O EL VETERINARIO A CARGO DEL MISMO, ESTAN OBLIGADOS A REALIZAR LA DENUNCIA ANTE EL SENASA. LOS PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN ESOS CASOS SON LOS MISMOS QUE SE ESTABLECEN PARA OTRAS AVES, EN ESTE MISMO MANUAL. 28 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle CERTIFICADO DE VACUNACION CONTRA LA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE PARA PALOMAS DE RAZA MENSAJERA SENASA PROPIETARIO ASOCIACIÓN COLOMBOFILA: ........................................................................................................................................ PROPIETARIO: .................................................................................................................................................................... NOMBRE DEL PALOMAR: ...................................................................................................... PLANTEL: ........................ DOMICILIO: ......................................................................................................................................................................... IDENTIFICACION Número Año Número Año Número Año ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... ................................................................................................................................................................................................................... REFERENTE VACUNA: REFERENTE VACUNA: Marca:.............................................................................. Marca:.............................................................................. Nº de Serie: ..................................................................... Nº de Serie: ..................................................................... Nº de Estampilla: ............................................................ Nº de Estampilla: ............................................................ Vencimiento: ................................................................... Vencimiento: ................................................................... Fecha de vacunación: ................../....................../............ Fecha de vacunación: ................../....................../............ Válida hasta: .................................................................. Válida hasta: .................................................................. Observaciones: ................................................................. Observaciones: ................................................................. .......................................................................................... .......................................................................................... LUGAR Y FECHA: ............................................................................................................................................................................ VETERINARIO .......................................................................................................... Matrícula N° ............................................................................................................... Provincia .................................................................................... Firma Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 29 �30 Resolución SENASA Nº 683/96 �Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA 31 �Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Sede Central: Av. Paseo Colón 367 (1063), Capital Federal, República Argentina Tel.: (011) 4345-4110/4112 y 4331-6041 al 49 http://senasa.mecon.gov.ar � Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Publicaciones SENASA Dublin Core The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/. Title A name given to the resource Manual de procedimientos para la Inspección Veterinaria. Manual de procedimientos para la enfermedades de Newcastle Publisher An entity responsible for making the resource available Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Date A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource 2000 Contributor An entity responsible for making contributions to the resource Dirección de Laboratorios y Control Técnico Coordinación de Bacteriología Relation A related resource Resolución SENASA N° 683/96 Language A language of the resource Es Type The nature or genre of the resource Monografía Identifier An unambiguous reference to the resource within a given context B.S.0076 Abstract A summary of the resource. El presente Manual de Procedimientos establece las normas operativas que deben ser ejecutadas ante la sospecha de foco de enfermedad de Newcastle y ante la confirmación del mismo. Dichas normas se encuentran legalmente amparadas por la Resolución Nº 683 del 31 de Octubre de 1996 del SENASA y su aplicación es responsabilidad de todos los agentes de este servicio Nacional y de los profesionales privados y propietarios ligados o vinculados al sector avícola en todo el territorio Nacional Table Of Contents A list of subunits of the resource. Capitulo 1 - Consideraciones generales y acciones Capitulo 2 - Procedimientos de limpieza y desinfección de la explotación avícola infectada Capitulo 3 - Aplicación del rifle sanitario o matanza en la explotación avícola infectada Capitulo 4 - Toma de muestras y remisión al laboratorio Capitulo 5 - Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o confirmación de presencia de enfermedad de newcastle