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www.senasa.gob.ar
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
CONTINGENCIA DE LA
INFLUENZA AVIAR
año 2017
Programa de Sanidad Aviar
Dirección Nacional de Sanidad Animal
�Autoridades
Méd. Vet. Jorge Horacio Dillon
Presidente
Ing. Agr. Guillermo Luis Rossi
Vicepresidente
Méd. Vet. Ricardo Maresca
Dirección Nacional de Sanidad Animal
Méd. Vet. Cora María Espinoza
Dirección de Programación Sanitaria
Autores
Vet. Daniel A. Caría
Vet. Ma. Eugenia Ferrer
Vet. Natalia S. Chuard
Colaboradores
Miembros de la Comisión Nacional de Sanidad Avícola (Conasa)
2
�Índice
Objetivo ...................................................................................................................... 3
Introducción ................................................................................................................ 3
Características de la enfermedad ............................................................................... 5
Etiología...................................................................................................................... 6
Resistencia ................................................................................................................. 7
Virulencia .................................................................................................................... 7
Cuadro clínico............................................................................................................. 8
Reservorios ................................................................................................................ 9
Transmisión .............................................................................................................. 10
Potencialidad zoonótica ............................................................................................ 10
Población hospedadora ............................................................................................ 11
Diagnóstico ............................................................................................................... 12
Diagnóstico diferencial ............................................................................................. 12
Prevención y profilaxis .............................................................................................. 12
Policía sanitaria ........................................................................................................ 13
CAPÍTULO 1
ACCIONES Y PROCEDIMIENTOS ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACIÓN DE
ENFERMEDAD ........................................................................................................ 14
CAPÍTULO 2
VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ............................................................................. 23
CAPÍTULO 3
INVESTIGACIÓN EPIDEMIOLÓGICA ..................................................................... 26
�CAPÍTULO 4
SACRIFICIO SANITARIO Y ELIMINACIÓN ............................................................. 29
CAPÍTULO 5
LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN .................................................................................. 43
CAPÍTULO 6
MEDIDAS DE PROTECCIÓN PARA LOS TRABAJADORES .................................. 45
CAPÍTULO 7
PROCEDIMIENTOS EN PLANTAS DE FAENA ....................................................... 51
CAPÍTULO 8
REPOBLACIÓN Y CENTINELIZACIÓN ................................................................... 53
CAPÍTULO 9
TOMA DE MUESTRAS, CONSERVACIÓN Y ACONDICIONAMIENTO .................. 55
CAPÍTULO 10
DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO ........................................................................ 62
INVESTIGACIÓN EPIZOOTIOLÓGICA.................................................................... 65
2
�Objetivo
El presente manual de procedimientos, según Resolución Senasa N° 73 del 18 de
febrero 2010, tiene como objetivo proporcionar información técnica al profesional del
Senasa, sobre las acciones que se deben llevar a cabo para controlar y erradicar a
la influenza aviar de declaración obligatoria (IA) en caso de presentarse en nuestro
país.
Resulta igualmente esencial que veterinarios privados, técnicos, productores, así
como cualquier persona involucrada en la avicultura, conozca los procedimientos
que implementará el servicio veterinario oficial en caso de presentarse IA , con el
propósito que se sumen a un esfuerzo conjunto, fortaleciendo de esta manera las
acciones para su control y eliminación.
Atento a lo anterior, los productores y/o empresas avícolas deberán
confeccionar un plan de contingencia propio, acorde a los lineamientos y
valores del presente manual, previendo para cada granja el estudio de la zona
(radio de 3 km.), los insumos y contactos necesarios para su implementación,
ya sea para la notificación, para implementar el sacrificio, enterramiento, y la
limpieza y desinfección del predio.
Introducción
La influenza aviar, también conocida como peste aviar o gripe aviar, es una
enfermedad exótica en nuestro país, es extremadamente contagiosa entre la
población avícola, la cual provocaría elevada mortalidad en aves de corral,
disminución de la producción avícola, restricción de movimientos de aves, productos
y subproductos, tanto a nivel nacional como internacional, así como elevados costos
para su control y erradicación.
Es una enfermedad altamente contagiosa que afecta tanto a las aves domésticas
como a las aves silvestres. Cabe aclarar, que se han aislado virus de influenza aviar,
aunque con menos frecuencia, en algunas especies de mamíferos, como ratas,
ratones, comadrejas, hurones, cerdos, gatos, tigres, perros, caballos, así como en
los humanos.
3
�Según el Código Terrestre establecido por la Organización Mundial de Sanidad
Animal (OIE), la «influenza aviar» de declaración obligatoria ante la OIE se define
como una infección de las aves de corral y de otras aves, incluyendo las aves
silvestres, causada por cualquier virus de la influenza A de alta patogenicidad
(IAAP), o por todos los virus de influenza de tipo A perteneciente a los subtipos H5 y
H7 de baja patogenicidad cuando se detectan en las aves de corral.
Todos los subtipos H5 y H7 deben notificarse cuando se detectan en las aves de
corral debido al riesgo de que se conviertan en altamente patógenos por mutación.
Estos virus se dividen en dos categorías: virus de la influenza aviar de alta
patogenicidad y virus de la influenza aviar de baja patogenicidad.
1. Los virus de la influenza aviar de alta patogenicidad tienen un de Índice de
Patogenicidad (IPIV) superior a 1,2 en pollos de seis semanas de edad, o causan la
muerte en al menos el 75% de los pollos de cuatro a ocho semanas de edad
infectados por vía intravenosa. Los virus H5 y H7 que no tienen un IPIV superior a
1,2 o que causan una mortalidad inferior al 75% en una prueba de capacidad letal
intravenosa deberán ser secuenciados para determinar si en el sitio de escisión de la
molécula de hemoaglutinina (H) se hallan presentes múltiples aminoácidos básicos.
Si la secuencia de aminoácidos es la misma que la observada en otros virus de
influenza aviar de alta patogenicidad aislados anteriormente, se considerará que se
trata de virus de influenza aviar de alta patogenicidad.
2. Los virus de la influenza aviar de baja patogenicidad son todos los virus de
influenza de tipo A pertenecientes a los subtipos H5 y H7 que no son virus de la
influenza aviar de alta patogenicidad.
Sospecha de influenza aviar: se considera a la aparición de una o más aves con
algún signo clínico o con lesiones anatomopatológicas compatibles con IA o aves en
las que se hubiere detectado aumento repentino de la mortandad, sin la
confirmación del diagnóstico etiológico realizado en el Laboratorio del Senasa.
4
�Caso de IA o ave infectada con IA: se considera a la aparición de un ave
doméstica o silvestre infectada por el agente patógeno (IA), con o sin signos clínicos
manifiestos y corroborado el diagnóstico etiológico en el laboratorio oficial de
Senasa.
Foco de influenza aviar: se considera a la aparición de una o más aves infectadas
por el agente patógeno (IA) con o sin signos clínicos en una unidad epidemiológica;
y corroborado el diagnóstico en el laboratorio del Senasa.
Explotación infectada de influenza aviar: se considera a una explotación de aves
comerciales, predio de traspatio caseras o de otra índole con aves domésticas,
ornamentales o silvestres, en la que se confirme la presencia de al menos un foco
de IA.
Características de la enfermedad
Existen infinidad de subtipos de virus de influenza. Las diferencias antigénicas entre
ellos se basan en el subtipo de la hemoaglutinina (H) y de la neuraminidasa (N)
presentes. Los subtipos que afectan a las aves son específicos de estas y las
infecciones en las aves domésticas, incluidos pavos, pollos, gallinas, perdices,
gallinas de guinea, codornices, faisanes, gansos y patos varían desde infecciones
respiratorias leves o subclínicas, hasta la presentación aguda y generalizada con
severa mortalidad.
Históricamente, los problemas más severos de influenza aviar han sido causados
por virus de los subtipos H5 y H7, los que inicialmente pueden presentarse como de
baja patogenicidad y después por mutación en su hemoaglutinina, se transforman en
virus de alta patogenicidad. Los virus pertenecientes al subtipo H9, se han
presentado en ocasiones con mediana patogenicidad.
Durante el siglo XXI los brotes más importantes de IA han sido producidos por virus
de los subtipos de H5N1, H5N2, H5N3, H5N5, H5N6, H5N8, H5N9, H7N1, H7N2,
H7N3, H7N4 y H7N7.
La IA es una enfermedad altamente contagiosa, que afecta a gallinas, pollos y
pavos, aunque es probable que todas las especies aviares sean susceptibles a la
5
�infección. En algunos casos la enfermedad se presenta con pocos signos clínicos o
bien en forma fulminante, matando a las aves, sin que se observen signos previos.
Las tasas de morbilidad y mortalidad son muy variables. Lo que más frecuentemente
se observa, es una alta morbilidad y baja mortalidad, sin embargo, en el caso de
virus altamente patógenos la morbilidad y la mortalidad pueden alcanzar al 100 %.
Etiología
El virus de la influenza pertenece a la familia Orthomyxoviridae, es un virus RNA
segmentado y envuelto. De acuerdo a sus nucleoproteínas y proteínas matrices se
clasifican en tres tipos: A, B y C. A su vez, atendiendo a sus dos antígenos de
superficie, hemoaglutinina (H) y neuraminidasa (N), se clasifican en subtipos.
Los virus de la influenza aislados de aves pertenecen sin excepción al tipo A y
contienen los subtipos hasta ahora conocidos (1-16 H y 1-9 N) en las más variadas
combinaciones. Entre los virus de la influenza de las aves y de los mamíferos
existen relaciones de parentesco antigénico. En los murciélagos se han detectado
H17 y H18
Estos virus exhiben una gran variabilidad antigénica y capacidad de mutación, así
como un amplio espectro de virulencia. No hay correlación entre la virulencia y el
subtipo antigénico, porque las formas virulentas y avirulentas pueden pertenecer a
un mismo subtipo.
Los virus de baja patogenicidad solo tienen la capacidad de replicar en los tejidos
traqueales e intestino delgado; en contraste, el virus de alta patogenicidad tiene la
capacidad de traspasar barreras, difundirse a la sangre y dañar todos los tejidos del
ave, con fundamento en este principio, se realiza la prueba de Índice de
Patogenicidad (IPIV) como prueba confirmatoria de patogenicidad.
Las variaciones de los antígenos principales H y N son las causas de los cambios en
la epizootiología de la influenza tipo A.
6
�Resistencia
La resistencia de los virus aviares de la influenza en el medio ambiente es escasa.
Los rayos ultravioletas los inactivan rápidamente. Son sensibles a pH ácidos, y
relativamente estables sólo con valores de pH comprendidos entre 6 y 8. Las
temperaturas 60°C anulan con gran rapidez su contagiosidad; para su inactivación
pueden aplicarse 56°C/3 horas o 60°C/30 min. Los virus de la influenza son
sensibles a los desinfectantes viricidas tales como agentes oxidantes y disolventes
de lipídicos, también se inactivan por la acción de la formalina y compuestos de
yodo.
La mayoría de los estudios sobre persistencia ambiental del virus de IA han sido
llevados a cabo en América del Norte bajo condiciones climáticas frías, con los
siguientes hallazgos:
Los virus de IA pueden sobrevivir en las heces por al menos 35 días a 4 º C. y en
el medio ambiente del galpón por más de 5 semanas.
Los virus de IA pueden permanecer infectivos en el agua de los lagos por más de
4 días a 22 º C y más de 30 días a 0 º C.
El virus de patos salvajes naturalmente infectados se conserva infectante en las
heces a 4°C durante 30 días y a 20°C durante 7 días.
Pueden vivir hasta 105 días en aguas de lagos donde las aves acuáticas están
presentes.
La acidificación del agua de bebida potencialmente contaminada hasta un pH de
2.5 o clorinación, puede ayudar a minimizar la difusión de la enfermedad.
Los virus de IA pueden vivir hasta 10 horas en picaportes de puertas (u objetos
inanimados)
Virulencia
La patogenicidad de los virus de IA es extremadamente variable y se basa tanto en
las características del subtipo del virus, como del hospedador. A menudo se ha
7
�observado que un virus patógeno para una especie avícola no necesariamente lo es
para otra. La característica de los virus de IA es su capacidad de mutación, de
manera que subtipos no patógenos pueden convertirse en patógenos, de aquí surge
la recomendación de la Organización Mundial de Sanidad Animal de incluir en la
influenza aviar de los subtipos H5 y H7 en la lista de enfermedades de declaración
obligatoria y no a todos los casos en los que se detecte virus de otros subtipos.
Cuadro clínico
El período de incubación de la influenza aviar de alta patogenicidad (IAAP) es en
promedio de tres días (con un rango de 24 horas a siete días). Según el Código
Sanitario para los Animales Terrestres de la OIE, el período de incubación de la
influenza aviar altamente patógena es de 21 días.
Los signos y síntomas son muy variables. Las aves enfermas pueden reflejar
alteraciones en el sistema respiratorio, digestivo, reproductor y nervioso.
Los signos más frecuentes son: disminución de la actividad locomotriz, reducción del
consumo de alimentos, emaciación, problemas respiratorios incluyendo tos,
estornudo, estertores, plumaje erizado, edema de la cabeza y cara, cresta y barbillas
cianóticas y en ocasiones necróticas, desórdenes nerviosos, diarrea y en gallinas
disminución de la postura.
Las lesiones pueden ser muy variadas, desde la enfermedad hiperaguda con
ausencia casi total de signos o lesiones, pero altamente mortal, hasta las epizootias
caracterizadas por una enfermedad leve con baja mortalidad.
En las aves domésticas, especie gallus-gallus, podemos encontrar:
Congestión grave de la musculatura
Deshidratación
Edema subcutáneo de la cabeza y del cuello
Secreciones nasal y oral
8
� Congestión grave de la conjuntiva, a veces con petequias
Exudación mucosa excesiva en el lumen de la tráquea o traqueítis hemorrágica
grave.
Petequias en el interior del esternón, en la grasa serosa y abdominal, en las
superficies serosas y en la cavidad corporal.
Congestión renal severa, a veces con depósitos de urato en los túbulos.
Hemorragias y degeneración de los ovarios y exudación en el oviducto.
Hemorragias en la superficie de la mucosa del proventrículo, particularmente en la
unión con la molleja.
Hemorragias y erosiones de la mucosa de la molleja.
Focos hemorrágicos en los tejidos linfoides de la mucosa intestinal.
En los pavos, las lesiones son similares a las de las gallinas, pero pueden ser menos
marcadas. Los patos infectados por IAAP excretan el virus pudiendo no presentar
ningún signo clínico o lesiones.
Reservorios
Los virus de la influenza aviar están difundidos en el ámbito mundial en muchas
especies de aves silvestres sin provocar en ellos enfermedades.
Corresponde dar particular importancia a las aves acuáticas silvestres, aves del
orden anseriforme (patos, gansos y cisnes) y aves del orden Charadriiformes
(chorlos, playeros, gaviotas, etc.), en las cuales los virus se multiplican en tracto
digestivo, para ser expulsados con las heces y difundirse ampliamente en el medio
ambiente acuático. También los patos domésticos pueden estar infectados en forma
inaparente con virus de la influenza, y contagiar a otras especies de aves
domésticas.
9
�Transmisión
La principal fuente de contagio es el animal infectado que elimina el virus con las
heces, pero también con otras excreciones y secreciones. Estas secreciones pueden
contaminar las jaulas, los implementos, la ropa y el calzado de las personas, los
vehículos, los equipos mecánicos de recolección de huevos, etc. que se transforman
en los principales elementos diseminadores de la enfermedad. Apenas tiene
importancia el contagio vertical. En los primeros brotes es difícil descubrir cuál fue la
fuente de contagio; es frecuente responsabilizar entonces de ello a aves silvestres.
Potencialidad zoonótica
Normalmente, las cepas de influenza aviar infectan sólo a las aves. Sin embargo,
desde el año 1997 se han registrado infecciones en personas a partir de virus de las
aves de alta patogenicidad de los subtipos H5N1, H7N7 y H9N2, que han producido
enfermedad de gravedad variable incluida la muerte de algunas personas. Para
llegar a infectarse una persona debe tener contacto directo y estrecho con aves
enfermas o sus secreciones, por lo que generalmente se considera una enfermedad
ocupacional que afecta a personal vinculado con la industria avícola: veterinarios,
granjeros, operarios de plantas, etc. En la mayoría de los casos la infección en
personas con los virus de influenza aviar de alta patogenicidad provoca una
conjuntivitis sin afectación general.
Resultados de la vigilancia en humanos han identificado a los subtipos H2, H5, H6,
H7 y H9 de la influenza tipo A como muy probables de transmitirse a los seres
humanos. Solo grandes epidemias de influenza aviar de alta patogenicidad, con
diseminación masiva de virus al medio y deficientes medidas de higiene, aumentan
la posibilidad de exposición a las personas y consiguientemente la infección. Esto a
su vez aumenta las posibilidades de intercambio génico entre virus de influenza
humanos y animales. Esto puede ocurrir cuando los huéspedes (animal/humano)
están coinfectados simultáneamente con ambos virus de influenza. Cuanto más
frecuentes sean las coinfecciones mayor será la probabilidad de que surjan nuevos
subtipos virales con características genéticas que permitan la transmisión eficiente
de persona a persona. Las técnicas de diagnóstico molecular que hoy se emplean,
10
�permiten identificar el origen de los virus, comprobándose que cada especie que ha
sido infectada ha dejado un rastro en el genoma viral.
Población hospedadora
Se estima que en el mundo existen 20.000 millones de aves migratorias
pertenecientes a 10.000 especies de las cuales el 50 % migra.
Las aves se distribuyen dependiendo de la especie y del hábitat que requieren. En
estos sitios permanecen por un período de seis meses alimentándose lo mejor
posible para emprender el viaje de regreso.
Gallinas, pollos y pavos son las especies de aves más vulnerables a la infección, por
lo que en ellas provocan morbilidad y mortalidad muy elevadas. Con menor
frecuencia e intensidad enferman los patos. También son susceptibles otras
especies de aves domésticas, como codornices, faisanes y pintadas; menos
susceptibles parece ser los gansos y las palomas.
El mismo virus puede transmitirse desde una especie de ave a otra, pero sólo rara
vez provoca en ambas enfermedad de la misma gravedad. Los conocimientos sobre
la inmunidad en la influenza aviar clásica son escasos, puesto que los animales
suelen morir o son sacrificados. Las cepas de virus poco virulentas y los virus
vacunales inactivados generan una inmunidad que, sin embargo, protege sólo contra
el mismo subtipo.
Las aves inmunizadas pueden enfermarse, sin embargo los signos y lesiones que
desarrollan son menos graves así como también es menor la cantidad de virus que
excretan y diseminan en el medio ambiente.
Hay indicios de que ciertos animales excretan el virus todavía algunas semanas
después de superar la enfermedad. Si las aves se crían en alojamientos abiertos y la
zona es rica en humedales, resulta posible el contacto con aves silvestres, y con ello
la infección de las aves de corral.
11
�Diagnóstico
Debido a la variabilidad de los signos clínicos, el diagnóstico clínico solo puede ser
considerado presuntivo. El diagnóstico definitivo debe ser realizado en el laboratorio
mediante la utilización de pruebas serológicas,
muestra se considera positiva
virológicas y moleculares. La
cuando se realiza el aislamiento viral y la
identificación y caracterización del virus conociendo el subtipo H y N y la prueba de
Índice de Patogenicidad Intravenosa (IPIV), que informa si se trata de un virus de
alta (VIAAP) o baja (VIABP) patogenicidad.
Los siguientes signos clínicos ayudan al diagnóstico:
Depresión severa e inapetencia
Marcada disminución de la producción de huevos
Edema facial con crestas y barbillas tumefactas y cianóticas
Hemorragias petequiales en las superficies de las membranas internas
Muerte súbita (la mortalidad puede alcanzar 100%)
Diagnóstico diferencial
IAAP: Enfermedades respiratorias, especialmente cólera aviar agudo. Enfermedad
de Newcastle, patógena. Laringotraqueítis infecciosa aguda. Intoxicaciones varias.
IABP: Newcastle lentogénica. Laringotraqueítis infecciosa. Bronquitis Infecciosa.
Micoplasma.
Prevención y profilaxis
Las medidas de prevención se centran en las prácticas de manejo y las medidas de
bioseguridad tendientes a evitar la introducción de la enfermedad y su diseminación.
Las aves silvestres son causa potencial de posibles infecciones para las aves
domésticas.
12
�Cuando la infección es producida por virus de baja patogenicidad, los esfuerzos
deben estar orientados a contener el problema en su forma original, para evitar la
conversión a formas más patógenas del virus. En este sentido, las granjas o zonas
en cuarentena, son esenciales para evitar la diseminación del virus y así evitar dar
lugar a la conversión. En los países en los cuales la IA nunca ha sido detectada, la
aparición de formas no patógenas debe ser evaluada, en cuanto la misma es
potencialmente una posibilidad de aparición de las formas muy patógenas
Si el problema es causado por virus de alta o de baja patogenicidad de declaración
obligatoria el enfoque debe ser hacia la erradicación, por medio del sacrificio, la
despoblación,
desinfección
y
limpieza
de
las
instalaciones
y
el
control
epidemiológico con personal calificado de la zona afectada.
Las vacunas monovalentes y polivalentes tienen la capacidad de proteger contra la
mortalidad y la morbilidad. Estas vacunas reducen la severidad de la enfermedad y
la diseminación del virus, pero éste no se eliminará de la población avícola.
Policía sanitaria
Esta enfermedad se encuentra incorporada al grupo de enfermedades a que se
refiere el Artículo 4° de la Ley N° 3959 de Policía sanitaria de los animales, y por lo
tanto son de aplicación para ella las regulaciones previstas en esa Ley, entre las que
se incluye la denuncia obligatoria, interdicción preventiva ante la presencia de
sospechas o casos de IA y otros.
13
�CAPÍTULO 1
ACCIONES Y PROCEDIMIENTOS ANTE LA SOSPECHA O
CONFIRMACIÓN DE ENFERMEDAD
Procedimiento ante la sospecha de enfermedad
El sistema de registro y notificación de enfermedades denunciables de los animales
es de aplicación obligatoria en todo el territorio de la República Argentina. El
Senasa, es la autoridad de aplicación del sistema. La base normativa de la
notificación de enfermedades está fundada en las Resoluciones Senasa Nº
422/2003 y 540/2010, las cuales dan lugar a la notificación de sospechas y su
correspondiente investigación epidemiológica hasta la confirmación o no de la
enfermedad sospechada.
El sistema se activa con la denuncia de un productor, veterinario privado,
transportista, etc., en una Oficina Local preferentemente de la jurisdicción en donde
se encuentra el predio con el o los animales sospechosos. La denuncia de una
presunción de enfermedad es registrada en la oficina local con una planilla de
"Registro de enfermedad denunciable de los animales", llenando en forma completa
los datos requeridos. Dentro de las DOCE (12) horas de registrada una denuncia, el
veterinario local deberá proceder a cumplimentar la Intervención Sanitaria en el
predio denunciado, protocolizando dicha visita de acuerdo al formato establecido en
la Resolución Senasa Nº 540/2010.
El Senasa implementará rápidamente acciones tendientes a confirmar o descartar la
presencia de actividad viral. Entre estas actividades se incluyen:
1. Interdicción del establecimiento afectado y de los establecimientos vecinos que
por razones geográficas o de contacto se justificare y comunicación al propietario y/o
responsable mediante acta.
2. Censo de todas las aves del establecimiento o local por categoría (identificando el
número de aves halladas vivas, muertas y enfermas) e identificación y censo de
otras especies animales presentes en la explotación.
14
�3. Toma de muestras y envío al laboratorio oficial del Senasa de acuerdo a las
normas técnicas que se detallan en el capítulo 9 del presente manual. En todos los
casos, las muestras deberán ser acompañadas del protocolo de sospecha de
enfermedad denunciable (Resolución Senasa N° 540/2010) y de un informe de la
investigación realizada en terreno, así como de las medidas de control a las que
fueron sometidos los animales afectados durante dicha investigación (cuarentena,
prohibición del movimiento, disposición de cadáveres, etc.). La información deberá
ser remitida a la Dirección de Epidemiología y Análisis de Riesgo (DEyAR) con copia
al Programa de Sanidad Aviar.
4. Aislamiento de todas las aves de manera de garantizar que no tomen contacto
con otras aves.
5. Prohibición de la salida de aves que se encuentran en el establecimiento y del
ingreso de otras aves al mismo.
6. Los movimientos o traslados de personas, otras especies animales, vehículos,
alimentos, residuos o cualquier elemento capaz de transmitir la enfermedad, estarán
subordinados a la autorización de la Dirección Nacional de Sanidad Animal (DNSA)
o a las personas que el Senasa designe.
7. En caso de detectarse el tránsito de aves susceptibles a IA, productos o
subproductos de aves, sin la autorización correspondiente, serán considerados de
tránsito ilegal y de alto riesgo sanitario; realizándose en forma inmediata su
decomiso y posterior sacrificio sanitario o destrucción, sin tener derecho el titular de
los mismos a indemnización alguna.
8. Desinfección de las entradas y salidas del establecimiento y de las instalaciones
que se encuentren en el mismo con los desinfectantes autorizados oficialmente para
tal fin.
9. El Senasa mantendrá, integrará y operará el Dispositivo Nacional de Emergencia
de Sanidad Animal establecido por Resolución Senasa N° 779 del 26 de julio de
1999, y expedirá las normas oficiales que establezcan las medidas de seguridad que
deberán aplicarse al caso particular en el que se diagnostique la presencia de una
15
�enfermedad o plaga exótica de los animales. Estas medidas se cumplirán hasta que
se garantice la ausencia de enfermedad por métodos clínicos y de diagnóstico de
laboratorio.
Procedimientos ante la confirmación del foco
Si se confirmara por las pruebas de laboratorio un foco de influenza aviar de
notificación obligatoria, se implementaran procedimientos destinados al control y
rápida erradicación de la enfermedad, para lo cual se combinan diferentes
estrategias:
1. Se activa el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias (Sinaesa) según la
Resolución Senasa N° 779/99, lo que implica la reunión de sus integrantes, la
comunicación interna y externa del alerta a fin de que se extremen las medidas de
vigilancia en todo el país y que se implementen las medidas sanitarias
correspondientes.
16
�El Sinaesa actúa a dos niveles:
1.1. Nivel central: define políticas y estrategias.
Declara el estado de Emergencia Sanitaria Nacional
Activa el Sistema Nacional de Emergencias Sanitarias
Comunicación oficial (Entidades agropecuarias, industria, países vecinos y con
relación comercial, Organismos internacionales)
1.2. Nivel regional.
Equipos Regionales de Emergencias Sanitarias.
2. Delimitación de tres zonas:
Zona de foco: comprende el establecimiento afectado (puede involucrar más de
uno).
Zona de perifoco: de un radio mínimo de TRES (3) kilómetros, alrededor de la
zona de foco.
Zona de vigilancia: de un radio mínimo de SIETE (7) kilómetros, alrededor de la
zona de perifoco.
A continuación se describen las medidas que se deben aplicar según la zona:
En la« zona de foco» se aplicarán las siguientes medidas:
Continúa la interdicción del predio, establecido durante la sospecha
de la
enfermedad.
Conformación de un equipo de trabajo encargado de realizar las tareas de la
vigilancia epidemiológica, de acuerdo a las pautas técnicas que se indican en el
capítulo 2 del presente Manual.
Sacrificio sanitario in situ de todas la aves del establecimiento (ver capítulo 4).
17
� Destrucción y enterramiento de cadáveres, huevos, restos de alimentos, cama
usada, guano, etc. (ver capítulo 4).
Limpieza y desinfección de las instalaciones y sus alrededores, implementos,
vehículos de transporte y de todo material que pueda estar contaminado utilizando
para tal fin técnicas y desinfectantes autorizados oficialmente y los procedimientos
que se detallan en el capítulo 5 del presente Manual.
Vacío Sanitario de un período de espera o vacío sanitario de 21 a 30 días por lo
menos.
Centinelización se instalarán en los galpones o predios lavados y desinfectados,
aves centinelas, para lo cual se deberá proceder de la forma que se describe en el
Capítulo 8 del presente Manual.
Investigación
epidemiológica:
el
Senasa
garantizará
que
se
realice
la
investigación epidemiológica correspondiente a fin de establecer el origen de la
infección inicial y detectar una posible difusión de la enfermedad, indagando, el
tiempo transcurrido desde el ingreso del agente etiológico hasta la aparición de los
signos, los posibles contactos establecidos entre las aves afectadas y otras y/o
personas, movimientos registrados en los establecimiento. Información a recabar
con el fin de extremar las medidas de control y prevenir la difusión de la enfermedad.
La investigación epidemiológica se deberá realizar siguiendo los principios técnicos
que se detallan en el capítulo 3 del presente Manual.
Vacunación: el Senasa evaluará la necesidad de implementar un plan de
vacunación de las aves de corral u otras, en explotaciones o locales que se
encuentren o no en las zonas afectadas. De adoptarse como medida de control, la
vacunación contra influenza aviar, la misma se realizará con las vacunas autorizadas
por el Senasa y exclusivamente bajo la supervisión del mismo, utilizando registros
de vacunación y documentación mediante actas.
Comunicación a la OIE y a los países de la región: la Dirección Nacional de
Sanidad Animal del Senasa efectuará las comunicaciones correspondientes dentro
de los plazos determinados a la Organización Mundial de Sanidad Animal, a todos
18
�los países y particularmente a los estados miembros del Mercosur y a la República
de Chile, las novedades registradas en la República Argentina referentes a la
influenza aviar de declaración obligatoria y a la evolución de las mismas mediante un
informe técnico completo y detallado sobre los hechos registrados y las medidas
implementadas.
En la «zona de perifoco» se aplicarán las siguientes medidas:
Localización y censado de todas las explotaciones avícolas, incluidos los predios
de aves de traspatio.
Inspección clínica de las aves y vigilancia epidemiológica de todos los
establecimientos/predios de aves de la zona.
Desinfección adecuada de todas las entradas y salidas de esos lugares.
Los movimientos de aves (para faena o cría) y huevos (para consumo o
incubación) se realizarán únicamente bajo la autorización del Senasa, por lo que se
establecerá un control de tránsito dentro de la zona.
Se deberá proceder a faena controlada, con la correspondiente identificación de
la carne procedente de las mismas.
El transporte de aves de un día o huevos para incubación, se realizarán de
preferencia a establecimientos dentro de la zona de perifoco o de vigilancia o a un
establecimiento con control oficial.
El transporte de huevos para consumo, se realizarán preferiblemente a un
establecimiento elaborador de ovoproductos o deberán ser identificados para su
comercialización previa desinfección de los mismos.
En caso de ser necesario se implementará el sacrificio de las aves.
Estará prohibida la realización de ferias, exposiciones o mercados en los cuales
se concentren aves domésticas u otras.
No habiéndose registrado otras novedades, las medidas en la «zona de perifoco»
19
�se mantendrán durante 21 días como mínimo a partir del día en que finalizó la
desinfección del establecimiento afectado. Luego de este período la zona de foco
pasará a formar parte de la «zona de vigilancia».
En la «zona de vigilancia» se dispondrán las siguientes medidas:
Localización y censado de todas las explotaciones avícolas o locales en los que
se encuentren aves.
Inspección
clínica
y
vigilancia
epidemiológica
en
determinados
establecimientos/predios de aves de la zona
Control de los desplazamientos y traslados dentro y fuera de la zona.
En lo referente a las aves que se trasladen a faena, y a los huevos para
incubación, podrán ser trasladados con autorización del Senasa, con identificación
de las carnes y desinfección de los huevos, previo al traslado.
Los huevos para consumo podrán ser transportados a un establecimiento
elaborador de ovoproductos o deberán ser identificados para su comercialización
previa desinfección de los mismos.
Estará prohibida la realización de ferias, exposiciones o mercados en los cuales
se concentren aves domésticas u otras.
De no haberse registrado novedades, las medidas adoptadas en la «zona de
vigilancia», se mantendrán durante un período de 30 días como mínimo, a partir de
haber se realizado la desinfección en el establecimiento infectado.
20
�3. Recuperación del estatus de “libre”
De acuerdo a lo dispuesto por el Código Sanitario para los Animales Terrestres de la
OIE en el artículo 10.4.3, si se detecta la presencia de infección en aves de corral, el
país, la zona o el compartimento libre hasta entonces de la influenza aviar podrán
recuperar su estatus sanitario:
a. En el caso de infección por los virus de la influenza aviar de alta patogenicidad,
tres meses después de haber aplicado medidas de sacrificio sanitario (que incluyan
la desinfección de todas las explotaciones afectadas), siempre y cuando se haya
ejercido una vigilancia acorde con los artículos 10.4.27. a 10.4.33. durante ese
período de tres meses.
b. En el caso de infección por los virus de la influenza aviar de baja patogenicidad,
podrán sacrificarse las aves de corral para consumo humano a condición de que
reúnan las condiciones descritas en el artículo 10.4.19. o podrán aplicarse medidas
21
�de sacrificio sanitario, pero en ambos casos: tres meses después de la desinfección
de todas las explotaciones afectadas, siempre y cuando se haya ejercido una
vigilancia acorde con los artículos 10.4.27. a 10.4.33. durante ese período de tres
meses.
22
�CAPÍTULO 2
VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA
Introducción
La
vigilancia
epidemiológica
se
deberá
organizar
en
forma
inmediata
y
simultáneamente con las tareas tendientes a la erradicación, las actividades de la
vigilancia epidemiológica.
En la zona del perifoco la vigilancia epidemiológica se realizará en todos los
establecimientos/predios de aves de la zona, en cambio, en la zona de vigilancia se
planificará dependiendo de la situación.
La vigilancia epidemiológica tiene como objetivos principales:
a. Determinar e identificar los establecimientos o predios que se encuentran
involucrados en el foco.
b. Determinar el grado de compromiso con la enfermedad en cada uno de estos
establecimientos de acuerdo a la existencia en los mismos de aves que han estado
expuestas, aves con signos de enfermedad o aves que resultan positivas a las
pruebas diagnósticas.
c. Evaluar de acuerdo a la información que proceda de esta vigilancia el grado de
dispersión de la enfermedad, para controlarla y prevenir una difusión aún mayor.
d. Registrar las características del foco y las acciones llevadas a cabo con el fin de
crear un antecedente ante futuros nuevos eventos.
El responsable del equipo de vigilancia, deberá prever de acuerdo a la cantidad de
establecimientos poseedores de aves, existentes en la zona, la conformación de un
equipo de profesionales y técnicos, que deberán organizarse en grupos que puedan
operar respetando extremas medidas de bioseguridad y la mejor eficiencia en cuanto
a evitar el ingreso innecesario de personas en lugares contaminados.
La vigilancia epidemiológica comprende las tareas de encuesta epidemiológica y
muestreo de aves.
23
�Encuesta epidemiológica
La encuesta deberá considerar en cada caso obtener la información anamnésica de
cada establecimiento, que deberá realizarse bajo conceptos generales y teniendo en
cuenta los aspectos propios de la actividad avícola que se detallan en el Capítulo 3
del presente Manual.
NOTA: además de la encuesta, se debe solicitar un informe semanal de todos
los datos productivos y sanitarios de los establecimientos ubicados dentro de
la zona de contingencia.
Muestreo de aves
El muestreo se lleva a cabo para evaluar la situación de la enfermedad y poder
detectar casos no identificados mediante la clínica. Para realizar el muestreo de las
aves se deberá optar por un diseño estadístico, que considere las características de
la población avícola en la zona, determinando las subpoblaciones susceptibles (aves
industriales, aves de traspatio, aves ornamentales, otras especies de aves de corral,
otras especies animales susceptibles, etc.) y los tipos de explotaciones avícolas
existentes (parrilleros, ponedoras, reproductoras, recrías u otras).
A partir de esta información se deberá establecer la unidad epidemiológica para el
muestreo, para lo cual también se considerará la existencia de sistemas productivos
con una sola edad o múltiples edades, la posible existencia de núcleos de
reproducción o de barreras sanitarias naturales o artificiales existentes y los niveles
de bioseguridad que se aplican en la zona y que puedan influir en el criterio de la
unidad epidemiológica asignada para el muestreo. De esta información surgirá el
criterio de tomar como unidad epidemiológica el galpón, la granja, el gallinero o
predio.
A efectos del muestreo en establecimientos industriales podrá considerarse como
unidad epidemiológica para el muestreo la granja, constituido por uno o más
galpones, que alojen aves de una misma especie, con un manejo sanitarioproductivo y medidas de bioseguridad comunes. O bien se podrá considerar, de
acuerdo a lo señalado anteriormente como unidad epidemiológica a los galpones (ej.
24
�en núcleos de reproducción), siendo aquellos que alojen un número variable de aves
de la misma edad y una misma condición productiva.
El tipo de pruebas de laboratorio que serán empleadas para el procesamiento de las
muestras y la sensibilidad y especificidad de las mismas, también deberá ser
contemplado para establecer el tipo y el tamaño de la muestra a extraer. El muestreo
serológico deberá tener una frecuencia no menor a 7 días y no mayor a 15 días. En
todos los casos el diseño empleado deberá considerar trabajar con un nivel de
confianza del 95 % como mínimo y con una prevalencia estimada no mayor al 5%.
Además,
como
una
variante
del
diseño,
podrán
incluirse
características
epidemiológicas de los establecimientos consideradas de riesgo para el contacto con
el virus, con el fin de realizar un muestreo dirigido.
25
�CAPÍTULO 3
INVESTIGACIÓN EPIDEMIOLÓGICA
En todos los casos en que en una explotación avícola se sospeche, notifique o
compruebe la existencia de influenza aviar de declaración obligatoria, se realizará
una investigación epizootiológica exhaustiva para determinar, en la medida de lo
posible, el origen y la dispersión del agente y prevenir brotes adicionales.
El veterinario local del Senasa será el responsable de realizar una encuesta
epizootiológica inicial con la confección del Protocolo de Enfermedad Denunciable
que se anexa en el presente Manual, el que enviará en el menor tiempo posible a la
Dirección Nacional de Sanidad Animal.
Los objetivos principales de la encuesta epizootiológica son:
a. Confirmar la sospecha de IA de declaración obligatoria.
b. Detectar las fuentes de contaminación o exposición y el posible origen de la
enfermedad.
c. Estimar el período de tiempo en el cual pudo estar presente la enfermedad.
d. Establecer las posibles contaminaciones y nuevos lugares de riesgo considerando
los movimientos de animales, personas y vehículos.
e. Localizar estos nuevos lugares de riesgo y proceder a su investigación.
f. Evaluar de acuerdo a la situación, las posibilidades de implementación de
vacunación.
A modo de guía se establecen las pautas generales para la realización de una
encuesta epizootiológica detallada:
1. Datos generales de la explotación, a consignar:
Los datos del establecimiento.
El tipo de explotación y tipo de producción.
26
� Los datos particulares del titular, encargado o propietario de las aves.
La especie de ave, edad, categoría existente y origen de las mismas.
Las características de la explotación avícola.
2. Anamnesis y datos clínicos, a consignar:
El número total de aves, el número de aves enfermas y muertas según especie y
categoría.
Los días transcurridos desde inicio de primeros signos clínicos.
Los signos clínicos.
Los porcentajes de mortalidad previos a la ocurrencia de la enfermedad.
Los tratamientos efectuados (detallar motivos, los productos utilizados, la vía de
administración, la dosificación, los resultados, el o los administradores, etc.)
Las vacunaciones aplicadas (detallar la vacuna utilizada, la vía de administración,
el o los administradores, etc.)
3. Datos de las explotaciones avícolas o tenedores de aves en proximidad a la
explotación investigada, consignar:
La existencia de otras explotaciones avícolas y la distancia aproximada.
La presencia de aves enfermas o muertas.
La existencia de lagunas, humedales, cotos de caza u otros lugares de
concentración de aves silvestres, especialmente aves acuáticas migratorias y
eventos relacionados con mortandad en dichas aves.
4. Determinar movimientos de animales, personas, vehículos y maquinarias.
a. Movimiento de animales, investigar:
La entrada y salida de aves dentro de los 30 días previos al inicio de signos
27
�clínicos (detallar la fecha, la cantidad, el origen o destino).
La entrada y salida de otras especies animales dentro de los 30 días previos al
inicio de los signos clínicos (detallar la fecha, la cantidad, el origen o destino).
b. Movimientos de personas, investigar:
Las visitas a la explotación durante los 30 días previo al inicio de signos clínicos.
Si hubieron personas trabajando en la explotación relacionadas o no, en forma
directa con las aves (veterinarios, supervisores o recorredores, albañiles, personal
de empresas de desinfección, vacunadores, repartidores de gas, repartidores de
alimentos, etc.). Las visitas del personal de la explotación a otras explotaciones
avícolas durante los 30 días previo al inicio de signos clínicos.
c. Movimientos de vehículos y maquinarias, investigar:
Los vehículos que han ingresado en la explotación durante los últimos 30 días,
detallando fecha de ingreso, origen, motivo de ingreso, etc. (tener en cuenta
vehículos de entrega/retiro de alimento, de cama de galpón, guano, gas, etc.)
Si se compartió maquinaria o alimentos con otras explotaciones.
Se podrá considerar como una guía las preguntas que se adjuntan en el Informe de
investigación del capítulo 11 del presente Manual.
28
�CAPÍTULO 4
SACRIFICIO SANITARIO Y ELIMINACIÓN
Sacrificio sanitario
La legislación del Senasa establece que la erradicación de la influenza aviar de
declaración obligatoria debe realizarse mediante el sacrificio sanitario obligatorio de
las aves enfermas o sospechosas y sus contactos, y su posterior eliminación, con el
fin de detener la replicación del virus y evitar la difusión de la enfermedad.
Dado que no siempre la enfermedad cursa con alta mortalidad, esta medida deberá
aceptarse como imprescindible para controlar la diseminación del virus en el caso de
presentación de un brote de influenza aviar de baja patogenicidad de declaración
obligatoria (H5/H7).
Los criterios principales, para el sacrificio, en términos de bienestar animal, son que
el método sea indoloro, consiga una rápida inconciencia y muerte, requiera una
mínima inmovilización, evite la excitación, sea apropiado para la especie, sea
irreversible y minimice el estrés animal.
El método de sacrificio debe garantizar la seguridad de los operarios, así como de
otras especies animales que se encuentren en la explotación y no debe tener
consecuencias adversas sobre el medio ambiente.
Se deberá fijar una zona buffer externa y comenzar allí con el sacrificio, de afuera
hacia adentro para evitar diseminaciones de la epizootia durante el proceso.
El sacrificio sanitario se realizará lo más rápido posible (24 – 48 hs.) luego de la
confirmación de la enfermedad y dentro de la misma explotación infectada o lo más
cerca posible.
Los propietarios de los animales, objetos y construcciones que el Senasa mande a
sacrificar o destruir en virtud de la autorización que la Ley Básica de Policía Sanitaria
de los Animales Nº 3.959 le confiere, tendrán derecho a exigir una indemnización
según lo establecido por esta Ley en sus artículos 24 a 28.
29
�Consideraciones previas al sacrificio
Para la correcta ejecución del sacrificio es esencial planear previamente las
actividades teniendo en cuenta el método más adecuado, según las características
del establecimiento y de las aves a ser sacrificadas.
La planificación de las actividades deberá realizarse teniendo en cuenta:
La ubicación de la explotación o predio.
La distancia desde el galpón a otros edificios (viviendas, otras granjas).
El acceso a las instalaciones que permitan la entrada de maquinaria.
Las especies, el tamaño y el número de animales presentes en la explotación.
El sistema de producción existente (a piso, a jaula, semi-intensivo, u otro).
Los detalles estructurales del galpón (cerrado, abierto, presencia de subdivisiones
o separaciones del galpón, sistema de ventilación, tipo y características de las
aberturas, volumen total del galpón).
El acopio del material necesario (abastecimiento de CO2 u otro, material para el
sellado de aberturas, disponibilidad de contenedores aptos para la inundación con
gases, maquinaria, ropa protectora, equipos de limpieza y desinfección, etc.).
La determinación de personal suficiente y operarios especializados.
Métodos para el sacrificio de aves
El Senasa determinará para cada caso los procedimientos de sacrificio que
correspondan aplicar, pudiéndose implementar también la matanza por faena
sanitaria, según las condiciones prácticas que se detecten, el número y especies de
animales afectados y la patogenicidad del subtipo viral encontrado. Por lo tanto no
se considera definitiva la lista de los procedimientos posibles enumerados a
continuación.
Son factibles los siguientes métodos químicos y físicos para sacrificio de aves:
30
�1. Gasificación con dióxido de carbono (CO2)
2. Sistema de espuma de alta hermeticidad.
3. Dislocación cervical.
4. Electrocución.
5. Gasificación con nitrógeno o argón.
6. Gasificación con mezclas de gases.
7. Agentes inyectables.
8. Gasificación con monóxido de carbono (CO).
9. Gasificación con ácido cianhídrico (HCN).
A continuación se describirán los primeros cuatro métodos de sacrificio:
1. Gasificación con dióxido de carbono (CO2)
Siempre que sea posible se utilizará, preferentemente, el sacrificio de las aves
mediante gasificación con CO2. Este método de eutanasia para aves es muy rápido
y eficaz, fácil de utilizar y con riesgos mínimos para los operarios.
El CO2 es un gas incoloro, no inflamable, no explosivo y que no genera efectos
adversos al medio ambiente. A concentraciones superiores al 60% actúa como
agente anestésico y produce depresión del sistema nervioso central con rápida
pérdida de la conciencia y muerte.
La bibliografía recomienda situar las aves en una atmósfera de CO 2 mayor al 70%,
ya que pierden la conciencia muy rápido debido al efecto narcótico del gas. Sin
embargo en condiciones prácticas parece ser suficiente la exposición a una
concentración mínima del 55% al 60% del volumen del compartimiento. La
concentración incidirá en la velocidad de muerte de las aves.
31
�En animales conscientes el CO2 al 100% puede causar grave disnea y angustia.
Solo se recomienda su uso al 100% en pollitos de hasta 72 horas de vida, debido a
que son más tolerantes al mismo.
Si es posible se debe disponer de mecanismos por los cuales la concentración de
CO2 se pueda medir rápidamente y con exactitud. Se debe tener la precaución de
mantener su concentración constante por al menos 3 minutos, luego de 20 minutos
de exposición al gas hay que asegurarse que los animales estén muertos.
Los materiales necesarios para realizar este tipo de sacrificio son:
Tubo de CO2.
Válvula de doble manómetro.
Manguera de ½ pulgada.
Calentador.
Láminas de polietileno 200 micrones.
Media sombra.
Se debe conocer con anterioridad cuáles son las empresas abastecedoras del gas y
un volumen de gas estimado para solicitar el suministro necesario. En este último
sentido es preciso que se calcule previamente el volumen (m 3) del compartimiento
donde se sacrificarán las aves, siendo el volumen a gasificar igual a largo x ancho x
altura x 0,55, o bien, largo x ancho x (altura de la cabeza del ave +
aproximadamente 50 cm). La cantidad necesaria de CO2 en kg a solicitar es igual al
volumen efectivo a gasificar x 2 (1 m3 ~ 1,9 kg CO2).
Un tubo de 50 litros rinde aproximadamente para sacrificar entre 22.000 a 30.000
aves, dependiendo de la etapa reproductiva que se encuentre. Se debe tener
presente que se requiere de una fuente de energía eléctrica de al menos 0,8 Kva.
32
�Las gasificaciones con CO2 pueden realizarse en el galpón donde se encuentran las
aves o bien en contenedores externos; la elección depende en parte del sistema de
producción de las aves (a piso, a jaula) y las características estructurales del galpón.
1.1. Gasificación con dióxido de carbono en el galpón
Se puede utilizar este método en el caso de sacrificio de aves que son criadas a piso
(por ejemplo pollos de engorde, reproductores, recría de gallinas de alta postura,
etc.).
En este caso se proponen dos métodos:
a. Formando previamente corrales dentro del galpón o bien en galpones equipados
con paredes ajustables, se deben forzar las aves hacia un lugar más restringido;
luego deben encerrarse las aves bajo una tela plástica formado una cápsula lo más
hermética posible, en donde se introduce el gas por medio de mangueras desde la
parte inferior de la cápsula (el CO2 es un gas más pesado que el aire y tiende a
acumularse en la parte inferior).
b. Cerrar con telas plásticas las ventanas, puertas y otras eventuales salidas de aire,
lo más herméticamente posible para minimizar la fuga del gas; y posteriormente
introducir el gas mediante mangueras.
Consecutivamente
al
sacrificio
el
personal
especializado
determinará
la
concentración de gas en el interior, para que comience la extracción segura de las
aves. Los animales muertos deben ser humidificados mediante una fina neblina de
agua y la recolección y eliminación posterior realizarse con la menor producción de
polvo posible.
Únicamente ingresará el personal necesario para el retiro de las aves y el número
del mismo deberá ser reducido al mínimo.
33
�Pasos para el sacrificio y destrucción de cadáveres:
Paso 1
Prepare una cámara virtual con láminas de polietileno de al menos 6 m de ancho.
Utilizando 2 m de su ancho como piso, algunos operarios sostienen en alto las
paredes de este túnel.
Paso 2
Se hace entrar una cantidad de aves, que para 240 m 2 debería ser de 3.000 a 3.200
gallinas, se introduce una manguera de 30 m de largo perforada, que se encuentra
conectada a la válvula de liberación de CO2. Se cubren las aves con la media
sombra, para evitar la ruptura de la lámina de polietileno con las garras.
Es muy importante sellar bien las uniones de las láminas de polietileno para que no
se filtre el gas. Se debe indicar con color donde se encuentran las primeras
perforaciones, para garantizar que las perforaciones se encuentren dentro de la
cámara virtual.
Paso 3
Se pliegan las paredes laterales, anteriores y posteriores de esta cámara virtual y se
libera el gas durante aproximadamente 5 a 8 minutos, o el tiempo que sea necesario
hasta evidenciar la muerte de todas las aves.
Un equipo de sacrificio entrenado (6 a 8 personas) en un plantel industrial de aves,
podrá sacrificar 30.000 aves para lo cual utilizará un tubo de gas. De acuerdo a
estos parámetros se deberá definir un modelo que determine cuantos puntos de
aplicación de gas se requieren, en función del rendimiento de cada uno.
1.2. Gasificación con dióxido de carbono en contenedores o receptáculos
En el caso de aves criadas a jaula, se deben extraer de las mismas y colocarlas en
contenedores. Antes de manipular a las aves se aconseja pulverizar agua sobre las
jaulas para disminuir la producción de polvo y reducir el riesgo de dispersión del
agente.
34
�Para este procedimiento se deberán utilizar contenedores provistos de tapas, los
cuales se puedan cerrar en forma lo más hermética posible (pueden también usarse
los acoplados de camiones para este fin).
El CO2 es más pesado que el aire, por ello un llenado incompleto del contenedor
puede evitar la exposición a los animales más altos o que se encuentran en la parte
superior.
En lo posible la cámara debe ser llenada previamente con CO2 hasta el 55 - 60% de
su volumen antes de introducir los animales en ella.
Los contenedores pueden así colocarse en un camión y ser transportados hasta el
lugar escogido para su eliminación. Los camiones que contengan aves sacrificadas
en caso de brote deberán vigilarse hasta el final de su recorrido.
2. Método de espuma de alta hermeticidad
Es un método eficiente, que hace posible un sacrificio sanitario rápido y seguro para
la erradicación de enfermedades, permite mejorar el bienestar animal durante el
proceso de sacrificio sanitario y disminuye el
riesgo potencial de exposición
humana, debido que se requieren de 2 a 3 operarios. El proceso completo de
despoblación toma entre dos y tres horas. Necesita grandes cantidades de agua
para su utilización.
Emplea una tecnología que combina el agua y espuma con burbujas de CO 2. La
misma es efectiva solo para aves criadas en el piso y ha sido probada como un
método de despoblación para: pollos, codorniz, patos y pavos, existiendo diferencias
en el tiempo de deceso entre especies, siendo de aproximadamente 3 a 5 minutos
en pollos y 10 minutos para patos y pavos.
Las espumas a base de agua utilizadas para la despoblación deben ser de fácil
disponibilidad, biodegradable, compatible con los métodos de eliminación de canales
y de ningún riesgo para la salud humana.
La aplicación debe realizarse de una manera que perturbe a las aves lo menos
posible y evite el amontonamiento o el hacinamiento.
35
�La espuma se aplica al 1%, por lo tanto, si para 10 m2 se necesitan 160 a 180 litros
de agua se utilizará de 1.6 a 1.8 litros espuma. Se debe considerar que para
sacrificar pavos se debe utilizar el doble, debido a la altura a la que debe alcanzar la
espuma.
Los concentrados de espuma pueden usarse con agua potable, dura o salada,
pudiendo haber diferencias de rendimiento, siendo el agua potable la recomendada.
Los sistemas de suministro de espuma deben producir espuma que tenga la
consistencia y densidad apropiadas para ocluir completamente la vía aérea superior
de las aves domésticas; de modo que cuando se sumerge en la espuma, la oclusión
de las vías respiratorias se produce de manera rápida y abrumadora, de modo que
las aves no luchan indebidamente. En este momento, el tamaño de burbuja deseado
de la espuma basada en agua usada para la despoblación de aves de corral no
debe exceder 1,58 cm y preferiblemente debería ser menor.
En sólo 15 minutos, la máquina elimina 15.000 pollos alojados en un galpón de 100
metros de largo por 12 de ancho.
El equipo de sacrificio es conducido a la puerta del galpón. Se comienza a rociar
espuma densa con altura ajustable. Cabe aclarar que no mata a las aves por
contacto, no ahoga las aves y no desinfecta las aves. Produce un bloqueo del aire,
por tal motivo la cabeza de las aves debe estar cubierta hasta la muerte. Para que el
sistema funcione, debe haber una cobertura de 15 a 30 cm de espuma sobre las
cabezas de las aves.
La espuma a base de agua debe demostrar un tiempo de persistencia de no menos
de 30 minutos (independientemente de las condiciones climáticas o la exposición
solar) para asegurar que todas las aves han sido sacrificadas correctamente.
En términos de tiempo hasta la muerte y porcentaje total de la población muerta
cuando la espuma a base de agua es utilizado en cualquier tipo o edad de aves de
corral, el sistema de espuma utilizado debe dar como resultado la muerte del 95%
de las aves dentro de los 7 minutos o menos después de que las aves hayan sido
completamente sumergidas en la espuma.
36
�3. Dislocación cervical
Para la eutanasia de un número reducido de aves puede realizarse el sacrificio
mediante la dislocación del cuello (utilizando pinzas de Burdizzo, tijeras o las
manos). La pinza de Burdizzo tiene particular utilidad para el sacrificio de aves de
corral con cuello fuerte (patos, gansos, etc.).
La técnica consiste en separar el cráneo y el cerebro de la médula espinal aplicando
una presión a la base posterior del cráneo.
4. Electrocución
Es la técnica utilizada en plantas de faena, pero este sacrificio es realizado por
unidades de matanza móvil, en caso de disponer con las mismas.
Eliminación de cadáveres
Existen varios métodos para eliminar las aves muertas, desechos y otros
desperdicios. Preferentemente se debe proceder al enterramiento en el mismo
establecimiento u otro lugar adecuado para este fin, aprobado por el Senasa.
Cuando nos es posible o conveniente el enterramiento, la mejor opción es elaborar
compostas o bien la incineración.
Los huevos u otro material orgánico contaminante (guano, cama de galpón, restos
de alimentos, productos, basura, etc.) deberán recogerse con cuidado a fin de que
se elimine junto con las canales.
1. Enterramiento
El enterramiento es el procedimiento más adecuado para la eliminación de animales
y otros elementos de riesgo, ya que generalmente es cómodo, económico, rápido y
seguro; sin embargo hay que considerar los siguientes factores en la toma de
decisiones:
Los lugares para el entierro deberán contar con la aprobación de los reglamentos
locales y oficiales encargados de la protección del medio ambiente.
37
� Disponibilidad del terreno para reducir al mínimo la distancia a través de la cual se
transporta el material infectado, es apropiado que el enterramiento se realice en la
misma granja.
Tipo de suelos (suelos rocosos pueden imposibilidad la actividad).
Profundidad del manto freático.
Presencia de tuberías de agua, gas, electricidad, drenaje, teléfonos u otras.
Disponibilidad de la máquina retroexcavadora, camiones de volteo, tractores, así
como su accesibilidad al terreno
Presencia de corrientes de aguas como canales, arroyos, ríos u otros.
Posibilidad de inundación del terreno
Pendientes del suelo.
Otra opción que podría resultar adecuada, es optar por un lugar de enterramiento
común para varias granjas en una zona determinada.
Para la construcción de la fosa debe usarse maquinaria pesada (camiones de volteo,
tractores, excavadoras y retroexcavadoras), asimismo, antes de iniciar su
construcción es importante considerar lo siguiente:
El tamaño será en base al número y peso de las aves
Para su llenado se debe calcular 600 kg/m3 de fosa.
La fosa no debe ser muy ancha (no más de 6 metros).
La fosa debe ser larga, con la posibilidad de irse rellenando por fracciones.
Es conveniente dejar un terraplén por el frente para que pueda ingresar el
vehículo con los cadáveres o los residuos.
Se debe dejar un metro entre las aves sacrificadas y el piso superior (relleno).
38
� Se puede construir más de una fosa, previendo que no se cruce por alguna que
esté llena.
En las fosas se debe eliminar también restos de alimentos, excretas, huevos, basura
y material que no garantice la desinfección.
Para el cálculo del tamaño de fosa se deberá previamente calcular el peso del lote
de aves que será preciso enterrar, el que a su vez depende del tipo de producción
(pollos de engorde, reproductores pesados o livianos, gallinas de alta postura de
huevos blancos o de color, u otras especies); y de la edad de las aves o semanas de
cría, estos datos pueden ser provistos por el propietario, por técnicos especializados
en avicultura o bien obtenerse de tablas.
A modo de guía tener en cuenta que un kilo de peso tiene un volumen promedio de
0.06242 m3. El volumen de la fosa se deberá calcular multiplicando el valor anterior
por el peso medio y la cantidad promedio de aves alojadas.
Se recomienda cubrir la fosa con láminas geo textiles o nylon evitando la
contaminación del manto freático, posteriormente colocar los cadáveres y cubrirlos
con 40 centímetros de tierra, y colocar sobre la misma una capa uniforme de
hidróxido de calcio [Ca (OH)] antes de terminar de llenar la fosa. También es
conveniente evitar poner la cal directamente sobre los cadáveres porque retrasa y
puede evitar su descomposición.
Debido a la producción de gases por descomposición de los cadáveres se puede
producir una considerable expansión del material enterrado por lo cual no se
compactará asentará la tierra al recubrir la fosa, asimismo, para evitarlo se debe
colocar tubos cribados para su ventilación.
ATENCIÓN: en caso de usar como método de sacrifico la espuma, no colocar
en la fosa de eliminación las aves junto al guano o cama debido al exceso de
gas metano que produce, lo cual puede causar la explosión de la fosa.
39
�2. Incineración
La incineración es el método menos recomendable para la eliminación de una gran
cantidad de aves, principalmente por su elevado costo y por el tiempo que se
requiere para hacerlos cenizas; sin embargo, si por alguna razón es necesario
realizar este método, se debe considerar lo siguiente:
Aprobación de los organismos oficiales encargados de la protección medio
ambiente
Disponibilidad de agua o material contra incendios.
El método no puede utilizarse en épocas de lluvias
Considerar la dirección de los vientos
Se requiere gran cantidad de combustible
Se requiere de un acomodo especial de los cadáveres para asegurar una buena
incineración
Una inadecuada incineración incrementa el riesgo de escape de virus, al dejar
cadáveres semiquemados.
Un error puede generar accidentes personales, locales o ambientales
Las cenizas tienen que enterrarse o llevarse a un relleno sanitario
El método provoca severa contaminación ambiental.
Este método es adecuado al utilizarse hornos crematorios convencionales cuando
se trata de pocas aves sacrificadas.
3. Compostaje
El compostaje es un proceso de descomposición controlada de la materia orgánica.
La descomposición ocurre en un ambiente aerobio en presencia de determinadas
condiciones de pH, temperatura y humedad, en la cual microorganismos mesófilos y
40
�termófilos elevan la temperatura por un tiempo determinado permitiendo así la
inactivación viral.
Este método puede ser alternativo al enterramiento en sitios en que, por razones de
legislación o alto nivel de las napas freáticas, no se permita el enterramiento.
Para su planeamiento se deben considerar la disponibilidad de materiales
necesarios para su realización (ej.: fuente de carbono como paja), su ubicación y el
tiempo requerido para la inactivación viral a temperaturas adecuadas (15 días a
temperaturas mayores a 62ºC).
Se puede realizar luego una eliminación definitiva enterrando el compost.
Eliminación de la cama, deyecciones de aves o productos avícolas
La cama, las deyecciones, los huevos u otros deberán tratarse mediante un método
idóneo para eliminar el virus. Dicho método deberá incluir una de las siguientes
manipulaciones:
1. Se enterrarán con los cadáveres a una profundidad que impida el acceso a
parásitos, aves silvestres u otros animales.
2. Se incinerarán o tratarán con vapor de agua a temperatura de 70 °C o mayor.
3. Se amontonarán y humidificarán (si resultara necesario para facilitar la
fermentación), se cubrirán para mantener el calor de forma que se alcance una
temperatura de fermentación mínima de 20°C y se mantendrán cubiertos durante 42
días.
4. En el caso de haber utilizado como método de sacrificio la espuma, la cama o
guano debe enterrarse en forma separada de las aves sacrificadas.
Medidas higiénico sanitarias que deben contemplarse en el
sacrificio y eliminación
La realización del sacrificio y la eliminación de los lotes afectados se realizarán bajo
la supervisión del Senasa.
41
�Teniendo en cuenta que el hombre es el principal vehiculizador del virus entre
granjas y sobre todo a grandes distancias, estas actuaciones exigen contemplar una
serie de medidas higiénico-sanitarias destinadas a la eliminación efectiva del virus y
a evitar su propagación, por ello es necesario que:
En el sacrificio y eliminación deben participar
exclusivamente el número de
personas necesarias para el mismo. Estando personal afectado únicamente a estas
áreas, sin tener contacto con otras granjas avícolas.
Se disponga de un lugar de desinfección a la entrada y/o salida de la explotación
para vehículos y calzados.
Todo el personal deberá utilizar ropa adecuada para tal fin, y todo el material
descartable deberá ser eliminado en la misma explotación.
El material no desechable deberá desinfectarse en forma adecuada previo a ser
retirado de la explotación.
Se mantenga una adecuada y estricta higiene de las manos y desinfección de
botas, después del contacto con aves de corral o con superficies contaminadas.
42
�CAPÍTULO 5
LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN
Procedimiento de limpieza y desinfección
Las operaciones de limpieza y desinfección se llevarán a cabo bajo la supervisión
del inspector veterinario del Senasa.
Previo a la desinfección se informará al avicultor/propietario de las medidas de
bioseguridad y protocolo de limpieza que se ha de efectuar.
El personal que conforma el equipo de limpieza y desinfección deberá estar provisto
de ropa protectora adecuada, en lo posible descartable y toda la ropa y calzado
deberá ser limpiada y desinfectada al terminar el operativo y ser provisto de ropa y
calzado limpio para salir del establecimiento.
1. Desinfección
1.1. Una vez extraídos los cadáveres, restos de alimentos o cualquier materia
orgánica para su eliminación, se rociarán todas las superficies en las que hayan
estado en contacto con las aves infectadas y las cercanas a los mismos, con
desinfectantes autorizados por el Senasa.
1.2. El desinfectante deberá permanecer durante VEINTICUATRO (24) horas como
mínimo.
2. Primera limpieza profunda y desinfección
2.1. Se realizará una limpieza profunda de las instalaciones con un producto
desengrasante (detergentes u otros surfactante autorizados) y agua. Deberán
preferentemente emplearse sistemas de limpieza a presión a fin de favorecer la
eliminación de la suciedad adherida y agua caliente.
2.2. Se rociará nuevamente con desinfectante indicado, todas las superficies
tratadas, y se dejarán transcurrir SIETE (7) días.
43
�2.3. Los implementos, bebederos, comederos, jaulas, nidos, incluyendo las
dependencias ajenas como cuarto de baños, almacenes de alimentos y utensillos,
depósitos de pienso, depósitos de agua de bebida, etc. deberán tratarse en forma
similar con especial atención al uso de agua caliente o vapor a temperatura de 70°C
o mayor. Aquellos implementos que se pudieran remover del galpón, se ubicarán en
un lugar apartado y cubierto al amparo de otros animales o aves durante por lo
menos 21 días.
2.4. Los desagües y conductos de evacuación, se llenarán con desinfectantes
concentrados.
3. Segunda limpieza profunda y desinfección
3.1. Una vez transcurridos siete días, se realizará nuevamente otra limpieza
profunda con un producto desengrasante y abundante agua y se rociará
nuevamente con un desinfectante.
3.2. Luego de realizada la limpieza y desinfección se procederá a realizar un
programa integrado de control de plagas (artrópodos y roedores), ya que los mismos
pueden actuar como vectores mecánicos, mediante productos insecticidas y
rodenticidas autorizados por el Senasa.
Desinfectantes y productos químicos recomendados
Los desinfectantes que pueden emplearse en el proceso de desinfección en brotes
de IAAP recomendados para el virus de la influenza aviar son los agentes
tensoactivos catiónicos (sales de amonio cuaternario 4%), agentes oxidantes
(hipoclorito de sodio 2%, hipoclorito de calcio 2% y Virkon®), aldehídos
(glutaraldehido 2%; formalina y gas formaldehído), ácidos (ácido cítrico 2%) y álcalis
(hidróxido de sodio 2%, hidróxido de calcio 3%; carbonato de sodio 4%); fenoles
sintéticos 2% y ácido cresílico 2%. Este listado no es definitivo y se podrán utilizar
otros compuestos que determine oportunamente el Senasa.
44
�CAPÍTULO 6
MEDIDAS DE PROTECCIÓN PARA LOS TRABAJADORES
Introducción
Estas medidas son válidas para las actividades en las cuales los trabajadores entran
en contacto directo con el virus de la influenza aviar altamente patógena. El contacto
directo puede ocurrir en el manipuleo de aves enfermas o sospechosas o durante el
desarrollo de actividades que impliquen el contacto con fluidos o excreciones de
animales.
Los animales infectados eliminan el virus con sus excreciones, y secreciones,
particularmente la materia fecal es altamente infecciosa. El contagio en el hombre se
puede producir tanto por vía aerógena como por contacto a través de las mucosas.
Las actividades que implican un contacto directo con el virus de la influenza aviar
altamente patógena son:
El manipuleo de aves enfermas o sospechosas en granjas avícolas.
La práctica de la medicina veterinaria, incluyendo el examen post mortem.
El sacrificio de aves.
La eliminación de carcazas.
Los trabajos de limpieza y desinfección de las granjas contaminadas.
Por lo general se puede considerar a la influenza aviar de alta patogenicidad como
una zoonosis de baja transmisibilidad.
Medidas de protección para el contacto directo con aves enfermas
o sospechosas
Se han desarrollado una serie de recomendaciones debido a la detección de casos
humanos asociados a la epizootia en aves de corral. Antes de ingresar a áreas
avícolas y proceder a la manipulación de aves enfermas y sospechosas o materiales
contaminados, así como en el sacrificio de los animales enfermos y en los trabajos
45
�de limpieza y desinfección, se deberá disponer de equipos de protección personal
que serán utilizados durante toda la jornada de trabajo, mientras dure la exposición
al riesgo y se quitarán al salir de las explotaciones y se desecharán en las mismas o
guardarán en contenedores herméticamente cerrados de tal manera de permitir su
posterior limpieza y desinfección en un lugar designado por el Senasa a tal fin.
Se debe asegurar que todos los trabajadores tengan acceso a los Equipos de
Protección Individual (EPIs) y a la información y capacitación para el uso de los
mismos. Los componentes de un equipo de protección individual necesarios para
una correcta protección son:
1. Protección corporal: ropas protectoras, preferiblemente mamelucos desechables
con manga larga y ajustables en los extremos más un delantal impermeable.
2. Protección de cabeza con gorro desechable que cubra completamente los
cabellos.
3. Protección de pies con botas de goma o poliuretano que puedan ser
desinfectadas, y preferentemente cubre botas desechables. En el caso de visitas
múltiples es obligatorio el uso de cubre botas desechables.
4. Protección de manos con guantes protectores desechables (de nitrilo o vinilo) o
guantes de trabajo de goma resistente que puedan desinfectarse; para evitar
dermatitis pueden usarse guantes de algodón por debajo de los guantes protectores.
5. Protección respiratoria mediante respiradores que cubran boca y nariz. En casos
particulares se podrán requerir equipos de respiración autónoma.
6. Protección ocular por medio de anteojos protectores, que deben lavarse y
desinfectarse después de su uso.
El procedimiento de colocación y retirada del EPIs descripto a continuación se basa
en las recomendaciones de la Organización Mundial de la Salud (OMS) con el fin de
reducir al mínimo la posibilidad de auto-contaminación y auto-inoculación. Se han
sugerido también otras alternativas válidas como la que propone el Centro de
46
�Control de Enfermedades de Atlanta (CDC) u otras recomendadas por los
fabricantes.
La secuencia de colocación del equipo es la siguiente:
1. Colocarse el mameluco descartable.
2. Colocarse los cubrebotas, sellar con cinta los extremos al mameluco, si es
necesario.
3. Colocarse el protector respiratorio y verificar su ajuste.
4. Colocarse el gorro desechable.
5. Colocarse los anteojos protectores.
6. Por último, colocarse los guantes, por encima de las mangas de la bata.
La secuencia de retirada del equipo es la siguiente:
1. Retirar los anteojos protectores.
2. Retirar el gorro.
3. Retirar la bata y cubrebotas.
4. Retirar los guantes protectores, y evitar el contacto de las superficies
contaminadas con piel o mucosas.
5. Realizar un lavado higiénico de manos.
6. Retirar la mascarilla, tomándola desde las bandas elásticas, sin tocar la parte
frontal.
7. Realizar otro lavado higiénico de manos.
La higiene de las manos debe consistir en el lavado con agua y jabón por 15 a 20
segundos o el uso de otros procedimientos estándares de desinfección de las
manos.
47
�Los EPIs desechables deben ser eliminados adecuadamente, disponiéndolos en
bolsas plásticas y dentro de un recipiente con tapa y cuidando que no contaminen
otros lugares. El dispositivo de plástico debe ser cerrado cuidadosamente antes de
su eliminación.
Los EPIs no desechables deben almacenarse en bolsas plásticas hasta su posterior
limpieza y desinfección.
Usar una muda limpia de ropa protectora en cada instalación visitada.
Después de visitar una instalación afectada las personas no deben acudir a lugares
de reunión pública (bares, restaurantes, etc.) sin haberse duchado, incluyendo
lavado del pelo y cambiado de ropa.
Protectores respiratorios
Los protectores respiratorios son los únicos que han sido diseñados para
proporcionar protección de las vías respiratorias a los trabajadores dado que poseen
un filtro que impide la penetración de aerosoles del tamaño inferior a una micra y
permiten un ajuste facial necesario para evitar la entrada de aire por los bordes
laterales.
Los protectores respiratorios de partículas N-95, N-99 y N-100, ofrecen un mínimo
de eficiencia para filtrar el 95%, 99% y 99,97% de las partículas aéreas de una micra
o inferiores respectivamente y con un ajuste facial adecuado (menos del 10% de
fuga). El uso de los niveles de protección más altos deberá ser considerado en el
caso de gran producción de aerosoles.
Los protectores respiratorios pueden tener o no una válvula. Los protectores
respiratorios con válvula, dejan pasar libremente el aire exhalado.
48
�Recomendaciones para el uso de protectores respiratorios
Normas generales
Uso individual.
Mantener ajustado al marco facial.
Desechar cuando se observe roto, cuarteado, sucio o humedecido.
Luego de su uso, evitar manipular la parte exterior sin guantes y evitar el
contacto con la cara.
La mascarilla debe cubrir la boca y la nariz y estar sujeta de manera que prevenga la
salida de aire por los lados.
La colocación y retirada de los respiradores ha de ser cuidadosa: la correcta
colocación del respirador comprende inicialmente el ajuste de las cintas alrededor de
la cabeza, las cuales deben estar apretadas pero cómodas para el operario y se
debe ajustar la varilla metálica alrededor de la nariz, de manera que se amolde al
contorno facial y no haya fugas de aire.
Posteriormente se puede realizar una prueba de ajuste perfecto:
1. Cubrir la mascarilla en su totalidad con las manos. Realizar una inspiración
forzada con lo que la mascarilla debe deprimirse ligeramente (la tela del respirador
se arrugara, en respiradores sin válvula).
2. Realizar una la expiración forzada, lo que provocará el efecto contrario. El aire no
debe salir a través de la cara, sino de la mascarilla.
Al retirar la mascarilla debe evitarse el contacto con su parte externa y se deben
lavar las manos luego de quitarla y desecharla. Nunca deben ser llevadas colgadas
alrededor del cuello.
Se deberá sustituir los protectores respiratorios, cuando la respiración sea dificultosa
(lo que indica que está obstruido), si está húmedo, sucio o arrugado, ya que
disminuye su eficacia.
49
�Prevención médica laboral
Si se tiene una fuerte sospecha o se confirman uno o más brotes de gripe aviar por
subtipo H5N1 u otra cepa de virus de IAAP, los servicios de Salud Pública realizarán
un análisis del riesgo de exposición y determinarán la necesidad de vacunación y/o
terapia antiviral profiláctica y/o vigilancia estrecha para todas las personas y
trabajadores con riesgos de exposición.
Los sectores de salud animal y humana colaborarán en la mejor ejecución de las
medidas recomendadas.
50
�CAPÍTULO 7
PROCEDIMIENTOS EN PLANTAS DE FAENA
Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o
confirmación de presencia de influenza aviar.
En el caso de que el inspector veterinario asignado a la planta de faena reciba una
comunicación del veterinario oficial del servicio de campo en la que se indica que un
determinado lote de aves que ha sido enviado a faena a esa planta con su
autorización, proviene de una zona donde se ha detectado un foco o de una zona
que se encuentra bajo vigilancia por sospecha o confirmación de la ocurrencia de
una enfermedad exótica tal como la influenza aviar, se deberá proceder como a
continuación se detalla:
1. Identificación del o los lotes indicados.
2. Autorizar la faena de ese o esos lotes al final de la faena del día.
3. Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de la línea de faena
al concluir la misma.
4. Garantizar que se realice la limpieza y desinfección en forma intensiva de los
camiones que fueron utilizados para el transporte de esos lotes, antes de que los
mismos se retiren de la planta.
5. Identificar la partida faenada a fin de que la misma se destine a subproductos
cocidos, harinas, u otros cuyo proceso de elaboración incluya la aplicación de
temperatura suficiente de manera que garantice la destrucción de los agentes
causales de enfermedad.
En el caso de que el inspector veterinario no hubiera recibido comunicación, pero
observase en la inspección pre-mortem que las aves presentan síntomas
compatibles con la influenza aviar (síntomas respiratorios, nerviosos, plumaje
erizado, presencia de aves muertas, etc.), deberá proceder como a continuación se
detalla:
51
�a. Extraer muestras de las aves del lote sospechoso tal como se indica en el
Capítulo 9 del presente Manual y enviar las mismas al laboratorio del Senasa, con
carácter de urgente y a fin de que se confirme o no la sospecha.
b. Avisar al veterinario de la oficina del Senasa que corresponde a la zona de origen
de las aves.
c. En cuanto a la faena del lote, proceder como se indica en los puntos 1 a 4 del
párrafo anterior.
d. Identificar las carcasas una vez faenadas apartadas de otras aves en cámara, a la
espera de los resultados del laboratorio.
e. De confirmarse el diagnóstico por pruebas de laboratorio (de influenza aviar o de
otra enfermedad tal como la enfermedad de Newcastle, deberá cumplirse con lo
indicado en el punto 5) del párrafo anterior.
f. Si el resultado del laboratorio no confirmase el diagnóstico de influenza aviar u
otra enfermedad tal como la enfermedad de Newcastle, y de evaluarse que la carne
o carcasas cumplen con las condiciones de higiene y sanidad, la mercadería podrá
ser liberada para su comercialización.
52
�CAPÍTULO 8
REPOBLACIÓN Y CENTINELIZACIÓN
La introducción de aves de corral en explotaciones que hayan sido despobladas
como consecuencia de las medidas de control y erradicación implementadas, sólo
podrá realizarse una vez que hayan sido levantadas las medidas de restricción a los
movimientos en la zona de foco y vigilancia y se haya demostrado la ausencia de
actividad viral en las explotaciones previamente infectadas.
El procedimiento a seguir para demostrar la ausencia de actividad viral en las
explotaciones afectadas podrá realizarse mediante la centinelización.
El procedimiento de centinelización comprende la introducción de aves centinelas o
testigos a las explotaciones previamente desinfectadas y la demostración de
ausencia de actividad viral en dichas aves.
El procedimiento se realizará con las siguientes pautas generales:
1. Las aves centinelas serán introducidas en la explotación o establecimiento por
decisión del Senasa y con autorización, bajo supervisión del personal del Senasa.
Se deberá:
Introducir preferentemente aves libres de patógenos específicos (SPF) y/o que
hayan dado resultados serológicos negativos respecto de influenza aviar, dentro de
los 14 días anteriores a su introducción.
Tener como mínimo 3 semanas de edad.
Estar identificadas o marcadas.
2. Se introducirá un número de aves centinelas equivalente a un rango del 1% al 5%
de la capacidad instalada de cada galpón.
3. En cualquier caso el número de aves centinelas a introducir no podrá ser menor a
10 (diez).
4. Deberán haber pasado como mínimo 21 días posteriores a la finalización de las
53
�tareas de limpieza y desinfección.
5. Las aves deberán tener acceso y contacto con toda la superficie del galpón o
gallinero, para lo cual se forzará a su contacto mediante el uso de corrales o
desplazamiento por paredes ajustables.
6. Las aves centinelas permanecerán en la explotación por un mínimo de 21 días.
7. Se realizará un examen clínico supervisado por el personal del Senasa al menos
una vez por semana y se someterán a exámenes de laboratorio serológicos y
virológicos a la totalidad de las aves centinelas semanalmente mientras
permanezcan en la explotación.
8. Todas las aves que mueran durante dicho período serán sometidas a exámenes
de laboratorio (patológicos y virológicos) para descartar IA.
9. Una vez transcurrido el período estimado las aves no deberán presentar signos
clínicos ni diagnóstico de laboratorio compatible con influenza aviar para considerar
que la enfermedad ha sido erradicada.
54
�CAPÍTULO 9
TOMA DE MUESTRAS, CONSERVACIÓN Y ACONDICIONAMIENTO
Consideraciones generales
1. Para la detección de IA en aves de corral se deben enviar muestras de hisopados
traqueales, cloacales y sueros. Se recomienda enviar, especialmente en silvestres,
aves enteras recientemente muertas o moribundas sacrificadas en doble bolsa,
refrigerada.
2. Las muestras deben enviarse a la Dilab del Senasa (Talcahuano 1660, Martínez,
Provincia de Buenos Aires) acompañadas por el acta de toma de muestras que
corresponda debidamente completada y protocolo de denuncia obligatoria
(Resolución Senasa N° 540/2010).
3. Asegurarse de disponer del material necesario previo a la toma de muestras.
Tener frascos y tubos disponibles individualmente para cada ave muestreada.
4. Se recomienda no realizar necropsias, para evitar la diseminación del virus, de
proceder a realizar la necropsias se debe seleccionar el lugar adecuado para las
mismas, y garantizar la bioseguridad de las maniobras en cuanto a vestimenta,
eliminación de desechos (por incineración o entierro) y desinfección total del área de
trabajo.
5. Las muestras deberán ser enviadas al Laboratorio por personal oficial de Senasa
en condiciones de bioseguridad a la mayor brevedad.
6. Las muestras deberán estar acompañadas por los formularios “PROTOCOLO DE
ENVIO DE MUESTRAS” y “PROTOCOLO DE NECROPSIA” (Resolución Senasa N°
540/2010) según corresponda.
Materiales para la toma de muestras
Tubos de sangrado con tapón de goma o viales tipo eppendorf de 1,5 ml.
55
� Hisopos estériles sintéticos o semisintéticos (poliéster, rayón, nylon) con mango
de plástico. No remitir las muestras en hisopos de algodón con mango de
madera ya que interfieren con la sensibilidad del diagnóstico.
Tubos de 10 ml con tapa.
Agujas hipodérmicas estériles de calibre 25G (15/5) o 27G (15/3) para aves de
pequeño tamaño y de calibre 21G (25/8) cono verde para aves de mayor tamaño.
Solución PBS o fisiológica estéril.
Tijera.
Etiquetas, tela adhesiva o cinta de papel.
Bolsas de nylon de 10 x 20 cm.
Marcador indeleble.
Alcohol etílico 96°.
Algodón y toallas de papel.
Conservadora con refrigerantes.
Solución desinfectante (Solución de iodopovidona, clorhexidina, etc.).
Gradillas.
Equipo de protección personal.
Material para necropsia: material impermeable y desechable para apoyar las
aves, tijera para necropsia de aves, pinzas de mano izquierda, pinzas hemostáticas,
nylon para sutura.
56
�Métodos para la extracción de muestras
a. Hisopado cloacal, orofaríngeo o traqueal
1. Rotular los tubos o viales.
2. Para obtener el hisopado cloacal: levantar las plumas de la cola, despejando la
zona cloacal e introducir el hisopo en la cloaca, rotar suavemente el hisopo dos o
tres veces hasta obtener una muestra abundante. Obtener un hisopo por ave.
3. Para obtener un hisopo orofaríngeo o traqueal: levantar la cabeza del ave, abrir el
pico e introducir el hisopo en la orofaringe o bien extraer suavemente la lengua para
visualizar el orificio traqueal e introducir el hisopo en la tráquea. Rotar suavemente el
hisopo dos o tres veces y obtener un hisopo por ave.
4. Sumergir el hisopo en el tubo con 1 a 2 ml de PBS o solución fisiológica estéril, si
fuera un pool de 5 hisopados sumergir en 3 a 5 ml.
5. No colocar en el mismo tubo hisopos cloacales y traqueales.
6. Según el tipo de tubo utilizado, podrán remitirse muestras individuales de UN
hisopo por cada tubo o bien pooles de hasta 5 (cinco) hisopos por tubo, siempre
que se correspondan a un mismo predio, categoría y especie.
7. Refrigerar inmediatamente a temperatura de heladera (4° a 8° C) y remitir
refrigerado en el mismo día de la toma de muestras (no congelar).
8. Los tubos deberán estar identificados individualmente y en paquetes por lote y
deberán estar acompañados por el protocolo correspondiente de acuerdo al modelo
adjunto.
b. Sangre o suero
Extracción de sangre en pollos, gallinas domésticas u otras aves domésticas o
silvestres de tamaño mediano y grande: “Extracción de sangre por la vena alar”:
1. Para facilitar la obtención de suero, se recomienda el uso de viales tipo
eppendorf.
57
�2. Se requiere una muestra de sangre de cada ave por tubo (INDIVIDUALES), el
cual debe estar previamente identificado.
3. Colocar el ave en posición de decúbito lateral o ventral, extendiendo el ala,
humedecer con algodón embebido en alcohol la cara ventral del ala y/o remover las
plumas sobre la base ósea del eje humeral para permitir la identificación de la vena
alar.
4. Insertar suavemente la aguja calibre 21G acoplada a una jeringa de 2,5 o 5 ml y
aspirar levemente para evitar el colapso de la vena alar. Obtener un volumen de al
menos 1 ml de sangre.
5. Las muestras de sangre deben dejarse a una temperatura que garantice la
formación del coagulo y liberación del suero.
6. Una vez obtenido el suero refrigerar a temperatura de heladera y remitir
(refrigerado) a la mayor brevedad.
7. Deberán tomarse muestras de sangre de todas las aves cuando el lote esté
compuesto de menos de 20 animales y muestras de 20 aves cuando el lote sea
mayor (de este modo, la posibilidad de detectar al menos un suero positivo será de
99 % sí el 25 % o más de la manada es positivo independientemente del tamaño de
ésta).
Extracción de sangre en aves domésticas o silvestres de tamaño pequeño:
“Extracción de sangre por la vena yugular”.
1. Tomar el ave con la mano izquierda, colocando su cabeza entre el dedo índice y
mayor (flexionando ligeramente el cuello hacia la izquierda del ave) y ambas patas
entre el dedo anular y meñique, las alas deben quedar comprimidas en la palma de
la mano.
2. Con unas gotas de alcohol humedecer la zona lateral del cuello y con el pulgar
izquierdo ingurgitar suavemente la vena yugular derecha (realizar presión en forma
paralela a la misma).
58
�3. Con la mano derecha insertar la aguja calibre 25G o 27G acoplada a una jeringa
de 1 ml, extraer un volumen del 1% del peso corporal.
4. Al retirar la aguja, comprimir ligeramente hasta lograr la hemostasia.
c. Órganos
NOTA: SE RECOMIENDA NO HACER LA NECROPSIA A CAMPO, en caso de ser
necesario realizar la técnica, debe ser realizada por técnicos con experiencia.
1. En caso de proceder a realizar la necropsia, examinar y obtener muestras en
forma aséptica de aves recientemente sacrificadas con distintas etapas de
enfermedad clínica, en una cantidad que sea muestra representativa de la población
afectada, asignándoles números correlativos a fin de identificar frascos y protocolos
de necropsia.
2. Los tejidos frescos para el aislamiento viral tales como hígado, bazo, tráquea,
pulmón o cerebro, deben ser obtenidos de aves recientemente sacrificadas o
muertas por la enfermedad con no más de 8 hs. post mortem (tiempo que deberá ser
menor si la temperatura ambiental es elevada).
3. Se deberán colocar distintos órganos de una misma ave en un frasco. De enviar
intestino o contenido intestinal, hacerlo en un frasco aparte.
4. Las muestras deben estar bien cerradas en recipientes herméticos con tapa a
rosca y sellados. Se debe asegurar que las superficies externas se descontaminen
adecuadamente. Enviar refrigerado.
5. Remitir muestras de hisopados y suero de aves enfermas o agónicas y aves con
sintomatología recientemente sacrificadas, sin abrir, envueltas individualmente en
triple bolsa plástica y enviadas refrigeradas.
Conservación de las muestras
a. Hisopados
59
�Los puntos críticos para la conservación de los hisopados cloacales o traqueales
para la detección de influenza aviar son la temperatura de conservación y la demora
en su envío. Las muestras obtenidas a campo deben conservarse a temperatura de
heladera, entre 4° y 8° C hasta 24 hs. El tiempo máximo desde la toma de muestras
hasta su recepción en la Mesa de Entrada del Laboratorio no debe superar las 72
hs, idealmente debe ser menor a 24 hs. No deben congelarse las muestras a -20 º
C.
Como consecuencia de una incorrecta conservación de las muestras, ya sea por
demora en su envío o temperatura inadecuada, existe el riesgo de obtener falsos
negativos.
b. Sueros
Deben remitirse en lo posible, sólo sueros límpidos, no hemolisados (de color rojo o
marrón verdoso) ni contaminados (de aspecto turbio).
Los sueros pueden ser mantenidos a temperatura de heladera (entre 4° y 8 °C)
durante 7 días como máximo o bien congelarse a menos 20 °C, manteniéndose en
temperatura sin sufrir cambios. La sangre entera NO debe congelarse.
Acondicionamiento de las muestras para su envío
Las muestras deben ser acondicionadas bajo normas de bioseguridad. El embalaje
debe evitar la fuga de material infeccioso por rotura o mal empaque del envío.
Las muestras deben ser enviadas en un sistema de triple embalaje. El sistema de
tres envases consta de:
1. Un recipiente primario a prueba de agua, bien cerrado (tubo, vial o frasco con tapa
a rosca), en el cual se colocará la muestra.
2. Un recipiente secundario resistente y a prueba de agua.
3. Un recipiente terciario o envoltorio externo.
60
�El espacio entre el recipiente primario y secundario debe llenarse con material
absorbente (algodón o toallas de papel), para contener el material del recipiente
primario, en caso de que ocurra una pérdida durante el transporte.
Los protocolos y otro tipo de información, deben ser pegados con cinta adhesiva en
el exterior del recipiente secundario. El hielo común o hielo seco debe colocarse en
el exterior del recipiente secundario en un envase a prueba de fuga de líquido.
Como recipiente terciario pueden usarse cajas conservadoras de telgopor de un
espesor adecuado (2,5 cm o mayor), esta caja térmica podrá ser colocada en otra
caja de cartón (cuatro envases).
El empaque externo debe sellarse e identificarse debidamente indicando el
remitente, destinatario, fecha y hora de envío. Es recomendable también, colocar en
la caja de transporte una leyenda externa, bien visible: “IMPORTANTE: CONTIENE
MATERIAL BIOLOGICO PARA DIAGNOSTICO AVIAR. TIEMPO DE ENVIO Y
TEMPERATURA CRITICOS. ENTREGAR URGENTE AL DEPARTAMENTO DE
AVES DE LA DILAB SENASA”.
Atención: La parte externa de los recipientes debe ser cuidadosamente
examinada y debe limpiarse y desinfectarse previo a su envío.
Por otra parte, se necesita una buena comunicación y coordinación entre quien
envía y quien recibe el material biológico, de manera que la muestra llegue a tiempo
y en buenas condiciones. Es conveniente realizar arreglos con el destinatario, previo
al envío, para asegurarse de que las muestras sean adecuadamente conservadas.
61
�CAPÍTULO 10
DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO
En este apartado no se describirá el tratamiento de las muestras ni el procedimiento
detallado de las técnicas analíticas para el diagnóstico de la influenza aviar, las
cuales se encuentran contenidas en los procedimientos según Normas de Calidad
vigentes de la Dirección de Laboratorio y Control Técnico del Senasa (Dilab). Estos
últimos siguen los lineamentos de los Laboratorios de Referencia Internacional para
diagnóstico de influenza aviar.
Se enumeran a continuación las pruebas de laboratorio, serológicas, virológicas,
moleculares y la inoculación en aves SPF, que se realizan en la Dilab para el
diagnóstico del virus de Influenza aviar.
Pruebas serológica
El diagnóstico serológico de la influenza aviar, por tratarse de una enfermedad
exótica, debe realizarse en la República Argentina en dos etapas pues se desconoce
el subtipo que circula.
En la primera etapa o screening se utilizan pruebas que detectan anticuerpos ante
antígenos específicos de Tipo A es decir ante cualquier virus de la influenza aviar.
Estos test serológicos son el Elisa Indirecto para sueros de gallinas y pavos y el
cElisa para sueros de distintas aves. Ambas pruebas son altamente sensibles y la
segunda, además de tener la ventaja de servir para distinto tipo de aves es de
mejor especificidad.
El Laboratorio Dilab del Senasa
está acreditado en ambas técnicas ante el
Organismo Argentino de Acreditación.
Hay que tener en cuenta que positividad serológica al tipo A en aves acuáticas
(silvestre y doméstico) es un hallazgo corriente.
62
�La segunda etapa es la detección de anticuerpos específicos de subtipos, se realiza
mediante la prueba de inhibición de la hemaglutinación que determina anticuerpos
específicos para los subtipos H1 a H15
Esta prueba se realiza tanto en aves silvestres como en aves de producción.
Los sueros con títulos iguales o superiores a 1/8 son considerados positivos en
aves silvestres
Títulos iguales o superiores a 1/16 son considerados positivos en gallinas, pavos y
otros
Diagnóstico virológico
Aislamiento viral en embriones SPF libres de patógenos específicos.
Las muestras de hisopados cloacales y/o traqueales, materia fecal y/o el pool de
órganos (bazo, hígado, plumón, cerebro, etc.) son procesadas e inoculadas en la
cavidad alantoidea de, al menos, 4 huevos embrionados de gallina libres de
patógenos específicos (SPF) de 9 a 11 días de edad.
Luego de cada incubación y 2 o 3 pasajes ciegos (según corresponda) los fluidos
alantoideos amnióticos se someten a la prueba de hemoaglutinación (HA).
Si la prueba de HA resulta positiva:
1. Se verifica la esterilidad de los líquidos embrionados que han reaccionado a la
prueba de HA.
2. Los fluidos hemoaglutinantes se someten a las pruebas de inhibición de
hemoaglutinación con un antisuero policlonal específico para el virus de la
enfermedad de Newcastle para descartar la citada enfermedad.
3. Con los líquidos alantoideos se realizan las pruebas de HI para la subtipificación
de H (H1- H15).
4. Prueba biológica de Patogenicidad: el IPIV o Índice de Patogenicidad Intravenosa
se realiza mediante la inoculación del líquido alantoideo estéril de los embriones
63
�inoculados, por vía intravenosa (IPIV) a aves SPF de 4 a 6 semanas de edad. Se
considerará una cepa de alta patogenicidad aquella con índice IPIV igual o superior
a 1,2.
Diagnóstico molecular
Diagnóstico molecular, se realiza por la prueba de Transcripción Reversa Reacción
en Cadena de la Polimerasa en Tiempo Real (rRT-PCR), para su caracterización en
influenza tipo A, y subtipos H5 y H7, linajes euroasiático y panamericano.
Confirmación
La Dirección de Laboratorios y Control Técnico del Senasa podrá recurrir según
considere necesario a los Laboratorios de Referencia Internacional enviando la
muestra positiva/sospechosa para confirmación y obtención
del diagnóstico
definitivo conociendo el subtipo H, N y la secuenciación viral.
64
�CAPÍTULO 11
INVESTIGACIÓN EPIZOOTIOLÓGICA
1. Información general
1.1. Datos de la explotación avícola:
Consignar especie y tipo de actividad.
Consignar nombre del establecimiento, domicilio y teléfono, número de
Renspa y coordenadas geográficas.
Propietario del establecimiento: consignar nombre, domicilio y teléfono, correo
electrónico.
Veterinario responsable: consignar nombre, domicilio, correo electrónico y
teléfono.
Propietario de las aves en sistemas de producción integrados: consignar
nombre de la integración, dirección comercial y teléfono.
Supervisor de zona: consignar nombre, domicilio, correo electrónico y
teléfono.
1.2. Información de las aves en la explotación industrial:
Fecha de ingreso.
Número de crianza o número de lote.
Plantel de origen de las aves.
Planta de incubación de origen.
Número total de aves.
Cantidad de galpones.
Superficie (m² cubiertos).
65
�1.3. Edad y número de aves en cada galpón:
Consignar por galpón, la edad de las aves, el número total de aves, el número de
aves enfermas (%) y el número de aves muertas (%).
1.4. Presencia de otros animales en el establecimiento:
Incluir otras especies de aves, animales de compañía, cerdos, bovinos, ovinos,
equinos, etc. Consignar especie, raza, número total en la explotación, sexo y edad.
1.5. Realizar un croquis del lugar, indicando:
Las distancias en metros, el norte, los edificios, los galpones, las rutas, los caminos,
las vías ferroviarias, los riachuelos, los lagos y lagunas, los senderos, las tierras
cultivadas y otros caracteres topográficos relevantes.
2. Signos clínicos, tratamientos y vacunaciones
2.1. Fecha en la cual se observan los primeros signos o lesiones por la persona
encargada de cuidar las aves.
2.2. La mortandad o enfermedad es reportada por (indicar granjero, veterinario,
supervisor, etc., e indicar nombre, dirección, teléfono y fecha de reporte).
2.3. ¿Murieron o fueron destruidos animales por causas de signos clínicos severos
desde la aparición de la enfermedad?
2.4. Describir los signos clínicos y las lesiones que observe así como las descriptas
por el propietario y por los otros veterinarios que visitaron el establecimiento antes
que usted. Resumen de tratamientos durante los últimos 30 días. Consignar
producto utilizado, fecha de inicio y finalización del tratamiento, cantidad de animales
tratados, dosificación y vía de aplicación. Indicar motivo por el cual se suministró y
nombre del veterinario que lo indicó y de la persona que lo administró.
2.5. ¿Se ha realizado vacunación? Sí ( ) No ( )
Resumen de vacunaciones durante los últimos 30 días.
66
� Consignar fecha de vacunación, tipo de vacuna, nombre comercial, número de
serie, vía de administración, cantidad de animales vacunados.
3. Posible fuente de infección
3.1. Movimientos de animales vivos hacia el establecimiento:
Movimiento de aves hacia el establecimiento durante los últimos 30 días (incluir
las estadías temporarias). Consignar fecha, especie, número de animales, edad,
sexo, lugar de origen o de compra.
Movimiento de otras especies de animales hacia el establecimiento en los últimos 30
días. Consignar fecha, especie, número de animales movilizados, edad, sexo, lugar
de origen.
3.2. ¿Los lugares se encuentran cerca de un zoológico, laguna, cotos de caza o de
otra fuente posible de contaminación? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar esta fuente, el lugar y la distancia además
de los detalles sobre las visitas y contactos recientes.
3.3. ¿Miembros de la familia, o empleados y sus familias visitaron un país
extranjero en el último año? Sí ( ) No ( ). Consignar lugar de residencia.
3.4. ¿Visitaron residentes de países extranjeros a la familia o empleados y sus
familias en el último año? Sí ( ) No ( ).
Consignar lugar de residencia. En caso de respuesta afirmativa, dar el nombre de
las personas, el país de origen, las fechas de su estadía e indicar si ellos volvieron
con carne o con productos derivados de la carne (precisar cuáles son).
3.5. ¿Miembros de la familia, empleados o su familia recibieron del extranjero
productos alimenticios en el transcurso de los últimos doce meses? Si ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, dar el nombre de las personas, fechas, tipo de
alimento, país de origen e indicar el uso de dicho producto alimenticio.
3.6. ¿Se
importaron
y
utilizaron
maquinarias
y
equipo
agrícola
en
el
67
�establecimiento? Sí ( ) No ( )
En caso de respuesta afirmativa, indicar el país de origen y la fecha de adquisición,
indicar como se dispuso de las cajas y materiales de embalaje.
3.7. Describir la fuente y calidad de agua para las aves.
3.8. Indicar el nombre, dirección y teléfono del molino proveedor de alimentos para
el establecimiento.
3.9. ¿Se introdujeron alimentos para las aves o para otros animales presentes en el
establecimiento de otro origen diferente al habitual durante los últimos doce meses?
Si ( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, indicar los productos, proveedores,
nombres y lugares de origen y fecha de compra.
3.10. ¿Los alimentos para las aves estuvieron expuestos a animales o aves
silvestres durante su almacenamiento o su utilización? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, explicar (por ej.: ¿Dónde? ¿Qué animales?, etc.
3.11. ¿Se cambió y/o repuso parte de la cama en el transcurso de los últimos dos
meses? Si ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar nombre y dirección del proveedor, el origen,
tipo de cama, cantidad de la misma, fecha de cambio y de compra y forma de
entrega.
3.12. ¿Los animales de compañía u otras especies animales presentes en el
establecimiento están alimentados con carne de pollo o huevos u otro alimento no
comercial que provenga del exterior? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar el origen, nombre y dirección del proveedor,
tipo y cantidad de alimento.
3.13. ¿Se introdujo estiércol del exterior en el transcurso de los últimos dos meses?
Si ( ) No ( ) En caso de respuesta afirmativa, indicar nombre y dirección del
proveedor u origen del mismo, lugar de abono, forma y fecha.
68
�3.14. Según el granjero, ¿cómo se introdujo la enfermedad?
4. Dispersión de la enfermedad
4.1. Salida de aves vivas durante los últimos 30 días (incluir las salidas temporales,
tales como exposiciones). Consignar fecha, cantidad, persona que realizó el
transporte, destino y razón del movimiento.
4.2. Salida de huevos fértiles o de consumo durante los últimos 30 días. Consignar
fecha, cantidad, persona que realizó el transporte, destino y razón del movimiento.
4.3. ¿Se sacaron otros productos animales del establecimiento durante los últimos
30 días? Si ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, describir los productos, la cantidad aproximada,
indicar las fechas, por quién fueron sacadas e indicar dónde se encuentran dichos
productos actualmente (si se sabe).
4.4. ¿Salieron y tuvieron acceso a otros establecimientos camiones, maquinarias u
otros equipos, durante los últimos 30 días? (Incluir el material adquirido
temporariamente o prestado). Sí ( ) No ( )
4.5. ¿Los propietarios del establecimiento o empleados han vivido o trabajado en
otros establecimientos durante los últimos 30 días? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar los nombres de las personas, las
direcciones y ubicación de los establecimientos, las especies de animales que se
cuidan y las compras o ventas efectuadas durante dicho período, si se conocen.
4.6. ¿Los miembros de la familia o la familia de los empleados tienen un empleo
fuera del establecimiento? Sí ( ) No ( )
En caso de respuesta afirmativa, indicar los nombres de las personas, lugares y
naturaleza del empleo. Por ejemplo matadero, otra explotación avícola, planta de
incubación, etc.
4.7. Enumerar los visitantes, su dirección y número de teléfono además de las
69
�fechas y motivo de las visitas durante los dos últimos períodos críticos; mencionar en
especial los proveedores de alimentos, comerciantes de animales, supervisor de
zona o recorredor de la empresa integradora (si posee), equipo de vacunación y
toda persona que haya estado en la explotación.
4.8. ¿Se llamó a médicos veterinarios durante los últimos 30 días? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar los nombres y direcciones, número de
teléfono, fechas y motivos de visita y los resultados (en los animales que estuvieron
tratados, si hubo mejoría, etc.)
4.9. ¿Se transportó guano o cama de pollo o mortandad fuera del establecimiento
durante los últimos 30 días? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar las fechas, la forma de transporte, el lugar
donde fue enviado o abonado, el nombre y el tipo de animales existentes en el
establecimiento al que fue enviado (si posee).
4.10. ¿Hay guano, cama de pollo, aves muertas o sus plumas por las rutas o
caminos, afluentes o lagos comunes o sobre el terreno de los establecimientos
vecinos que provienen de otros establecimientos de la región incluyendo el
establecimiento afectado? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, describir.
4.11. ¿De qué manera se sacan los desechos o basura de los establecimientos
(incluyendo la basura doméstica)?
¿Retirado por los servicios municipales? Sí ( ) No ( )
¿Enviado al basurero local? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, indicar el lugar y la distancia del establecimiento.
¿Consumido por los animales? Sí ( ) No ( ).
En caso de respuesta afirmativa, precisar qué animales, etc.
70
�4.12. ¿Los animales muertos durante los últimos 30 días fueron destruidos?
Sí( ) No ( )
En caso de respuesta afirmativa, quién se encargó de las carcasas.
71
�
Dublin Core
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Publicaciones SENASA
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A name given to the resource
Manual de procedimientos. Contingencia de la influenza aviar.
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2017
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Programa de Sanidad Aviar
Dirección Nacional de Sanidad Animal
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0071
Abstract
A summary of the resource.
El presente manual de procedimientos, según Resolución Senasa N° 73 del 18 de febrero 2010, tiene como objetivo proporcionar información técnica al profesional del Senasa, sobre las acciones que se deben llevar a cabo para controlar y erradicar a la influenza aviar de declaración obligatoria (IA) en caso de presentarse en nuestro país. Resulta esencial que veterinarios privados, técnicos, productores y cualquier persona involucrada en la avicultura, conozca los procedimientos que implementará el servicio veterinario oficial en caso de presentarse IA , con el propósito que se sumen a un esfuerzo conjunto, fortaleciendo de esta manera las acciones para su control y eliminación.
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
Objetivo
Introducción
Características de la enfermedad
Etiología
Resistencia
Virulencia
Cuadro clínico
Reservorios
Transmisión
Potencialidad zoonótica
Población hospedadora
Diagnóstico
Diagnóstico diferencial
Prevención y profilaxis
Policía sanitaria
CAPÍTULO 1
ACCIONES Y PROCEDIMIENTOS ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACIÓN DE ENFERMEDAD
CAPÍTULO 2
VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA
CAPÍTULO 3
INVESTIGACIÓN EPIDEMIOLÓGICA
CAPÍTULO 4
SACRIFICIO SANITARIO Y ELIMINACIÓN
CAPÍTULO 5
LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN
CAPÍTULO 6
MEDIDAS DE PROTECCIÓN PARA LOS TRABAJADORES
CAPÍTULO 7
PROCEDIMIENTOS EN PLANTAS DE FAENA
CAPÍTULO 8
REPOBLACIÓN Y CENTINELIZACIÓN
CAPÍTULO 9
TOMA DE MUESTRAS, CONSERVACIÓN Y ACONDICIONAMIENTO
CAPÍTULO 10
DIAGNÓSTICO DE LABORATORIO
INVESTIGACIÓN EPIZOOTIOLÓGICA
Enfermedades de las Aves
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/6e627c6e1d9b41ca4aabba29fbd40f68.pdf
09d3dbfc34f64843fc77100e29fde853
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�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
ÍNDICE
Introducción ............................................................................................................. 2
I. ALCANCE: ........................................................................................................... 2
II. PROGRAMA DE CONTROL ............................................................................... 2
III. PRODUCTOS .................................................................................................... 4
IV. RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO INTEGRADO DE ROEDORES .... 5
V. CAPACITACIÓN ................................................................................................. 5
VI. PROTOCOLIZACIÓN DEL CONTROL .............................................................. 5
PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES APLICACIÓN DE CEBOS .................. 5
Consideraciones a tener en cuenta para el CONTROL DE MOSCAS .................... 7
Consideraciones a tener en cuenta para el ALPHITOBIUS DIAPERINUS ........... 12
ESTRATEGIAS DE APLICACIÓN. ........................................................................ 13
ANEXO I - PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES ........................................ 14
ANEXO II - PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS ............................................ 15
1
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
Introducción
El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos
y operativos para el control de plagas en los establecimientos avícolas, según
lo normado en el Articulo 5.1.2 de la Resolución Senasa N° 542/2010, que
establece la obligatoriedad de efectuar el control de roedores y desinsectación,
se remiten las consideraciones a tener en cuenta para constatar su
cumplimiento, mediante el uso de planillas de registros, las cuales pueden ser
provistas como herramientas a los productores que no cuenten con la misma a
fin de armonizar los criterios de documentación y constatación de estos
procesos.
A continuación se enumeran las consideraciones a tener en cuenta para el
control de roedores en establecimientos avícolas comerciales:
I. ALCANCE: la importancia económica y sanitaria que reviste el control de
plagas, es un eslabón fundamental en la bioseguridad y sanidad de la
producción avícola. Es por este motivo que es necesario realizar un control
sistemático, implementando acciones permanentes para evitar la entrada y
multiplicación de roedores a la granja.
II. PROGRAMA DE CONTROL
DIAGNÓSTICO: Para desarrollar un programa de control de roedores se debe
comenzar por un diagnóstico previo en el terreno observando las diferentes
señales de infestación que indiquen presencia de estos vectores,
por ej.
madrigueras, cuevas de paso activas, pisadas, caminos marcados en el pasto,
manchas de rose en paredes, estructuras roídas, agujeros en cortinas,
actividad en el entretecho, heces.
ESTRATEGIA DE COLOCACIÓN DE CEBOS RODENTICIDAS: Una vez
determinado el diagnóstico se utilizan dispositivos, como estaciones de cebado
que contienen los cebos rodenticidas estos deben ser colocados en lugares
estratégicos, dependiendo del grado de infestación y de la especie de roedor
2
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
presente (Rata de noruega, Rata de tirante o Laucha común). Todo dentro de
un marco de seguridad.
Se describen las medidas de seguridad en el uso de productos rodenticidas de
acuerdo a la descripción del marbete del producto, manteniéndolo siempre en
sitio alejado de niños, personas inexpertas o animales.
PLANO DE INSTALACIONES: Se debe contar con un plano de las
instalaciones donde se identifiquen y enumeren los cebos colocados de
manera estratégica estos son:
Cebos fijos en el perímetro del predio y de los galpones
Cebos móviles en el interior del galpón durante el vacío sanitario
(período que el galpón permanece sin aves).
PLANILLA DE REGISTRO: Contar con un registro en el cual debe estar el
nombre del producto rodenticida o de los productos utilizados, modo de uso,
frecuencia de monitoreo y observaciones. Además, deben incorporarse todos
aquellos datos considerados de interés, tales como recuento de madrigueras
y/o cuevas de paso, sendas, materia fecal, rozaduras, daños, etc.
MONITOREO: Se debe realizar un control periódico (semanal) que consiste en
una revisación del estado de los cebos rodenticidas en perímetros, haciendo un
recorrido de los distintos sectores según el plano de referencia y registrar todos
los cambios observados (tales como presencia de roedores vivos, roedores
muertos, presencia de materia fecal, consumo de cebo por acción de los
roedores o reposición por deterioro).
ESTRATEGIAS EN EL PERIMETRO DE GALPONES: El perímetro de los
galpones es considerado el sitio donde los roedores pueden tener sus
madrigueras y nidos, por lo tanto debe implementarse un sistema de control
con cebos fijos, que también se identificarán y enumerarán en el plano de las
instalaciones y se les dará el mismo tratamiento que a los del perímetro del
predio.
3
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
Es importante inspeccionar el espacio entre galpones, en cercanías de los
silos, en espacios divisorios de galpones y en salas o construcciones anexas
(composta, baños/vestidores, sala de máquina, etc.), también en árboles
huecos y debajo de la loza que sostiene los silos, donde según necesidad se
usarán cebos móviles. Los cebos móviles serán utilizados en aquellos casos
que sean necesarios una acción de control frente al consumo en una estación
de cebado.
El evento de consumo en una estación de cebado denota tránsito de roedores,
tanto en el perímetro de los galpones, como en el perímetro del predio, por tal
motivo es indispensable la inspección de 20 m a la redonda, buscando señales
de presencia para colocar cebos móviles y controlar la población. El
seguimiento del evento de consumo será por tres semanas o hasta cese de
consumo (lo que ocurra primero).
ESTRATEGIAS EN INTERIOR DE GALPONES: Durante el proceso de vacío
sanitario de los galpones, se deberá intensificar el control ya que los roedores
estarán restringidos de alimento (estrés por hambre), para lo cual se eliminará
el alimento de los galpones, procediéndose después a colocar los cebos
rodenticidas, que permanecerán durante el tiempo en que los galpones estén
vacíos y se retirarán antes del lavado y desinfección. Los lugares
recomendados para su colocación pueden ser: zócalos, cuevas de paso
internas y entretechos de los galpones así como en cabreadas o sitios de
ingreso al mismo. Es de suma importancia dar seguimiento a estos cebos para
poder recuperarlos en caso de no ser consumidos.
III. PRODUCTOS
Estos deben ser aprobados por Senasa, además debe constar con el
instructivo de modo de uso y las precauciones para las personas y animales.
Es importante destacar que toda persona que participe de este programa debe
tomar las medidas adecuadas para su protección individual, debe contar con
guantes para la manipulación del rodenticida y ropa adecuada de trabajo que
consta en la descripción del marbete de cada producto.
4
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
IV. RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO INTEGRADO DE ROEDORES
Mantenimiento adecuado del predio, con pasto corto y evitando que se
acumulen objetos tales como ladrillos, maquinaria, restos de madera y/o
materiales de construcción, etc.
Colocar cestos de basura con tapas para evitar que ingresen los
roedores para el consumo de los residuos.
Después
de
un
programa
de
desratización
es
importante
la
implementación de medidas correctivas y reparación de los daños
ocasionados (cortinas rotas, roturas en zócalos, mallas rotas, etc.) para
identificar posibles recolonizaciones.
V. CAPACITACIÓN
Todo productor y/o responsable del control debe recibir capacitación por parte
de técnicos- especialistas en el “Control de plagas”.
VI. PROTOCOLIZACIÓN DEL CONTROL
PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES APLICACIÓN DE CEBOS
Fecha de
N° de
Vacío
Indicaciones
N° Cebo
constatación Galpón sanitario/
Producto Reposición
de
(fijo/móvil)
o Área Producción
reposición
5
Responsable
Firma y
aclaración
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
PLANO DE UBICACIÓN DE CEBOS RODENTICIDAS
PARA GALPÓN EN VACIO SANITARIO
PARA GALPÓN EN PRODUCCIÓN
INFRAESTRUCTURA EDILICIA EXTERNA
(Monitorear y controlar periódicamente)
Oficina
Sala de
Máquinas
Composta
Vestuario
Observar nidos y madrigueras
Techo- Rata de tirante
6
Zócalos- Rata de noruega
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
Consideraciones a tener en cuenta para el CONTROL DE MOSCAS:
Las moscas afectan a los animales ocasionándoles una serie de problemas,
por su papel diseminador de enfermedades bacterianas, virales, micóticas y
protozoales, entre otros. Se demostró que las moscas pueden viajar hasta 32
km., desde un punto de salida durante 24 horas, corroborando así el ámbito
que puede ser afectado, durante una epizootia.
Las moscas no solamente son una molestia para los trabajadores de las
granjas y para la gente que vive y trabaja en los alrededores, sino que pueden
tener un impacto significativo sobre la economía de la granja, ya que propagan
enfermedades, reducen la producción, dañan la calidad del huevo y licúan las
heces.
Las moscas pueden transmitir alrededor de 50 enfermedades como es el caso
de Campylobacter fetus subespecie jejuni, enfermedad de Newcastle,
coccidiosis, cestodosis e influenza aviar y aún en huevos de mosca, recién
puestos tienen potencial para transmitir patógenos al huevo comercial (por
ejemplo, Salmonella).Las moscas también pueden reducir la productividad del
lote, debido a la angustia que le causan a las gallinas y a los pollos de engorde
la transmisión de enfermedades o como resultado de la actividad de los
gusanos de la mosca en las heces y alteran constantemente la tranquilidad de
las aves.
Son diversas las especies de moscas a las que hay que responsabilizar por
todas estas dificultades. La Musca doméstica, la mosca del establo Stomoxys
calcitrans, y otras, pertenecientes a los géneros Calliphora y Chrysomyia son
las más conocidas, éstas se reproducen por lo general sobre huevos rotos y
aves muertas.
Existen enemigos naturales de la mosca que, compartiendo su ambiente,
tienen la oportunidad de frenar su proliferación y desarrollo. Entre ellos existen
hongos, bacterias, protozoarios, nematodos, otros artrópodos (arácnidos),
batracios, reptiles, pájaros y ciertos mamíferos especialmente el hombre.
7
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
La mejor manera de control de moscas es a través del saneamiento del medio,
esto es: la privación de todos los medios o lugares de reproducción o crianza
de las moscas, por medio del tratamiento y eliminación de basura, aguas
negras y desechos industriales, así como el control de desperdicios
alimenticios, excretas y otras fuentes menores de contaminación.
Métodos de Control
Existen tres tipos de métodos; culturales, biológicos y químicos. Son los
cambios y desarrollo de los programas de producción animal los que influyen a
favor de una mayor proliferación de insectos: incremento de la población de
animales, su confinamiento, acopio de materias primas para su nutrición, etc.
A continuación se describirán los tres métodos:
1. Métodos culturales: se refieren al manejo de la cama o guano, alimentos y
buena ventilación de los ambientes de crianza. Es adecuado remover
ocasionalmente la cama o guano y mantenerla seca, reduciendo así el hábitat
de las larvas. Con la misma finalidad se evitará la putrefacción de alimentos y
su desperdicio alrededor de los silos y comederos, así como también habrá que
protegerlos de la humedad ambiental y lluvias, mediante coberturas en los
almacenes respectivos. En cuanto a la ventilación que se necesita por el
confinamiento de los animales en los galpones, se hace indispensable un
adecuado diseño de las salas de crianza, para permitir la regulación
permanente de la temperatura y humedad que se generan, con riesgo de
favorecer el desarrollo de insectos.
2.
Métodos biológicos: son aquellos métodos que corresponden a las
acciones que realcen y preserven la natural ocurrencia de escarabajos y ácaros
predadores y parásitos (avispas) de las moscas, lo cual tiene que ver con la
desecación del estiércol para hacerlo lo más receptivo posible a ellos. Se
recomienda no usar sobre el guano o cama productos químicos que afecten a
estos predadores, es decir evitar aquellos insecticidas de amplio espectro.
Entre los más comunes predadores se encuentran los escarabajos de las
familias Staphinilidae e Histeridae, en ellas se destaca Carcinops pumilio que
8
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
en estado adulto puede consumir 13 a 24 huevos de mosca, diariamente. En
cuanto a los ácaros predadores de las familias Macrochelidae, Uropodidae y
Parasitidae;
los
más
comúnmente
encontrados
son
Macrocheles
muscadomesticae y Glyptholaspis confusa. Estos se adhieren a las moscas
adultas y son transportados a otras áreas. Respecto a las avispas, predominan
las de los géneros Muscidifurax, Spalangia y Pachycrepoideus; generalmente
ponen un huevo sobre la pupa de la mosca, después de atravesarla con su
órgano ovipositor, la larva de la avispa se desarrolla parasitando y destruyendo
a la pupa, para luego emerger como insecto adulto.
3. Métodos químicos: es aconsejable la combinación de estos tres métodos,
para lograr el mejor aprovechamiento de los mismos.
Como repelentes se utiliza las propiedades irritativas de los humos de
combustión (quema de ramas verdes o papeles); otras veces se usan
soluciones de olor fuerte tales como el alcanfor, esencia de pino,
dietiltoluamida, etc. Como atrayentes sin insecticida se indican los papeles
matamoscas o tiras con pegamento, para colgar en los cordones eléctricos o
dinteles de las puertas; las feromonas (z-9 tricozene) son ingredientes de los
cebos trampa con insecticida.
Se pueden utilizar plantas venenosas, como el crisantemo, barbasco, etc., En
la actualidad se tiende a fabricar productos a base de los principios activos de
estas plantas, haciendo eco del concepto de emplear sustancias naturales que
no contaminen el ambiente.
La problemática del uso de métodos químicos se intensifica con la aparición de
resistencias que actualmente ofrecen muchas plagas a los insecticidas.
Aunque actualmente existe mucha variedad de fórmulas insecticidas, dentro de
los grandes grupos químicos (organofosforados, carbamatos, piretroides y
diamididas aromáticas), cuando una mosca adquiere resistencia a un
insecticida en particular, a la larga los demás insecticidas del mismo grupo
químico serán inefectivos contra ese tipo de mosca. Se explica así como un
insecticida va seleccionando sucesivamente a la población resistente que cada
vez se torna más evidente y peligrosa. Hay que aclarar sin embargo, que la
9
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
resistencia no proviene ni es promovida por el insecticida, sino que ya está
presente en el insecto como característica enzimática propia de él.
Los larvicidas: Los insecticidas comunes por lo general son malos larvicidas
de moscas y el tratamiento de los hábitats larvales con esos productos se hace
para matar a las hembras que ponen huevos y a los adultos nuevos. Existe
cierta práctica de alterar la composición química del medio de cría de manera
que aunque las hembras depositen los huevos en él, las moscas jóvenes no
lleguen a su madurez. El ejemplo tradicional es la adición de bórax (ácido
bórico) al estiércol, pero este tratamiento inutiliza al estiércol como fertilizante.
Y además su uso en pesticidas o a nivel industrial podría ser peligroso si no se
usa de manera adecuada, ya que además de ser más concentrado, se mezcla
con otros químicos.
Por consiguiente las prácticas recomendadas para el control de este vector
radican en:
Evitar el aumento de humedad en el guano o cama, mediante el control de
las posibles pérdidas de agua en los niples o bebederos y el manejo correcto
de la ventilación.
Evitar la pérdida de alimentos, colocando los comederos a la altura
correspondiente a cada etapa, para evitar desperdicio y evitar así el desarrollo
larvario.
Control y manejo de la mortandad de aves (composta), así como de todos
los desechos, evitando el desarrollo larvario.
Según las estaciones del año, a modo se recomendación se aconseja lo
siguiente,
Primavera
Garantizar que se mantienen las buenas normas de higiene y manejo.
Reducir la reproducción potencial y los sitios de alimentación.
Asegurar que se usa un larvicida en una etapa lo suficientemente temprana
para prevenir.
10
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
Garantizar el control temprano de moscas adultas usando un insecticida
residual (cebo esparcido).
Verano
Garantizar y mantener buenas prácticas de higiene y manejo.
Aplicar cebo esparcido donde se congregan las moscas.
Aplicar un larvicida a intervalos de 14 días.
Monitorear la población de moscas.
Limpiar los desperdicios de alimento.
Otoño
Extender gradualmente los períodos entre las aplicaciones de larvicidas e
insecticidas.
Mantener prácticas de higiene.
Limpiar y guardar los equipos de aplicación.
Invierno
Usar un adulticida para matar las moscas que sobrevivan.
Remover los sitios de alimentación restantes.
En cuanto a la PROTOCOLIZACIÓN del control, se recomienda contar con una
planilla de registro de uso de productos y fumigaciones, o bien llevar un registro
en el Libro de Actas del establecimiento.
PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS
APLICACIÓN DE PRODUCTOS/FUMIGACIONES
Fecha
N° Galpón
Producto /
Principio activo
11
Indicaciones
de uso
Responsable
Firma y aclaración
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
Consideraciones a tener en cuenta para el ALPHITOBIUS DIAPERINUS
Para el control del Alphitobius diaperinus se debe realizar un control integrado,
utilizando productos químicos autorizados y ejerciendo un control sobre su
desarrollo
Las prácticas recomendadas para el control de este vector radican en:
Evitar el aumento de humedad en la cama, mediante el control de las
posibles pérdidas de agua en los niples o bebederos y el manejo correcto
de la ventilación.
Evitar la excesiva acumulación de amoníaco (NH3) dentro de los galpones
optimizando la ventilación.
Evitar la pérdida de alimentos, colocando los comederos a la altura
correspondiente a cada etapa, para evitar desperdicio y la concentración en
las zonas de comederos.
Evitar depositar la cama usada cerca de los galpones, para impedir
migraciones.
Hacer controles químicos no solo en los galpones, sino también en la
composta.
En cuanto a la PROTOCOLIZACIÓN del control, se recomienda contar con una
planilla de registro de uso de productos y aplicaciones, o bien llevar registro en
el Libro de Actas del establecimiento.
PLANILLA DE CONTROL DE ALPHITOBIUS DIAPERINUS
APLICACIÓN DE PRODUCTOS
Fecha
N° Galpón
Producto /
Principio activo
12
Indicaciones
de uso
Responsable
Firma y aclaración
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
ESTRATEGIAS DE APLICACIÓN. Se debe hacer un control continuo, es decir
antes del ingreso de todo nuevo lote. Debido a su excelente acción para el
control de Alphitobius se indica la utilización de cipermetrina. Durante la
aplicación el objetivo es llegar a todos los sectores del galpón, y maximizar el
contacto entre el insecticida y los insectos, ya que actúa por contacto. Para
esto es necesario que el galpón esté libre de elementos, comederos levantados
mínimo unos 30 cm, seco y con la cama lista para el nuevo ingreso.
Dentro de las distintas presentaciones, los polvos se distribuyen de forma más
uniforme y acceden a lugares donde los líquidos no pueden llegar. Se deben
aplicar con elementos de seguridad (barbijo, máscara, guantes). Una vez
aplicado el insecticida, dejar cerrado el galpón por lo menos 6 a 8 hs.
En caso de utilizar cipermetrina más imidacropril, las consideraciones son las
mismas que para la utilización de la cipermetrina sola. Lo que se incrementa
debido al sinergismo de ambos insecticidas es el poder de volteo y el periodo
residual.
13
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
ANEXO I
PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES
Fecha de
Constatación
N° de
Galpón
o Área
Vacío
Sanitario
/Producción
N° Cebo
fijo /móvil
Producto
14
Reposición
Indicaciones
de reposición
Responsable
Firma y
aclaración
�Control de Plagas en Establecimientos Avícolas Comerciales 2018
ANEXO II
PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS
Fecha
N° Galpón
Producto/Principio
Activo
15
Indicaciones de uso
Responsable
Firma/Aclaración
�
Dublin Core
The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/.
Title
A name given to the resource
Publicaciones SENASA
Dublin Core
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Title
A name given to the resource
Guia de buenas Prácticas. Control de plagas en establecimientos avícolas.
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2018
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Comisión Nacional de Sanidad Avicola (CONASA) Dirección Nacional de Sanidad Animal
Relation
A related resource
Resolución Senasa N° 542/2010
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0072
Abstract
A summary of the resource.
El presente Manual de Procedimientos contiene los principios básicos técnicos y operativos para el control de plagas en los establecimientos avícolas, según lo normado en el Articulo 5.1.2 de la Resolución Senasa N° 542/2010, que establece la obligatoriedad de efectuar el control de roedores y desinsectación, se remiten las consideraciones a tener en cuenta para constatar su cumplimiento, mediante el uso de planillas de registros, las cuales pueden ser provistas como herramientas a los productores que no cuenten con la misma a fin de armonizar los criterios de documentación y constatación de estos procesos.
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
Introducción
I. ALCANCE
II. PROGRAMA DE CONTROL
III. PRODUCTOS
IV. RECOMENDACIONES PARA EL MANEJO INTEGRADO DE ROEDORES
V. CAPACITACIÓN
VI. PROTOCOLIZACIÓN DEL CONTROL
PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES APLICACIÓN DE CEBOS
Consideraciones a tener en cuenta para el CONTROL DE MOSCAS
Consideraciones a tener en cuenta para el ALPHITOBIUS DIAPERINUS
ESTRATEGIAS DE APLICACIÓN
ANEXO I - PLANILLA DE CONTROL DE ROEDORES
ANEXO II - PLANILLA DE CONTROL DE MOSCAS
Guía de Buenas Prácticas
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/120a7a56d4aa980ace854017ca0868e3.pdf
47048c00bbfa5b4ad5f6773d72cca45b
PDF Text
Text
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
ÍNDICE
Introducción ............................................................................................................. 2
Normativa Senasa ................................................................................................... 2
I. ALCANCE: ........................................................................................................... 2
II. FRECUENCIA Y PARÁMETRO DE CALIDAD: ................................................... 3
III. MUESTREO: ...................................................................................................... 3
IV. LABORATORIO DE ANÁLISIS: ......................................................................... 3
V. GESTIÓN DE DATOS:........................................................................................ 3
VI. ACCIONES CORRECTIVAS: ............................................................................ 4
Pautas para el manejo de agua en establecimientos avícolas ................................ 4
1. Consumo de agua ............................................................................................... 4
2. Calidad del agua ................................................................................................. 5
3. Análisis de agua ................................................................................................ 12
4. Toma de muestras ............................................................................................ 12
5. Pautas para mejorar de la calidad microbiológica del agua .............................. 13
6. Pautas para mejorar la calidad química del agua .............................................. 17
7. Mantenimiento de tanques de reserva y cañerías. ............................................ 19
1
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Introducción
En la producción avícola, el agua debe considerarse un factor de producción
tan importante como las instalaciones, la genética, la nutrición y la sanidad.
Es necesario considerar su cualidad nutritiva y su utilidad como vehículo
terapéutico,
lo
que
hace
necesario
saber
su
calidad
microbiológica
fisicoquímica.
Asimismo, una mala calidad de agua puede provocar daños en las tuberías y
equipos. Por tanto, asegurar la calidad del agua es esencial para los aspectos
productivos y sanitarios de la explotación avícola, lo cual influye directamente
en la rentabilidad del sistema.
Sin embargo, la utilización del agua en la producción avícola debe analizarse
no sólo por la optimización de su calidad en relación a parámetros
fisicoquímicos y microbiológicos predeterminados, sino que se deben evaluar
también las fuentes disponibles. Esta necesidad se hace particularmente visible
si se tiene en cuenta que en la mayoría de las granjas avícolas las fuentes de
agua utilizadas en producción son las mismas que utilizan las personas
convivientes para su alimentación.
Normativa Senasa
En cumplimiento de lo establecido en el Punto 5.1.3 del Anexo II de la
Resolución Nº 542/2010 del Senasa, el Programa de Sanidad Aviar establece
un análisis de potabilidad del agua realizado con una frecuencia no mayor a
DOCE meses, por las autoridades locales (Provinciales, Municipales o
Departamentales) o institución reconocida para tal fin.
I. ALCANCE: debe solicitarse análisis para determinar la calidad del agua de
bebida a las granjas avícolas comerciales de todas las categorías, cualquiera
sea su fuente de abastecimiento (pozo, red pública u otro) y cualquiera sea el
destino comercial del producto final (consumo interno y/o exportación).
2
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
II. FRECUENCIA Y PARÁMETRO DE CALIDAD: a solicitar en forma
obligatoria los ensayos microbiológicos que se efectuaran cada 12 meses y
deberán extraerse dos muestras en simultaneo, bajada del tanque de
almacenamiento
y punto
de
distribución
(final
línea
de
bebederos),
considerando los parámetros de la Tabla 1.
Parámetro
Límite
Mesófilas aerobias totales
500 UFC/ml
Coliformes totales
≤ 3 NMP/100 ml
Escherichia Coli
Ausencia/100 ml
Pseudomonas Aeruginosa
Ausencia/100 ml
Tabla 1. Valores límite para parámetros microbiológicos en agua para consumo
humano, según CAA.
III. MUESTREO: las consideraciones relativas al muestreo (toma y remisión de
muestras, acondicionamiento, conservación y envío) son responsabilidad del
veterinario del establecimiento avícola y deben realizarse en base a los protocolos
y materiales indicados por el laboratorio de análisis.
IV. LABORATORIO DE ANÁLISIS: los análisis microbiológicos podrán
procesarse en cualquier laboratorio local con experiencia en la materia, cuyos
resultados deben ser avalados por el responsable técnico del mismo.
V. GESTIÓN DE DATOS: los resultados del informe de ensayos analíticos será
emitido por duplicado por el laboratorio, siendo el original para el titular del
establecimiento y el otro deberá ser presentado a la Oficina Local (OL) de Senasa,
el cual debe ser conservado durante el año de vigencia y cargado en el Sistema
como:
ANALISIS DE AGUA EN ESTABLECIMIENTO AVICOLA COMERCIAL
Se debe asignar la vigencia del antecedente, la cual corresponde a un año
desde la fecha de toma de muestra.
3
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
El duplicado debe ser conservado en la Carpeta de Aves (N° 24) de la OL
durante el año de vigencia. Antes de su vencimiento, el veterinario sanitario
debe presentar un nuevo resultado, y al momento de la carga en el sistema se
modificara la fecha de vigencia del antecedente, es decir, no se debe cargar
uno nuevo.
VI. ACCIONES CORRECTIVAS: en caso que los resultados no cumplan con el
criterio establecido se deberá solicitar al veterinario responsable del
establecimiento avícola, que determine las acciones correctivas para controlar
o revertir la situación. Otorgando una vigencia al antecedente de dos meses
como máximo hasta que presente el resultado acorde a los parámetros
requeridos.
Pautas para el manejo de agua en establecimientos avícolas
Si bien el Senasa solicita la realización de un análisis microbiológico anual en
los establecimientos avícolas comerciales, la información que se proporcionará
a continuación tiene como objetivo colaborar con el productor avícola,
estableciendo pautas sobre los principales aspectos de la calidad del agua, y
las consecuentes acciones preventivas y correctivas que permitirán optimizar el
uso del agua disponible para sus aves.
1. Consumo de agua
Es importante tener en cuenta el volumen que consumen las aves diariamente,
este parámetro depende de varios factores, como la temperatura del ambiente
y del agua, el tipo de alimentación, la calidad y la forma de administración.
En general, se estima que el consumo del agua crece 6,5% por cada grado de
temperatura ambiente por encima del confort recomendado de 21°C.
Por lo tanto, al momento de proyectar la ubicación del establecimiento avícola,
es de suma importancia conocer la disponibilidad de agua de la zona.
4
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Tabla 2. Consumo promedio de agua diario en aves de producción.
CONSUMO DE AGUA (ml/día)
Edad
(semanas)
Pollo
Parrillero
Gallina de
postura
Reproductora
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
12
15
20
35
29
71
129
200
286
371
457
543
-
27
54
64
91
119
136
151
163
189
206
216
226
243
270-429
Gramos de
alimento a
consumir x 1,8
ml de agua a
consumir
2. Calidad del agua
Cuando consideramos la calidad de agua, tenemos que pensar en los
principales parámetros que afectan a la misma, y pueden ser químicos y
microbiológicos.
2.1. Parámetros químicos
Para evaluar la calidad química del agua, deben considerarse:
PH:
Es un factor de intensidad a una temperatura determinada del carácter ácido o
básico de una solución dada, donde se mide la actividad del ion hidrógeno. La
alcalinidad y acidez del agua, están relacionadas con el pH, siendo estas la
capacidad neutralizante de ácidos y bases de un agua.
Este parámetro juega un papel importante en la solubilidad y estabilidad de los
diferentes medicamentos que se suministran por vía acuosa.
5
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
En general, la acidez o alcalinidad del agua está condicionada por las
características del suelo de donde proviene la misma. Así, los suelos calcáreos
suelen ser alcalinos, resultando en aguas más “duras”, y los suelos graníticos
suelen ser ácidos. En condiciones óptimas, el pH debería encontrarse entre 6,5
a 8,5. Los diferentes valores de pH pueden resultar corrosivos y precipitar
medicamentos.
Los pH más bajos (ácidos) pueden provocar la precipitación de ciertos
medicamentos administrados en el agua, lo que podría ocasionar problemas de
residuos en las canales de los pollos próximos al sacrificio. Asimismo, pueden
afectar a los procesos digestivos y dañar el sistema de distribución del agua
(tuberías, bebederos, válvulas, etc.), o bien pH más altos (alcalinos) debilitan el
efecto de la cloración del agua, y aumentan la vulnerabilidad para la
incrustación en los sistemas de distribución y usos del agua.
Tabla 3. Influencia de parámetros químicos del agua en la actividad de desinfectantes
Parámetros químicos
pH ácido
pH básico
Dureza
Materia
orgánica
Fenoles
Glutaraldehído
Amonio Cuaternario
Yodo
Cloro
<
<
=
=
<
=
<
<
=
=
<
<
=
<
<
<
<
<
<
<
Tabla 4. Acción del pH sobre la solubilidad de diferentes medicamentos de uso común
en la producción avícola. (Fuente: CEVA Salud Animal).
Ácidos débiles
Bases débiles
Preferencia por aguas con pH > 7
Preferencia por aguas con pH < 7
Amoxicilina-Ampicilina-QuinolonasSulfamidas
Colistina-Neomicina-OxitetraciclinaDoxicilina-Tiamulina
6
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Sales disueltos totales (SDT):
Comprende los sólidos suspendidos o disueltos en agua. Su contenido en el
agua se expresa en miligramos sólidos totales por litro de agua (mg/l), o en su
unidad equivalente de partes por millón (ppm). Para el agua destinada al
consumo humano, se considera como valor recomendable que no supere los
1500 mg/l (C.A.A. art 982).
En adición a la consideración cuantitativa que se realice sobre el contenido de
solidos totales, también es necesario realizar una evaluación cualitativa, ya que
dentro de las sales existen algunas consideradas neutras o “beneficiosas”
(cloruro de sodio, bicarbonatos y carbonatos) y otras consideradas perjudiciales
(sulfatos de magnesio, de sodio y de calcio, nitratos, nitritos, etc.).
Dureza total
Hace referencia principalmente a las cantidades de sales de calcio y magnesio
disueltas en el agua. La dureza no es en sí una variable perjudicial para la
salud de las aves. Sin embargo, sí es importante su control ya que la
precipitación de estas sales puede dañar el sistema de purificación y
distribución del agua, siendo la principal causa de obstrucción de los
bebederos, cañerías y bombas dosificadoras y aspersores de agua.
Asimismo, debe tenerse en cuenta que en monogástricos las cantidades
excesivas pueden neutralizar el ácido clorhídrico, retardando la digestión. Un
agua se considera blanda si tiene de 15 a 50 ppm, mientras que es catalogada
como dura si tiene más de 180-200 ppm.
Cloruros
La forma más abundante es el cloruro de sodio, que le otorga sabor “salado” al
agua. También puede encontrarse en formas de cloruro de calcio y magnesio.
Sin embargo, en este último caso pueden otorgar un sabor amargo, y su
exceso puede provocar diarrea.
7
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Sulfatos
Es posiblemente uno de los principales responsables de la mala calidad del
agua en las explotaciones avícolas. Los sulfatos no son bien tolerados por las
aves, provocando diarreas y retrasos en el crecimiento.
Los niveles medios recomendables se sitúan en torno a los 125 mg/l. Sin
embargo, cifras de 50 mg/l pueden resultar perjudiciales si se combinan con
valores de magnesio o sodio superiores a 50 mg/l.
Por otro lado, reduce la disponibilidad de cobre, magnesio, zinc y fósforo, lo
que puede provocar carencias secundarias de estos minerales. Para prevenir
estas situaciones, debe darse una relación ideal cloruros: sulfatos de 1:1.
Es aconsejable que los valores de sulfato en el agua destinada a avicultura se
encuentren por debajo de los 250 mg/l, siendo valores no tolerables los
mayores a 400 mg/l. Valores por encima pueden producir diarrea temporaria,
de mayor gravedad en animales de corta edad. Sin embargo, es probable que
en los casos en que existan cantidades mayores, el agua sea rechazada
naturalmente.
Los sulfatos además de generar inconvenientes en la productividad del
sistema, afectan las instalaciones corroyendo las superficies metálicas.
Nitratos y nitritos
La presencia de nitratos y nitritos en el agua de bebida puede ocasionar serios
problemas de salud a los animales ya que van a disminuir la capacidad de
transporte de oxígeno en la sangre. La hemoglobina reacciona con los nitritos
formando metahemoglobina, perdiendo su capacidad para transportar el
oxígeno. Los animales presentan cianosis, diarreas, retrasos del crecimiento e
incoordinación de movimientos y finalmente la muerte.
Los nitratos (NO3) provienen de la fase final de degradación de materia
orgánica, razón por la cual pueden ser indicadores de contaminación
bacteriana por residuos de origen animal y humano. Asimismo, se consideran
8
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
indicadores de la posible presencia de fertilizantes nitrogenados en el agua
(lixiviación de fertilizantes).
Es importante saber que los nitritos son diez veces más tóxicos que los
nitratos; no obstante ello, la alta cantidad de nitratos resulta nocivo ya que en el
estómago se transforman en nitritos. Para evaluar la gravedad de intoxicación
con estos compuestos, debe tenerse en cuenta la edad, ya que son mucho
más sensibles los animales jóvenes y seres humanos de corta edad.
Niveles de nitratos por encima de 50 mg/l han ocasionado daños irreparables a
las aves en ensayos de laboratorio. Recientes estudios han demostrado que
niveles por encima de 20 mg/l repercuten negativamente en la ganancia media
diaria, en el índice de transformación y en la velocidad de crecimiento.
Asimismo, niveles entre 3-20 mg/l pueden afectar al desarrollo y crecimiento
normal.
Por su parte, los nitritos a dosis más bajas son mucho más tóxicos que los
nitratos, de tal manera que dosis de 0,1 mg/l pueden resultar tóxicas para las
aves.
Arsénico
La presencia de arsénico puede ser de origen natural (suelos de determinadas
regiones) o de origen artificial (pesticidas y desechos industriales). Su efecto
tóxico es acumulativo, por lo que aún el consumo de pequeñas cantidades
puede producir una intoxicación crónica. El valor recomendable máximo para
humanos es 0,01 ppm y para aves 0,05 ppm.
Calcio
Ya se ha mencionado la participación de este catión en la dureza y el sabor del
agua. Se lo puede encontrar en diferentes sales solubles como fluoruros,
fosfatos, bicarbonatos y sulfatos.
9
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Magnesio
El magnesio como tal, rara vez ocasiona problemas en las aves. Cuando se
combina con el ión sulfato para formar el sulfato de magnesio, puede ocasionar
diarreas en los animales.
Valores medios de 14 mg/l serían los ideales. Investigaciones recientes
apuntan que concentraciones de 50-100 mg/l de magnesio por sí solas no
afectan al crecimiento de los pollos. Sin embargo, valores cercanos a 50 mg/l sí
pueden retrasar el desarrollo si se combinan con niveles de sulfatos superiores
a 50 mg/l.
Al igual que el calcio, participa en conferir dureza al agua, así como sabor
amargo, lo que la hace poco palatable.
Bicarbonatos y carbonatos
Confieren la característica de alcalinidad al agua.
Amonio
Es un compuesto indicador de procesos metabólicos, agropecuarios e
industriales, el mismo puede venir de posibles contaminaciones por bacterias,
aguas residuales o residuos de animales. La presencia de amonio en el agua
de consumo no tiene repercusiones inmediatas sobre la salud, de modo que no
se propone un valor de referencia basado en efectos sobre la salud; no
obstante, el amoníaco puede reducir la eficiencia de la desinfección, ocasionar
la formación de nitrito en sistemas de distribución, obstaculizar la eliminación
de manganeso mediante filtración y producir problemas organolépticos.
Si se comparan los valores utilizados en la avicultura con los adoptados por el
CAA, no existen diferencias considerables entre los requerimientos para aves y
seres humanos. De hecho, para algunas variables (exceptuando los de
sustancias tóxicas, como arsénico y nitritos) son más “exigentes” los
parámetros para producción avícola. Esto se evidencia principalmente para
10
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
aquellos parámetros relacionados con la utilidad del agua como vehículo de
sustancias terapéuticas.
En la Tabla 5 se detallan los estándares de valores de parámetros químicos
para el agua utilizada en avicultura.
Tabla 5. Valores de parámetros químicos para agua de consumo en avicultura
Parámetros
químicos
Unidades
Recomendable
Intermedia
No
aconsejable
pH
U pH
7.0 a 7.5
6.5 a 7,0 - 7.5 a 8,5
< 6.5 - > 8,5
Sales Totales
mg/l
< 1000
1.000 a 1500
> 1500
Dureza Total
mg/l
60 a 180
180 a 400
> 400
Cloruros
mg/l
< 125
125 a 350
> 350
Sulfatos
mg/l
< 50 a 200
200 a 400
> 400
Nitratos
mg/l
< 10
10 a 45
> 45
Nitritos
mg/l
< 0,005 a 0,01
0,01 a 0,1
> 0,1
Arsénico
mg/l
< 0,01
0,01 a 0,05
> 0, 05
Calcio
mg/l
< 60
60 a 200
> 200
Magnesio
mg/l
< 14
14 a 125
> 125
Amonio
mg/l
< 0,05
0,05 a 0,2
< 0,2
2.2. Parámetros microbiológicos
La cantidad de microorganismos en el agua de consumo puede afectar la
sanidad de las aves e indirectamente a la producción. La contaminación
microbiológica del agua de bebida puede originarse en cualquier punto desde
la fuente (napa) hasta los bebederos. El agua puede contener gran cantidad de
bacterias (principalmente Salmonella spp, Vibrio cholerae, Leptospira spp, y
Escherichia coli) y de virus. Así como también, protozoos patógenos y huevos
de helmintos intestinales.
Los principales inconvenientes originados por calidad microbiológica deficiente
surgen de la contaminación por tratamientos inadecuados, perforaciones mal
construidas o localizadas muy cerca de los pozos negros.
11
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
3. Análisis de agua
Independientemente de la determinación del cloro activo residual y el pH, es
necesario realizar muestreos periódicos del agua de suministro, para
determinar posibles variaciones en su composición, realizar los ajustes
necesarios en la adición de desinfectantes o la incorporación/ajuste de
sistemas tratamiento fisicoquímico para eliminar sales inorgánicas o evaluar la
necesidad de utilizar una nueva fuente (perforación).
En cada explotación debe establecerse la frecuencia según las necesidades.
Es recomendable contar con una caracterización completa del perfil hídrico y
evaluar periódicamente si estos compuestos se modifican significativamente.
Más allá de esta recomendación, a modo de guía, se debería realizar el análisis
de agua ante las siguientes situaciones:
cuando se sospeche de contaminación de la fuente por eventos
extraordinarios (inundaciones, prolongados períodos de lluvias intensas,
colapso de pozos negros, aumento del nivel de las napas, etc.);
cuando aumenta el número de casos crónicos de patologías o disminución
de índices productivos (principalmente diarrea, disminución de la ganancia o
pérdida de peso) sin otras causas probables;
antes y después de realizar cualquier tratamiento en el agua, para evaluar
su efectividad.
4. Toma de muestras
Dependerá de las determinaciones que se vayan a realizar:
4.1. Análisis químicos:
Cantidad de la muestra: 2 (DOS) litros.
Lugar de toma: bajada del sistema de almacenamiento (tanque de reserva).
12
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Recipiente: envase limpio. Puede ser un envase reutilizado, siempre y
cuando esté correctamente higienizado (por ejemplo, envase de agua
destilada o de agua mineral, correctamente enjuagados). Conservar y
remitir al laboratorio refrigerada.
Método:
Dejar correr el agua con la canilla abierta durante 5 minutos,
Proceder a llenar el envase enjuagando 3 veces y completar la botella
hasta el nivel de la tapa, sin cámara de aire.
Refrigerar en conservadora y enviar cuanto antes al laboratorio.
4.2 Análisis microbiológicos:
Cantidad de la muestra: 250 ml.
Ídem anterior.
Recipiente: en envase estéril, provisto por el laboratorio o comprado en
farmacia; en caso de envases de 100 ml, llenar tres envases.
Método:
Poner en marcha el bombeador durante dos minutos. Apagar.
Quemar la boca (canilla o salida del caño) con un hisopo de algodón
embebido de alcohol.
Poner en marcha el bombeador, enfriar la salida y luego tomar 250 ml de
agua.
Remitir al laboratorio en forma refrigerada, dentro de las 12 horas.
5. Pautas para mejorar de la calidad microbiológica del agua
5.1. Cloro
13
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
El agregado de cloro al agua es uno de los procedimientos bactericidas más
ampliamente utilizados por su facilidad de uso y relativamente bajo costo. La
clorinación puede realizarse en forma manual o automática, teniendo cada
método sus características y ventajas particulares. Sin importar el método que
se elija, es sumamente necesario evaluar la efectividad en la clorinación a fin
de realizar los ajustes necesarios.
5.1.1. Clorinación manual
Para la clorinación manual es muy importante ajustar las cantidades de cloro.
Para ello, en primera instancia es necesario conocer la concentración de cloro
en el preparado comercial que se utilizará, ya que la mayoría vienen en
soluciones de hipoclorito de sodio.
En la Tabla 6 se indica a modo de guía las cantidades de productos clorados a
agregar, teniendo en cuenta la concentración de cloro del producto y la
cantidad de agua a tratar.
Tabla 6. Recomendaciones para la clorinación de agua para consumo según la
concentración del preparado comercial.
Concentración
de cloro del
producto
2 litros
10 litros
100 litros
1.000 litros
20 g/l
6 gotas
30 gotas
15 ml
150 ml
50 g/l
2 gotas
12 gotas
6 ml
60 ml
80 g/l
1 gota
7 gotas
3,5 ml
35 ml
100 g/l
1 gota
6 gotas
3 ml
30 ml
Cantidad de agua a clorinar
Es importante tener en cuenta que el agregado de cloro en exceso, más allá de
las cantidades recomendadas, no mejora los resultados de la clorinación y
puede resultar perjudicial para el consumo de agua, y eventualmente para la
salud. Aplicando cantidades ajustadas de producto, el procedimiento resultará
efectivo, siempre y cuando se tomen precauciones adicionales:
14
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Luego de aplicado el cloro, se debe dejar actuar durante 30 minutos antes
de utilizar el agua;
Los preparados de cloro deben guardarse bien tapados y protegidos de la
luz;
No deben utilizarse más allá de la fecha de vencimiento de los productos;
No deben adicionarse o mezclarse con otros productos químicos.
5.1.2. Clorinación automática
La clorinación automática se realiza mediante la utilización de una bomba
dosificadora o clorinador. En la Figura 1 se muestra un diseño esquemático de
una toma de agua de perforación con la ubicación del clorinador.
Figura 1. Esquema de una perforación de agua con ubicación de clorinador y
bocas de toma de muestras.
Tapa del
tanque
Bomba Dosificadora
de Cloro o Clorinador
Toma de
muestra 2
Pozo negro
Cava de
Efluentes
Toma de muestra 1
Mínimo 15 mts
Dirección de la Napa
15
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
La ventaja del clorinador es que la dosificación es más exacta, pero tiene un
mayor costo de inversión inicial, necesita un adecuado mantenimiento y control
de clorinación.
5.1.3. Control de la clorinación
Para evaluar la efectividad del procedimiento de clorinación, es necesario
realizar la medición de cloro libre o cloro residual, que es la cantidad de cloro,
en cualquier forma, que permanece en el agua después del tratamiento a fin de
asegurar la potabilidad de la misma. La Organización Mundial de la Salud
(OMS) señala que no se ha observado ningún efecto adverso en humanos
expuestos a concentraciones de cloro libre en agua potable, no obstante
establece un valor guía máximo de cloro libre de 5 ppm, afirmando
explícitamente que se trata de un valor conservador.
Si bien existen varias metodologías para realizar esta determinación, una forma
sencilla de realizarla es mediante la utilización de kits comerciales.
5.2. Ácidos:
Para el mejoramiento de la calidad microbiológica del agua también se ha
probado el uso de ácidos tanto orgánicos (por ejemplo, ácido peracético y
acético) como inorgánicos (por ejemplo, hidrogenosulfato de sodio). La
principal acción de estos compuestos consiste en la disminución del pH, lo que
limita el crecimiento microbiano. Su utilización en un programa de calidad de
agua mejora el flujo de agua en las cañerías, optimiza la utilización de cloro,
reduce la formación de biofilms, remueve minerales incrustados en las cañerías
y elimina contaminantes.
Los productos ácidos pueden utilizarse de tres formas:
a. Continúa con dosificador;
b. En máximo estrés, como regulador de la flora benéfica;
16
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
c. En limpieza de tuberías y sistemas de agua: en dosis altas durante 8 a 24 hs,
requiriendo purga posterior.
Antes de la utilización de esta opción se deberá analizar la composición del
agua para evaluar la factibilidad técnica de poder utilizar el ácido y no producir
agua con características corrosivas
Si bien son productos de utilización relativamente sencilla, deben tomarse
precauciones en su uso, como con cualquier producto químico, como disponer
de la ficha técnica y la hoja de seguridad del producto, utilizar siempre
elementos de protección personal (anteojos, guantes) y conservar los
productos en lugares seguros.
Es recomendable utilizar los ácidos en combinación con sustancias biocidas
(cloro, dióxido de azufre, dióxido de cloro, hipoclorito de calcio, peróxido de
hidrógeno, peroximinosulfato de potasio, ácido tricloroisocianúrico) para
garantizar la acción antimicrobiana en el tiempo.
6. Pautas para mejorar la calidad química del agua
Intercambiadores iónico: Se pueden describir todas las opciones de
intercambio (cationes, aniones, mixtos, etc.) como así se realizó más abajo con
la desnitrificación y descalcificación que son equipos dentro de esta
clasificación
6.1. Ósmosis inversa: es un fenómeno físico por el cual el agua difunde desde
una solución más concentrada a una menos concentrada a través de una
membrana semipermeable, igualando las concentraciones a ambos lados de la
misma. La ósmosis inversa es el proceso por el cual se revierte el fenómeno
natural de ósmosis mediante la aplicación de una fuerza externa, de presión y
velocidad específica, que permite obtener un filtrado eliminando los excesos de
solutos y contaminantes.
17
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
Figura 2. Esquema de fenómenos de ósmosis y de ósmosis inversa.
6.2. Otros métodos: se describen a continuación otros métodos para mejorar
la calidad química del agua.
Filtración: las partículas más pequeñas pasan por un filtro quedando retenidas
las de mayor tamaño. Existen diferentes métodos según la velocidad y el
tamaño del poro:
• Filtración rápida: este método reduce la turbidez y sedimento, como el hierro y
manganeso disueltos previamente tratados por cloración u ozonización.
• Filtración lenta: se utiliza en aguas con poca turbidez. Elimina algas,
microorganismos, protozoos.
• Ultra, micro y nanofiltración: reduce la cantidad de protozoos y virus.
Floculación: en este método se le añade al agua coagulantes químicos (como
sales de aluminio y de hierro) que forman flóculos sólidos de hidróxidos
metálicos. Tiene la función de eliminar o reducir diferentes tipos de metales.
18
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7. Mantenimiento de tanques de reserva y cañerías.
Cualquier acción que se realice para garantizar la calidad del agua será
insuficiente si no va acompañada de procedimientos de limpieza y desinfección
de los depósitos de agua (tanques), las cañerías de transporte y los bebederos.
7.1. Tanques de reserva:
En la Figura 3 se muestra un modelo instructivo para el lavado de tanques.
Figura 3. Instrucciones para la desinfección de tanques domiciliarios. (Fuente: Aguas
Santafesinas SA).
19
�Manejo de la calidad del agua de bebida en granjas avícolas 2018
7.2. Cañerías y bebederos.
En adición a la limpieza de tanques, es sumamente necesario mantener la
higiene de cañerías y bebederos, para lo cual se puede seguir el siguiente
instructivo:
Abrir las bocas de suministro de agua para vaciar completamente las
tuberías.
Bombear el producto de limpieza (acidificante concentrado) a través de las
cañerías.
Se debe constatar que el agua salga con evidencia de acción del producto
(espuma y/o suciedad).
Una vez que las cañerías se han llenado con la solución, cierre la grifería
para que el producto actúe como mínimo de 8 horas y un máximo de 24
horas (o en su defecto, lo indicado por el fabricante.
Purgar las tuberías de agua después del período de espera, a los efectos
de eliminar todo el producto desincrustante.
20
�
Dublin Core
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Title
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Publicaciones SENASA
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Title
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Guía de buenas prácticas. Manejos de la calidad del agua de bebida en granjas Avícolas
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2018
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Comisión Nacional de Sanidad Avicola (CONASA) Dirección de Sanidad Animal
Relation
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Resolución N° 542/2010
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0073
Abstract
A summary of the resource.
En la producción avícola, el agua debe considerarse un factor de producción tan importante como las instalaciones, la genética, la nutrición y la sanidad. Es necesario considerar su cualidad nutritiva y su utilidad como vehículo terapéutico, lo que hace necesario saber su calidad microbiológica fisicoquímica. Asegurar la calidad del agua es esencial para los aspectos productivos y sanitarios de la explotación avícola, lo cual influye directamente en la rentabilidad del sistema. Sin embargo, la utilización del agua en la producción avícola debe analizarse no sólo por la optimización de su calidad en relación a parámetros fisicoquímicos y microbiológicos predeterminados, sino que se deben evaluar también las fuentes disponibles. Esta necesidad se hace particularmente visible si se tiene en cuenta que en la mayoría de las granjas avícolas las fuentes de agua utilizadas en producción son las mismas que utilizan las personas convivientes para su alimentación.
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
Introducción
Normativa Senasa
I. ALCANCE
II. FRECUENCIA Y PARÁMETRO DE CALIDAD
III. MUESTREO
IV. LABORATORIO DE ANÁLISIS
V. GESTIÓN DE DATOS
VI. ACCIONES CORRECTIVAS
Pautas para el manejo de agua en establecimientos avícolas
1. Consumo de agua
2. Calidad del agua
3. Análisis de agua
4. Toma de muestras
5. Pautas para mejorar de la calidad microbiológica del agua
6. Pautas para mejorar la calidad química del agua
7. Mantenimiento de tanques de reserva y cañerías
Guía de Buenas Prácticas
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/5483ca40d8d67ab911f648ffa52d5af6.pdf
17f5547a70b534766bfb07fc4b0e1b63
PDF Text
Text
Dirección Nacional
de Sanidad Animal
Dirección de Luchas
Sanitarias
Manual para la prevención
y el control de brotes de
laringotraqueitis Infecciosa
aviar
www.senasa.gov.ar
Programa de aves y granja
�MANUAL PARA LA
PREVENCION Y EL CONTROL DE
BROTES DE LARINGOTRAQUEITIS
INFECCIOSA AVIAR
DIRECCION NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL
DIRECCION DE LUCHAS SANITARIAS
PROGRAMA DE AVES Y GRANJA
AÑO 2009
�Contenidos
I. INTRODUCCION .................................................................................................. 3
II. AGENTE ETIOLÓGICO ...................................................................................... 4
i)
ii)
iii)
iv)
Clasificación .................................................................................................... 4
Resistencia ....................................................................................................... 4
Huéspedes........................................................................................................ 5
Susceptibilidad ................................................................................................ 5
III. PATOGENIA ....................................................................................................... 6
i)
ii)
iii)
iv)
v)
Período de incubación ..................................................................................... 6
Transmisión ..................................................................................................... 6
Replicación y latencia...................................................................................... 7
Reactivación de infecciones latentes ............................................................... 7
Respuesta inmune ............................................................................................ 8
IV. SIGNOS CLÍNICOS Y LESIONES .................................................................... 8
V. DIAGNÓSTICO .................................................................................................. 11
i) Tipo de muestras............................................................................................ 12
ii) Pruebas diagnósticas...................................................................................... 12
iii) Diagnóstico diferencial.................................................................................. 12
VI. TRATAMIENTO ............................................................................................... 13
VII. CONTROL DE LA ENFERMEDAD EN CASO DE BROTE ........................ 13
i)
ii)
iii)
iv)
Consideraciones generales............................................................................. 13
Inmunización ................................................................................................. 17
Cuarentena ..................................................................................................... 15
Medidas generales de higiene y bioseguridad ............................................... 15
VIII. ANEXO. “INFORMACIÓN Y RECOMENDACIONES PARA EL
AVICULTOR” ......................................................................................................... 19
IX. BIBLIOGRAFÍA................................................................................................ 23
-2–
�I. INTRODUCCION
La laringotraqueítis infecciosa (LTI) es una enfermedad viral que afecta al
aparato respiratorio de pollos y gallinas, y se encuentra incorporada en el
listado de enfermedades de declaración obligatoria de la Organización
Mundial para la Sanidad Animal (OIE) y en el grupo de enfermedades a las
que se refiere el artículo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria de
los Animales, reglamentario de la Ley N° 3959, y por lo tanto es de
responsabilidad del Senasa cuando asume un carácter epizoótico y su
declaración es obligatoria en la República Argentina.
Esta enfermedad produce pérdidas severas en la producción debido, tanto a
la mortandad como a la disminución en la ganancia de peso o en la
producción de huevos que causa en las aves infectadas.
El primer brote de laringotraqueítis aguda se reportó en Rhode Island, al
noreste de los Estados Unidos en el año 1925 (May y Tissler). La
enfermedad tomó importancia considerable también en otros países de
América, Europa, China, Sudeste de Asia y Australia. En América,
actualmente el virus está presente en países como Canadá, Estados
Unidos, México, Costa Rica, Colombia, Brasil, Argentina, Chile, Perú y
Bolivia.
En la Argentina, se producen periódicamente brotes de la enfermedad,
especialmente en zonas con alta densidad de avicultura industrial y
deficientes medidas de manejo y bioseguridad, donde conviven tanto
granjas dedicadas a crianza de pollos como aquellas dedicadas a la
producción de huevos y en muchos casos también aves caseras o de
supervivencia (traspatio).
Por lo general, estos brotes ocurren debido al pasaje del virus desde aves
infectadas por exposición a un virus de campo o bien desde aves vacunadas
con vacunas elaboradas en embrión de pollo, cuyo uso y comercialización
-3–
�actualmente está suspendido en la Argentina a través de la Disposición de la
Dirección de Agroquímicos, Productos Farmacéuticos y Veterinarios del
Senasa Nº 1559/2007.
En algunos casos, también ocurren brotes en lotes de aves vacunadas, esto
puede deberse a la presencia de títulos virales inapropiados en la vacuna o
bien, a una administración deficiente de misma.
Este manual tiene como objetivo servir como guía de actuación frente a la
presentación de brotes de LTI en una determinada zona avícola con la
finalidad de controlar la enfermedad y reducir al mínimo el impacto de la
misma en el sector productivo.
II. AGENTE ETIOLÓGICO
i) Clasificación
El agente causal de la laringotraqueítis es un virus ADN con envoltura;
clasificado como miembro de la familia Herpesviridae en la subfamilia
Alphaherpesvirindae
y
taxonómicamente
identificado
como
Gallid
herpesvirus 1.
Sólo hay un tipo antigénico y éste afecta únicamente al aparato respiratorio
de las aves con virulencia variable entre cepas.
Las cepas naturales del virus de la laringotraqueítis (VLT) pueden ser
altamente virulentas, dando lugar a tasas de morbilidad y mortalidad
elevadas en pollos expuestos o bien, cepas de baja virulencia, que producen
una enfermedad suave o poco aparente.
ii) Resistencia
-4–
�Los herpesvirus son frágiles a las condiciones medio ambientales y por lo
tanto, tienen poca capacidad de sobrevivir fuera de los animales infectados.
El virus se inactiva rápidamente por el calor cuando está expuesto a 55º C
por 15 minutos o 38º C por 72 horas (Jordan, 1966). Se describe que el
precalentamiento de los galpones de crianza por 3 días a 37,8º C, ha tenido
mucho éxito en la disminución de la carga viral y/o en la inactivación del
virus.
El VLT se inactiva en menos de 1 minuto con soluciones de cresol al 3% o
por acción de una solución de soda cáustica (NaOH) al 1%.
Las
superficies
pueden
ser
fácilmente
decontaminadas
con
los
desinfectantes iodóforos comerciales o las mezclas de halógenosdetergentes.
La inactivación completa de la contagiosidad del VLT fue obtenida con una
niebla del peróxido de hidrógeno al 5% como fumígeno para el equipo de los
galpones de las aves de corral (Neighbour y otros., 1994).
iii) Huéspedes
El VLT tiene una alta especificidad de huéspedes. Solos los pollos y las
gallinas son susceptibles al virus. En ocasiones también infecta a faisanes o
pavos reales que están en contacto con pollos que excretan activamente el
virus (Individuo y Bagust, 2003).
No existe evidencia de que la LTI sea transmisible al ser humano u otros
mamíferos.
iv) Susceptibilidad
Por lo general, se enferman las gallinas o pollos a partir de las 3 semanas
de edad.
-5–
�III. PATOGENIA
i) Período de incubación
El período de incubación de la LTI es generalmente de 6 a 12 días. Sin
embargo, la enfermedad puede evidenciarse a partir de los dos días
después de la exposición viral.
Se debe tener en cuenta que la excreción viral ocurre uno a dos días antes
de la aparición de los signos clínicos (Davison et al, 1989), lo que alerta
sobre la posibilidad de que la enfermedad se disemine con facilidad sin tener
conocimiento de la situación sanitaria presente.
ii) Transmisión
Los brotes pueden ocurrir en cualquier época del año.
El virus ingresa al organismo a través de la vía respiratoria ó a través de la
conjuntiva y se encuentra principalmente en la tráquea y exudados de las
vías aéreas superiores. La infección se transmite por contacto directo con
exudados respiratorios espectorados o aerosoles.
La enfermedad generalmente entra en un lote de aves por la exposición a
aves enfermas o por la introducción de aves infectadas con virus latente que
se reactiva. Estas últimas aves son importantes en la difusión y perpetuación
de la enfermedad.
Las aves también pueden infectarse a través del personal, los visitantes y
los equipos contaminados (Beaudette, 1937; Dobson, 1935; Kingbury y
Jungherr, 1958). Los perros, las ratas y los pájaros también pueden actuar
como vectores mecánicos.
La transmisión entre lotes ha sido asociada principalmente a la proximidad
geográfica y las fallas en la bioseguridad (el movimiento de personal, la
-6–
�eliminación inapropiada de las aves muertas y heces, el intercambio de
equipos entre las granjas, etc.)
No se ha evidenciado la transmisión viral a través de huevos fértiles, ni la
excreción del VLT en la cáscara de huevos procedentes de gallinas
infectadas.
iii) Replicación y latencia
El sistema blanco de la infección es el respiratorio. El epitelio de la tráquea y
la laringe siempre están afectados. La conjuntiva, los senos paranasales, los
sacos aéreos y los pulmones también se pueden ver infectados.
La replicación activa del VLT ocurre en la tráquea durante la primera
semana posterior a la infección, y la eliminación viral es máxima durante los
7 a 10 días posteriores a la aparición de los primeros signos clínicos. A partir
del fin de la excreción viral activa, se establece una fase de infección latente
en el tejido nervioso, particularmente por invasión del virus al ganglio
trigémino. Se ha demostrado que la tráquea y el ganglio trigémino son los
principales sitios de latencia del virus de laringotraqueítis infecciosa.
Las infecciones latentes son comunes en los herpesvirus, siendo el
mecanismo biológico de subsistencia que, en el caso de la LTI, le permite al
virus evadir la respuesta inmune del huésped y persistir en las parvadas.
Esto ultimo ha sido demostrado por re-aislamiento del virus a partir de la
séptima semana después de la infección mediante hisopados traqueales
repetidos (Bagust, 1986), y a dos meses después de la infección a partir de
cultivos de traquea (Adair y otros., 1985).
iv) Reactivación de infecciones latentes
Aunque las aves que sobreviven a la enfermedad son inmunes,
desafortunadamente son portadoras sanas y pueden permanecer infectivas
-7–
�hasta por dos años y continuar excretando el virus en forma intermitente. El
estado de latencia del virus es por lo tanto de gran importancia
epidemiológica.
La reactivación de infecciones latentes se ha asociado con el estrés
causado por el inicio de la postura, la mezcla con otras aves (Hughes et. al.,
1989) y el replume. Se debe considerar también la falta de alimentación
durante dos o tres días previos al envío de las gallinas de fin de ciclo a
faena. Durante el este traslado, las aves pueden excretar gran cantidad de
virus.
v) Respuesta inmune
Luego de la infección con el VLT son generadas una variedad de respuestas
inmunológicas.
La respuesta por anticuerpos neutralizantes del virus se detecta en suero
dentro de los 5 a 7 días posteriores a la infección. Esta respuesta inmune se
mantiene en bajos niveles por un año o más (Hitchner y otros., 1958).
La respuesta inmunológica mediada por células es conocida como la
respuesta inmune protectora y es la respuesta generada por la vacunación
(Nash y otros., 1985; Zarling, 1986).
Los anticuerpos maternales para la LTI no protegen a la descendencia
contra la infección ni interfieren con la vacunación (Fahey y otros., 1983).
IV. SIGNOS CLÍNICOS Y LESIONES
No todos los brotes de LTI tienen la misma severidad. La edad, la virulencia
de la cepa así como otros factores relacionados con el medio ambiente u
otras infecciones simultáneas pueden influir en la presentación clínica.
-8–
�La forma epizoótica de la enfermedad se caracteriza por ser de aparición
repentina y propagarse rápidamente en el lote en tres a cinco días. La tasa
de morbilidad es alta (90% - 100%) y la mortalidad puede variar entre el 5%
y el 70%, aunque por lo general el promedio de mortalidad es del 10% al
20% (Hinshaw y otros., 1931; Seddon y Hart, 1935). Las aves rara vez están
clínicamente enfermas por más de dos a tres días antes de la muerte y
ocasionalmente pueden encontrarse muertas sin signos previos. El curso de
la enfermedad en un plantel, por lo general dura de 15 a 20 días.
Los signos clínicos y las lesiones a la necropsia son bastante
característicos. Hay una marcada dificultad respiratoria, el ave extiende el
cuello y la cabeza, abre el pico, cierra total o parcialmente los ojos y
presenta una importante disnea inspiratoria. Esto se acompaña de
estertores traqueales y/o quejidos largos. Aparecen accesos de tos cuando
la cabeza es agitada en un intento del ave de desobstruir la traquea.
Coágulos de sangre o moco teñido de sangre pueden ser expectorados al
toser (Guy and Bagust, 2003). Por lo común se presenta conjuntivitis con
lagrimeo y presencia de “ojos almendrados” y una secreción espumosa sale
por las fosas nasales. Algunas aves pueden presentar cianosis en la
cabeza. La producción, especialmente en gallinas ponedoras, disminuye en
un grado variable del 5% al 15% durante 3 a 4 semanas.
En el examen a la necropsia las lesiones se encuentran restringidas al
aparato respiratorio superior. La lesión principal es una traqueítis
hemorrágica, la totalidad o parte de la longitud de la tráquea esta llena con
coágulos sanguíneos formando “moldes” o con moco teñido con sangre. Si
bien esta lesión es la más característica de la enfermedad, sólo se observa
en la minoría de los casos, generalmente asociada a cepas muy patógenas
del VLT. Puede observarse también necrosis y formación de membranas
difteroides. Solo el aparato respiratorio está involucrado y las vísceras por lo
general, aparecen normales. La muerte se debe invariablemente a la asfixia.
-9–
�En las formas enzoóticas la morbilidad en el lote suele ser baja
(aproximadamente un 5%), con una mortalidad del 0,1% al 0,2% (Raggi y
otros., 1961). Las muertes ocurren a intervalos irregulares y prolongados.
Estos brotes pueden existir en un lote por un período de meses y debido a
la baja mortalidad y a las muertes esporádicas, puede parecer que no se
justifique una investigación diagnóstica. Los principales signos son tos y
jadeo cuando las aves son manipuladas o excitadas, secreción nasal y
- 10 –
�ocular y disminución en la producción. Algunos lotes manifiestan únicamente
una enfermedad respiratoria suave y conjuntivitis. Las lesiones que se
presentan por lo general son una traqueítis suave con o sin presencia de
tapones caseosos, inflamación de los senos nasales y conjuntivitis.
La denominada laringotraqueítis vacunal, en donde se aíslan virus
similares a los vacunales en pollos de engorde no vacunados, son el
resultado de la vacunación en zonas cercanas, en las aves destinadas a la
producción de huevo comercial o huevo fértil. Se considera que el problema
se inicia por el uso de vacunas con potencial de reversión, en zonas con
deficiente bioseguridad.
V. DIAGNÓSTICO
Los signos clínicos y las lesiones deben considerarse como la primera parte
del diagnóstico. En la mayoría de los casos los signos clínicos más
consistentes
son:
conjuntivitis,
lagrimeo,
ojos
almendrados,
signos
respiratorios leves, disminución del consumo de agua y alimento y del
rendimiento productivo. En los casos severos son característicos los
quejidos, los ahogos y la expulsión/expectoración de sangre.
Las lesiones en tráquea son variables, sin embargo las más comunes son
presencia de un edema traqueal y en los casos severos la mucosa traqueal
se desprende como si fuera el forro de la manga de un saco.
En la forma aguda de la LTI, la historia clínica de la enfermedad, la zona
donde aparece y los signos y lesiones son casi patognomónicos. Sin
embargo, la forma benigna no puede ser diferenciada clínicamente o a la
necropsia de otras enfermedades respiratorias.
En todos los casos, siempre es necesario demostrar la presencia del
virus.
- 11 –
�i) Tipo de muestras
Para el diagnóstico de LTI se debe obtener una muestra representativa de
tráqueas y laringes de las aves recientemente muertas, de aves con signos
clínicos y de aves aparentemente sanas. Se pueden obtener también
conjuntivas y párpados. Las muestras deben enviarse refrigeradas en el
menor tiempo posible.
Asimismo es conveniente la extracción de al menos 30 muestras de suero
por lote para un diagnostico diferencial.
ii) Pruebas diagnósticas
Se podrán realizar las siguientes pruebas diagnósticas:
•
Detección viral mediante la prueba de RT – PCR, de preferencia por su
rapidez.
•
Aislamiento viral mediante cultivo en embriones de pollo de 9 a 11 días
de edad o en cultivos celulares.
•
Identificación de los cuerpos de inclusión intranucleares eosinofílicos en
la mucosa traqueal y posterior confirmación con la prueba de RT- PCR o
aislamiento viral.
iii) Diagnóstico diferencial
Se deberá proceder a extraer muestras para realizar el diagnóstico
diferencial con la Enfermedad de Newcastle y la Influenza Aviar.
- 12 –
�Otras enfermedades diferenciales son la Bronquitis Infecciosa Aviar, la
Difteroviruela, Avitaminosis A, Cólera Aviar, Coriza Infecciosa, Reovirus y
Adenovirus.
VI. TRATAMIENTO
Ningún tratamiento es eficaz una vez declarada la enfermedad.
VII. CONTROL DE LA ENFERMEDAD EN CASO DE BROTE1
i) Consideraciones generales
La prioridad para el manejo de un brote activo de LTI es la prevención de la
diseminación del virus de las granjas inicialmente afectadas a otros
establecimientos de la zona o región. La aplicación de las prácticas de
aislamiento, cuarentena y desinfección son los puntos cruciales en el
manejo del brote. La vacunación de lotes no expuestos, susceptibles,
también puede ayudar a reducir el brote.
Para la prevención y control de esta enfermedad debe considerarse que:
-
En el ámbito local o regional se requiere que la información fluya
rápida y eficientemente desde las granjas y/o empresas involucradas
en el brote hacia la Oficina Local del Senasa correspondiente.
-
El personal de la Oficina Local del Senasa deberá, en forma
inmediata, concurrir al establecimiento afectado y procediendo de
acuerdo al Manual de Procedimientos de Atención de Casos o Focos
de Enfermedad, extraer y remitir muestras al laboratorio previamente
designado para realizar el diagnóstico.
1
Brotes: presencia de dos o más focos de LTI, en un área geográfica determinada que guardan
relación epidemiológica entre sí.
- 13 –
�-
Se deberá establecer un Comité Técnico y de Control, conformado
por personal de Senasa y un representante técnico de cada una de
las empresas avícolas integradoras en la región y/o los veterinarios
responsables sanitarios de los establecimietos avícolas en la zona. El
Comité establecido se debe reunir en el menor tiempo posible una
vez diagnosticado el brote, con el fin de:
•
Determinar la problemática (gravedad y magnitud o difusión)
de la enfermedad.
•
Identificar los establecimientos avícolas involucrados en el
brote.
•
Establecer la superficie geográfica en la que se hubiera
confirmado la presencia del virus, así como las regiones de
influencia, con el fin de definir las zonas de vigilancia y control.
•
Proporcionar asistencia técnica al personal y/o granjeros
involucrados en el brote.
•
Armonizar los procedimientos, actividades y criterios para
combatir la enfermedad y tomar decisiones unificadas.
•
Impartir instrucciones con relación a la vacunación.
•
Realizar un análisis retrospectivo y prospectivo del movimiento
de aves, productos, subproductos, desechos (cama de galpón
y/o guano), personas, vehículos, equipos o cualquier otro
elemento capaz de diseminar la enfermedad o que hubiesen
estado en contacto con las aves enfermas o fuentes de
infección.
•
Seleccionar la mejor vía para el traslado de las aves vivas
portadoras del virus con destino al sacrificio sanitario.
-
Todos los técnicos y granjeros deberán ser capacitados para
reconocer los signos de la enfermedad y deberán solicitar
- 14 –
�rápidamente la confirmación del diagnóstico ante cualquier sospecha.
Se recomienda tener disponible información para el granjero (se
anexa un modelo al final del Manual).
-
Los granjeros, trabajadores y técnicos avícolas de la zona afectada
deberán participar activamente, asumir un compromiso para el control
de la enfermedad en dicha zona y cooperar en cuanto a las medidas
de bioseguridad a implementar.
ii) Cuarentena
Es de suma importancia el aislamiento de los lotes infectados. La restricción
del movimiento de aves sospechosas, enfermas o aquellas aparentemente
sanas y expuestas a la enfermedad, así como sus productos y subproductos
tiene como objetivo evitar la transmisión de la LTI a otras aves susceptibles
no directamente expuestas dentro del predio, o entre granjas en una zona o
región.
La salida de aves de las granjas con brotes confirmados será permitida sólo
cuando su destino final sea la faena.
El levantamiento de la cuarentena se realizará una vez que el Senasa
verifique la ausencia de signos clínicos de LTI y se cumplan con las
actividades de vacunación preventiva, de higiene y bioseguridad de acuerdo
a lo oportunamente establecido.
iii) Medidas generales de higiene y bioseguridad
En la zona o región donde se hayan confirmado brotes de LTI, todas las
granjas avícolas deberán implementar estrictas medidas de higiene y
bioseguridad.
- 15 –
�En los establecimientos avícolas con brotes de LTI se deberán implementar
las siguientes medidas:
- Prohibir el ingreso de visitas y vehículos. Sólo se debe permitir el
ingreso del personal estable y de los vehículos que trasladen insumos
(ej. alimento).
- Las ruedas de los vehículos deben lavarse y desinfectarse al ingreso
y egreso del establecimiento.
- Eliminar la mortandad dentro del establecimiento diariamente,
preferiblemente mediante composta.
- Efectuar un riguroso control de plagas y otros animales dentro del
predio. El virus de la LTI puede ser transmitido mecánicamente y por
lo tanto deben llevarse a cabo esfuerzos para controlar las moscas y
los roedores. Se debe prevenir la entrada de aves silvestres y de
mascotas a los galpones e impedir el consumo de aves muertas.
- Previo al traslado de las aves vivas portadoras del virus con destino al
sacrificio sanitario, se debe rociar hasta mojar totalmente el plumaje
de todas las aves con una solución detergente de amonio cuaternario
antes de salir de la granja. El camión de transporte y las jaulas vacías
se deben lavar y desinfectar en la planta de faena luego de la
descarga de las aves. Estos tratamientos deberán estar supervisados
por el veterinario responsable sanitario del establecimiento avicola y
el jefe de servicio de Senasa en la planta de faena, respectivamente.
- Las instalaciones que alojaron aves infectadas con LTI deberán ser
rigurosamente decontaminadas una vez que la granja se encuentre
vacía. Se procederá a su limpieza completa con detergente y agua,
seguida con una adecuada desinfección bajo los requisitos que
establezca el programa zonal y supervisado por el veterinario
responsable
sanitario
del
establecimiento.
permanecer vacía durante al menos 15 días.
- 16 –
La
granja
deberá
�- Los desechos (cama y/o guano) de los galpones deberán ser tratados
por fermentación (composta) en el interior de los galpones, una vez
vaciados de aves los mismos. El compostado de la cama de galpón
se debe realizar por al menos 7 días, y debe alcanzar una
temperatura interna de 54-60º C y una humedad de 24-29%.
- El galpón se puede desinfectar con formol en todo su interior a una
temperatura de 37º C durante dos (2) horas o bien se puede calentar
durante 3 días a una temperatura de 37.8 º C.
iv) Inmunización
La vacunación preventiva se utiliza para inmunizar a las aves en zonas
donde la enfermedad es endémica.
La implementación de la vacunación sobre brotes confirmados dependerá
de la rapidez con que se diagnostique la enfermedad, de la edad y del tipo
de aves afectadas.
Actualmente se dispone de un solo tipo de vacuna viva para laringotraqueítis
producida en cultivo de tejidos y no reversible (LT-Ivax® de Lab. ScheringPlough). La vacuna generada en cultivo de tejidos se aplica por gota ocular.
Da buena protección con poco grado de reacción, además de no
diseminarse en forma horizontal.
Se deberá vacunar siempre en forma individual, por vía ocular al 100%
de las aves del lote.
Por otro lado, existe otro tipo de vacuna de nueva tecnología o
recombinante que no ha sido aprobada actualmente para su uso. Las
vacunas recombinantes presentan como vector el virus de la viruela que
expresa una fracción antigénica del virus de la LTI. No es reactiva y
carece de virulencia y difusión. Su uso está condicionado a aves que no
- 17 –
�hayan sido inmunizadas contra la viruela o no hayan presentado la
enfermedad. El método de aplicación de la misma es por punción alar o
por inoculación subcutánea in-ovo, o al día de edad.
VACUNA
CULTIVO DE
TEJIDOS
VIRULENCIA
DIFUSION
LATENCIA
REVERSION
++
-
+
-
RECOMBINANTE
-
-
-
-
En caso de brote, la vacuna a utilizar debe ser únicamente la producida en
cultivo de tejidos y la vía de administración a ser empleada es por gota
ocular.
Es muy importante que los operarios vacunen al 100% de las aves, pues
aquella que no es vacunada queda susceptible a la infección al no haber
difusión horizontal del virus vacunal.
En áreas de alto riesgo las gallinas de postura y los reproductores,
deben ser vacunados durante la recría entre la cuarta y la sexta semana de
edad, siendo revacunadas entre las 14 y las 20 semanas de edad.
Los pollos de engorde no son vacunados habitualmente a menos que se
encuentren en cercanías a un brote o si ha ocurrido un brote con
anterioridad en la granja. Se recomienda vacunar los pollos entre los 21 y
los 28 días de edad. En casos de alto riesgo podría implementarse la
vacunación a partir de los 14 días de edad. Los pollos de menos de 14 días
de edad no responden adecuadamente a la vacunación.
Se deberá vacunar durante al menos dos crianzas consecutivas luego de la
primera vacunación.
- 18 –
�VIII. ANEXO. “INFORMACIÓN Y RECOMENDACIONES PARA EL
AVICULTOR”
EN SU ZONA HAY UN BROTE DE LARINGOTRAQUEÍTIS INFECCIOSA
¿Qué es la Laringotraqueitis Infecciosa?
La Laringotraqueitis (LTI) es una enfermedad respiratoria causada por un
virus herpes, que afecta a las aves, fundamentalmente pollos y gallinas.
Esta enfermedad debe ser reportada al Senasa.
¿Cómo se contagian las aves?
El virus generalmente ingresa a la granja por introducción de aves
infectadas o portadoras (aves que llevan la enfermedad, pero no muestran
signos clínicos); por el movimiento del personal, visitantes, guano, vehículos
y/o
equipos
contaminados
(las
secreciones
respiratorias
infectadas
contaminan jaulas, equipo y ropa)
El virus se puede también propagar mediante el viento y los camiones que
llevan aves infectadas.
¿Cómo afecta la enfermedad a las aves?
Una vez introducido en la granja, el virus de la LTI se disemina rápidamente
por contacto. Las aves que se recuperan de la enfermedad pueden
continuar trasmitiendo el virus por períodos muy prolongados de tiempo.
El virus ingresa por el sistema respiratorio o la conjuntiva ocular. Las aves
exhiben algunos o todos estos signos:
�• Dificultad respiratoria (respiración a boca abierta con sacudidas
frecuentes
de
cabeza,
extensión
de
cuello
y
quejido
largo
característico).
• Lagrimeo con presencia de “ojo almendrado” (conjuntivitis) y “ala
sucia del lado afectado”.
• Descarga nasal.
Se debe sospechar de LTI cuando se presenta una enfermedad respiratoria
generalmente aguda y repentina en pollos de más de 3 semanas de edad
(generalmente 4 semanas de edad o más en pollos de engorde, y después
de las 3 semanas de edad en gallinas de postura y reproductoras).
El período de incubación
El período de incubación de la LTI es de 6 a 12 días, pero la evidencia de la
enfermedad se ha visto dos días después de la exposición al virus.
Recomendaciones para la prevención y control
1-
Confirme rapidamente la presencia de casos sospechosos de LTI
por métodos de laboratorio.
2-
Reporte rápidamente el brote a la Oficina de Senasa de su
localidad.
3-
Incremente la BIOSEGURIDAD en la granja:
• Controle moscas y roedores.
• NO mantenga aves de traspatio en su granja.
• NO deje sueltas las mascotas (perros, gatos)
• NO permita el ingreso de visitas (familiares, amigos, proveedores,
etc).
- 20 –
�• NO visite otras granjas.
• Restrinja el paso de vehículos. En caso de ingresar vehículos que
traen insumos (alimento, gas) utilice los equipos de desinfección. No
permita que baje el camionero.
• NO comparta equipos con otros productores.
• Desinfecte con viricidas aprobados a los vehículos e implementos (el
virus es sensible a desinfectantes a base de fenol, yodóforos, cresol,
y formaldehído).
• Intensifique la higiene personal: utilice ropa y calzado limpio al entrar
y
salir
del
establecimiento;
utilice
pediluvios
con
solución
desinfectante.
• Elimine la mortandad diariamente por composta, enterramiento o
incineración.
• Mantenga una buena ventilación, con niveles bajos de amoníaco en
los galpones.
• NO alimente a otros animales con aves muertas.
• Sacrifique al final del período de la crianza el 100% de sus aves. No
regale ni deje aves de traspatio.
• Composte por 7 días la cama del galpón o trátela con desinfectantes.
• En caso de brote clínico en su granja:
-
Caliente el galpón a 37,8 º C por 3 días o bien desinfecte con
formol a una temperatura de 37º C durante dos (2) horas.
4-
-
Realice un vacío sanitario mínimo de 15 días.
-
No movilice los desechos.
Vacune a sus aves según la recomendación de su Médico
Veterinario. Utilice vacunas a virus vivos producidas en cultivo de tejido por
vía ocular. Utilice dosis completas. No rebaje la vacuna. Mantenga la
- 21 –
�vacunación por lo menos durante 3 crianzas consecutivas en pollos de
engorde. Vacune a las pollas de postura durante la recría.
- 22 –
�IX. BIBLIOGRAFÍA
-Hidalgo, H. Infectious laryngotracheitis: a review. Rev. Bras. Cienc. Avic.,
Sept./Dec. 2003, vol.5, no.3, p.157-168. ISSN 1516-635X.
-Mariano Salem, E. M. Odor, M. Trouber S. Cloud, C. Pope. Aspectos a
considerar en el diagnostico de laringotraqueítis infecciosa. Animal and Food
Science, University of Delaware, 2005.
-Andreasen JR. Jr, Glisson JR, Goodwin MA, Resurreccion RS, Villegas P,
Brown J. Studies of infectious laryngotracheitis vaccines: Immunity in layers.
Avian Diseases 1989; 33:524-530.
-Bagust TJ, Calnek BW, Fahey KJ. Gallid-1 herpesvirus infection in the
chicken. 3. Reinvestigation of the pathogenesis of infectious laryngotracheitis
in acute and early post-acute respiratory disease. Avian Diseases 1986;
30:179-190.
-Calnek BW, Fahey KJ, Bagust TJ. In vitro infection studies with infectious
laryngotracheitis virus. Avian Diseases 1986; 30:327-336.
-Williams RA, Bennett M, Bradbury JM, Gaskell RM, Jones RC, Jordan FTW.
Demonstration of sites of latency of infectious laringotracheitis virus using the
polymerase chain reaction. Journal of General Virology 1992; 73:2415-2430.
-Cloud S.S., J.K. Rosenberger, C.R. Pope and M.M. Straight. Evaluation of
Broiler Vaccination Programs for Infectious laringotracheitis Virus In Poultry.
Vaccinationchniques Evaluation Workshop. 1995.
- Dufour L., Control de Brotes de Laringotraqueítis, Federación Nacional de
Avicultores de Colombia-FENAVI, publicación Nº139-Sección Sanidad.
-Anónimo,
Guidelines
for
erradication
of
infectious
laryngotracheitis
encompassing the broiler industry. Proc. 94th.Ann Mtg. U.S. Anim. Health
Assoc. p.p. 337-339. 1990
�- Calneck, B.W. (Editor), Enfermedades de la aves, 11ª. Edición p.p.461469.
- Hanson L.E., Bagust T.J. –Laryngotracheitis- diseases of Poultry.
- Infectious Laryngotracheitis – Disease situation and control measures, Dr.
Path Manathan, Pultry Industry Poultry, Factsheet ≠ 155, 2006.
- 24 –
�
Dublin Core
The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/.
Title
A name given to the resource
Publicaciones SENASA
Dublin Core
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Title
A name given to the resource
Manual para la prevención y el control de brotes de la laringotraqueitis Infecciosa aviar
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2009
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Dirección Nacional de Sanidad Animal Dirección de Luchas Sanitarias Programa de aves y granja
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0074
Abstract
A summary of the resource.
La laringotraqueítis infecciosa (LTI) es una enfermedad viral que afecta al aparato respiratorio de pollos y gallinas, y se encuentra incorporada en el listado de enfermedades de declaración obligatoria de la Organización Mundial para la Sanidad Animal (OIE) y en el grupo de enfermedades a las que se refiere el artículo 6° del Reglamento General de Policía Sanitaria de los Animales, reglamentario de la Ley N° 3959, y por lo tanto es de responsabilidad del Senasa cuando asume un carácter epizoótico y su declaración es obligatoria en la República Argentina. Esta enfermedad produce pérdidas severas en la producción debido, tanto a la mortandad como a la disminución en la ganancia de peso o en la producción de huevos que causa en las aves infectadas.
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
INTRODUCCION
II. AGENTE ETIOLÓGICO
i) Clasificación
ii) Resistencia
iii) Huéspedes
iv) Susceptibilidad
III. PATOGENIA
i) Período de incubación
ii) Transmisión
iii) Replicación y latencia
iv) Reactivación de infecciones latentes
v) Respuesta inmune
IV. SIGNOS CLÍNICOS Y LESIONES
V. DIAGNÓSTICO
i) Tipo de muestras
ii) Pruebas diagnósticas
iii) Diagnóstico diferencial
VI. TRATAMIENTO
VII. CONTROL DE LA ENFERMEDAD EN CASO DE BROTE
i) Consideraciones generales
ii) Inmunización
iii) Cuarentena
iv) Medidas generales de higiene y bioseguridad
VIII. ANEXO. “INFORMACIÓN Y RECOMENDACIONES PARA EL AVICULTOR”
IX. BIBLIOGRAFÍA
Enfermedades de las Aves
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/6291a09a531e6bfed39bfe8c975ac39f.pdf
373df50bdbafdad41f8ceffab3b61780
PDF Text
Text
�SECRETARIA DE AGRICULTURA,
GANADERIA, PESCA Y ALIMENTACION
SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD
Y CALIDAD AGROALIMENTARIA
Dirección de Laboratorios y Control Técnico
Coordinación de Bacteriología
Manual de Procedimientos
para la Inspección Veterinaria
l
Manual de Procedimientos para
la Enfermedad de Newcastle
(Resolución SENASA Nº 683/96)
Buenos Aires - Mayo de 2000
República Argentina
�SENASA
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Av. Paseo Colón 367, 9º piso
BUENOS AIRES - REPUBLICA ARGENTINA
Elaborado y redactado: Dra. Cora María Espinoza.
Aprobado por: Dr. Alberto Pecker, director Nacional de Sanidad
Animal; Dr. Marcelo De La Sota, director de Luchas Sanitarias
Editor responsable: Lic. Cristina del Llano, coordinadora de
Gestión Técnica.
Diseño, armado y diagramación: Gabriel Rizzo y Jorge O. Díaz
Diseño de tapa: Damián E. Atencio/Area de Diseño Gráfico
Impreso en
�PROLOGO
El presente Manual de Procedimientos
establece las normas operativas que
deben ser ejecutadas ante la sospecha de
foco de enfermedad de Newcastle y ante
la confirmación del mismo. Dichas
normas se encuentran legalmente
amparadas por la Resolución Nº 683 del
31 de Octubre de 1996 del SENASA y su
aplicación es responsabilidad de todos los
agentes de este servicio Nacional y de los
profesionales privados y propietarios
ligados o vinculados al sector avícola en
todo el territorio Nacional.
�TABLA DE CONTENIDOS
Capitulo 1 -
Consideraciones generales y acciones
Capitulo 2 -
Procedimientos de limpieza y desinfección de la
explotación avícola infectada
Capitulo 3 -
Aplicación del rifle sanitario o matanza en la
explotación avícola infectada
Capitulo 4 -
Toma de muestras y remisión al laboratorio
Capitulo 5 -
Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de
aves ante la sospecha o confirmación de presencia
de enfermedad de newcastle
La presente publicación ha sido estructurada de acuerdo con la Norma
ISO/IEC Guide 25:1990.
�8
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CAPITULO I
CONSIDERACIONES GENERALES Y ACCIONES
DEFINICION: Newcastle es la enfermedad de las aves de corral, producida por cualquier cepa aviaria del Paramixovirus 1, con
un Indice de Patogenicidad Intracerebral (IPIC) superior a 0.7 en
pollos de un día de edad.»
DENUNCIA: Los profesionales veterinarios, o personas responsables o encargadas de cualquier explotación avícola, industrial o
doméstica, que detecten en las aves a su cargo signos de enfermedad de Newcastle o resultados de laboratorio compatibles con la
misma, deben obligatoriamente y en forma inmediata realizar la
denuncia al SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD
AGROALIMENTARIA.
Las denuncias que se mencionan, serán recepcionadas en la Oficina Local del SENASA, más próxima al establecimiento o en forma telefónica, u otra a la sede Central del SERVICIO NACIONAL
DE SANIDAD y CALIDAD AGROALIMENTARIA.
PROCEDIMIENTO ANTE LA DENUNCIA: Ante la denuncia de un foco de la enfermedad de Newcastle o sospecha de la
misma en uno o más establecimientos avícolas, el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD y CALIDAD AGROALIMENTARIA,
pondrá la explotación bajo vigilancia oficial, a fin de garantizar
que se adopten las acciones preventivas y profilácticas que a continuación se detallan:
a) Censo de todas las aves del establecimiento detallando número de aves muertas, número de aves con síntomas clínicos y evolución de estos datos en el período de vigilancia.
b) Toma de muestras y envío al laboratorio, en la forma y con
las indicaciones que se detallan en el Capítulo 4.
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
9
�c) Aislamiento de todas las aves garantizando que no tomen
contacto con otras aves.
d) Prohibición de ingreso de nuevas aves y salida de las que se
encuentren en el establecimiento.
e) Todos los movimientos de personas, animales, vehículos,
cadáveres de aves, residuos, guano. implementos alimentos o cualquier otro elemento capaz de transmitir la enfermedad, estará subordinado a la autorización del SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA o a la de las personas
que este Servicio designe. Solamente se autorizará la salida de huevos para consumo, si los mismos se destinan directamente a un
establecimiento procesador de ovoproductos (huevo líquido o deshidratado).
f) Garantizar que se inicie la investigación epidemiológica correspondiente, de acuerdo a lo establecido en el Capítulo de este
Manual.
g) Desinfección de las entradas y salidas del establecimiento y
de las instalaciones que se encuentran en el mismo. Estas medidas
podrán hacerse extensivas a otras explotaciones vecinas si por su
ubicación geográfica o contacto y movimiento de personas se sospeche de posible contaminación.
PROCEDIMIENTOS ANTE LA CONFIRMACIÓN DEL
FOCO: Si se confirma por las pruebas de laboratorio, el diagnóstico de enfermedad de Newcastle, el SERVICIO NACIONAL DE
SANIDAD Y CAIDAD AGROALIMENTARIA debe garantizar que
se adopten las siguientes medidas:
a) Delimitación de una «zona de foco» o «zona de protección»
de un radio mínimo de cinco (5) Km rodeada de una «zona perifocal» o «zona de vigilancia» de un mínimo de diez (10) Km de radio.
b) Sacrificio in situ de todas las aves afectadas del establecimiento y destrucción de los cadáveres y huevos. Estas operaciones
se realizarán limitando al máximo el riesgo de propagación de la
10
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
enfermedad, de conformidad a lo establecido en el Capítulo 3 del
presente Manual.
c) Limpieza y desinfección de instalaciones y sus alrededores,
implementos, vehículos de transporte y de todo material que pueda
estar contaminado de acuerdo a lo que se establece en el Capítulo 2
del la presente Manual.
d) Concluídas las operaciones indicadas en a, b, y c, deberá transcurrir un período de descanso o espera de 21 días como mínimo
antes de volver a introducir aves en el establecimiento.
e) En la «zona de foco» o de protección se aplicarán las siguientes medidas:
e.1. Localización de todas las explotaciones avícolas de la zona.
e.2. Visitas y exámen clínico y o de laboratorio si fuera necesario
a todos los establecimientos, registrando resultados de las mismas.
e.3. Desinfección apropiada de todos los lugares de salida y entrada de esos establecimientos.
e.4. Control del tránsito dentro de la zona, de aves, personas que
trabajen con las mismas, vehículos de transporte, cadáveres, huevos.
e.5. Los movimientos de aves para su sacrificio al matadero, de
pollitos de un día, de huevos para incubar o para consumo, podrán
realizarse únicamente con autorización del Veterinario Oficial o de
la persona que el SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA designe.
e.6. En caso de transporte para sacrificio, el Veterinario oficial
responsable del establecimiento de faena deberá estar advertido de
la llegada de esas aves para proceder a un sacrificio apartado de
otras aves y para la identificación de la carne procedente de las
mismas.
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
11
�e.7. Los pollitos de un (1) día o huevos para incubación podrán
ser transportados de preferencia a un establecimiento o planta de
incubación dentro de la zona de foco o perifocal, o de lo contrario a
un establecimiento con control Oficial.
e.8. Los huevos para consumo podrán ser transportados preferiblemente a un establecimiento elaborador de ovoproductos, o bien
deberán ser identificados para su comercialización dentro de la zona
de foco o perifocal, o en otra zona previa desinfección de los mismos.
e.9. No habiéndose registrado otras novedades, las medidas de la
zona focal o de protección se mantendrán durante 21 días como
mínimo a partir del día en que se realizaron las tareas de desinfección en el establecimiento.
f) En la «zona perifocal» o de vigilancia se dispondrán las siguientes medidas:
f.1. Localización de las explotaciones avícolas de la zona
f.2. Control de los desplazamiento de aves y huevos para incubar
dentro de la zona.
f.3. Las aves destinadas a faena o los huevos para incubar si son
transportados fuera de la zona perifocal, deberán declarar al establecimiento que se destinan el cual recibirá Control Veterinario
Oficial.
f.4. De no haberse registrado novedades en la zona, las
medidas que anteceden se mantendrán durante 30 días después de haberse realizado las tareas de desinfección en los establecimientos infectados.
g) Tanto en la zona focal como en la perifocal, estará prohibido
la realización de ferias o exposiciones, el transporte de guano, desperdicios e implementos usados de galpones fuera de las zonas circunscriptas.
12
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
INVESTIGACION EPIDEMIOLOGICA: Deberán estudiarse
los siguientes aspectos: -Estimación del período de tiempo de la
presencia de la enfermedad de Newcastle en la explotación. -Posibles orígenes de la enfermedad en otras aves de corral o silvestres o
en cautividad, así como aquellos que hayan podido contaminarse a
partir del foco. -Movimientos de personas, vehículos, carne, cadáveres, guano, etc que hubieran podido introducir la enfermedad en
el establecimiento.
VACUNACION: EL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y
CALIDAD AGROALIMENTARIA puede disponer la puesta en
marcha de un plan de vacunación de las aves de corral, cuestionadas y de urgencia, en explotaciones no sometidas a las restricciones
establecidas en los puntos precedentes.
FORMACION DE UNA COMISION TECNICA DE EMERGENCIA: EL SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA, puede disponer desde el principio
la formación de una Comisión Técnica, constituida por profesionales veterinarios de organismos oficiales o privados destinada a coordinar las medidas de vigilancia y control del brote establecidas el
presente Manual.
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
13
�14
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CAPITULO 2
PROCEDIMIENTOS DE LIMPIEZA Y DESINFECCION DE LA
EXPLOTACION AVICOLA INFECTADA
1era Limpieza y desinfección:
a) Una vez extraídos los cadáveres y restos de alimentos o materia orgánica para su eliminación, se rociarán todas las superficies
con las que hayan estado en contacto o cercanas a los mismos, con
desinfectantes autorizados por el SENASA. El desinfectante deberá permanecer durante 24 hs como mínimo.
2da Limpieza y desinfección:
a) Se realizará una limpieza profunda con un producto desengrasante y agua.
b) Se rociará nuevamente con desinfectante indicado, todas las
superficies tratadas, y se dejarán transcurrir 7 días.
c) Se realizará nuevamente otra limpieza profunda con un producto desengrasante y abundante agua.
d) Los implementos, bebederos, comederos, jaulas, nidos,etc.
deberán tratarse en forma similar con especial atención al uso de
agua caliente o sopleteado que supere los 70ºC. Se ubicarán en un
lugar apartado y cubierto al amparo de otros animales o aves durante por lo menos 42 días.
Los desagües y conductos de evacuación se llenarán con desinfectantes concentrados.
El personal que conforma el equipo de limpieza y desinfección
deberá ser provisto de ropa protectora adecuada, en lo posible descartable y toda la ropa y calzado deberá ser limpiada y desinfectada al terminar el operativo y ser provisto de ropa y calzado limpio
para salir del establecimiento.
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
15
�16
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CAPITULO 3
APLICACION DEL RIFLE SANITARIO O MATANZA EN LA
EXPLOTACION AVICOLA INFECTADA
a) El sacrificio de las aves se realizará dentro de la misma explotación infectada o lo más cerca posible, preferentemente en horas de luz adecuada.
b) Se deberá evitar que se escapen animales.
c) Primero se sacrificarán todas aquellas aves que presentaban
signos clínicos y luego las que no presentaron signos clínicos pero
que estuvieron en contacto riesgoso con las otras.
d) La técnica de eutanasia será acordada con el personal técnico
del establecimiento, de acuerdo a las posibilidades prácticas que se
presenten.
e) Los restos serán cubiertos por desinfectantes adecuados, protegidos de animales predadores, para luego poder ser destruidos.
Toda la ropa y calzado de los operarios deberá ser dejada en el lugar
del foco hasta su limpieza y desinfección.
ELIMINACION DE LOS CADAVERES, MATERIALES Y
RESIDUOS
Para la eliminación de las carcazas, vísceras, estiércol, y alimentos, se podrá realizar el a) entierro o b) incineración.
a) Los lugares para el entierro deberán contar con la aprobación
de los reglamentos locales y oficiales encargados de la protección
del medio ambiente.
Las fosas de entierro deberán ser calculadas con una profundidad
suficiente para permitir ser recubiertas con un metro de tierra.
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
17
�No se aplicará cal a las carcazas salvo que el suelo sea muy húmedo. No se asentara la tierra al recubrir la fosa.
b) Se recurrirá a la incineración cuando no se pueda realizar el
entierro. Se deberá considerar la topografía del lugar, dirección de
los vientos presencia de instalaciones u objetos de fácil combustión, disponibilidad de combustible y materiales que ayuden a la
combustión, aprobación de los organismos oficiales encargados de
la protección del medio ambiente, disponibilidad de agua o material contra incendio.
18
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CAPITULO 4
TOMA DE MUESTRAS Y REMISION AL LABORATORIO
a. Muestras
Hisopados de cloaca e hisopados traqueales de aves enfermas;
materias fecales o contenido intestinal, tejido cerebral, tráquea,
pulmones, hígado, bazo y otros órganos manifiestamente afectados
procedentes de aves recién muertas o aves con sintomatología clínica sacrificadas y necropsiadas.
a.1. Acondicionamiento de las muestras para su envío:
Hisopados cloacales y o traqueales: los hisopos deben ser sumergidos en tubos conteniendo solución con antibiótico(*) o solución fisiológica estéril de manera que permita humedecer el extremo del hisopo que contiene el material a analizar.
Organos: los órganos o trozos de órganos y tejidos deben remitirse en envases cerrados y limpios.
(*)Solicitar solución con antibióticos a la Dirección de Laboratorios.
Estas muestras deben enviarse en envases cerrados, identificados y refrigerados y acompañadas de un protocolo cuyo modelo se detalla en el punto b.
b. Envío al Laboratorio
Todas las muestras deben ser remitidas al Laboratorio correctamente identificadas y acompañadas por el protocolo que se detalla
a continuación:
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
19
�SENASA
PROTOCOLO DE REMISION DE MUESTRAS DE AVES
FECHA DE TOMA DE MUESTRA ................./....................../....................
ESTABLECIMIENTO
NOMBRE: .................................................................................................................................................................................................
UBICACION: Pcia: ........................................ Partido: ......................................................... Localidad: ...................................................
SINTOMATOLOGIA REGISTRADA Y MORTANDAD
DIARIA DEL LOTE: ..................................................................................................................................................................................
VACUNACIONES: .....................................................................................................................................................................................
SOLICITA REALIZAR PRUEBAS VIROLOGICAS: ..................................................................................................................................
BACTERIOLOGICAS: ...............................................................................................................................................................................
SEROLOGICAS: ........................................................................................................................................................................................
PARASITOLOGICAS: ................................................................................................................................................................................
FECHA DE LA ULTIMA DOSIS CONTRA ENC: ......................................................................................................................................
MARCA: ............................................................................. SERIE: .........................................................................................................
MUESTRAS QUE SE ENVIAN
HISOPADOS CLOACALES: ......................................................................................................................................................................
HISOPADOS TRAQUEALES: ...................................................................................................................................................................
ORGANOS: ...............................................................................................................................................................................
OTROS: .....................................................................................................................................................................................
CANTIDAD DE MUSTRAS ENVIADAS: ..................................................................................................................................................
IDENTIFICACION DE LAS MUESTRAS: .................................................................................................................................................
MODO DE ENVIO: ................................................................ GARANTIZA INVIOLABILIDAD CON: ...................................................
REFRIGERADA, CONGELADA, OTRA
...................................................................................................................................
Lugar y Fecha
20
Resolución SENASA Nº 683/96
..................................................................
Firma del Veterinario Actuante
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CAPITULO 5
PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN PLANTAS FRIGORIFICAS
DE AVES ANTE LA SOSPECHA O CONFIRMACION DE
PRESENCIA DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE
En el caso en que el Inspector Veterinario asignado a la planta de
faena reciba una comunicación del Veterinario Oficial del servicio
de campo en la que se indica que un determinado lote de aves que
ha sido enviado a faena a esa planta, proviene de una zona donde se
ha detectado un foco de enfermedad de Newcastle o de una zona
que se encuentra bajo vigilancia por sospecha o confirmación de la
ocurrencia de una enfermedad exótica tal como la Influenza Aviar,
se deberá proceder como a continuación se detalla:
1) Identificación del o los lotes indicados
2) Autorizar la faena de ese o esos lotes al final de la faena del
día
3) Garantizar que se realice una intensa limpieza y desinfección de la línea de faena al concluir la misma.
4) Garantizar que se realice la limpieza y desinfección en forma intensiva de los camiones que fueron utilizados para el transporte de esos lotes, antes de que los mismos se retiren de la planta.
5) Identificar la partida faenada a fin de que la misma se destine a subproductos cocidos, harinas, u otros cuyo proceso de elaboración incluya la aplicación de temperatura suficiente de manera
que garantice la destrucción de los agentes causales de enfermedad.
En el caso en que el Inspector Veterinario, no hubiera recibido
comunicación, pero observase en la inspección pre-mortem que
las aves presentan síntoma compatibles con alguna de estas enfermedades (síntomas respiratorios, nerviosos, plumaje erizado, pre-
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
21
�sencia de aves muertas, etc.), deberá proceder como a continuación
se detalla:
1) Extraer muestras de las aves del lote sospechoso tal como se
indica en el Capítulo 4 del presente Manual y enviar las mismas al
laboratorio del SENASA de la Dirección de Laboratorios y Control Técnico con carácter de urgente y a fin de que se confirme o nó
la sospecha.
2) Avisar al Veterinario de la Oficina Local del SENASA que
corresponde a la zona de donde provienen las aves.
3) En cuanto a la faena del lote proceder como se indica en los
puntos de 1) a 4).
4) Identificar las aves una vez faenadas apartadas de otras aves
en cámara, a la espera de los resultados del laboratorio.
5) De confirmarse el diagnóstico por pruebas de laboratorio,
deberá cumplirse con lo indicado en el punto 5) del párrafo anterior.
Si el resultado del laboratorio no confirmase el diagnóstico de
enfermedad de Newcastle o de Influenza Aviar, y de evaluarse que
la carne o carcazas cumplen con las condiciones de higiene y sanidad, la mercadería podrá ser liberada para su comercialización.
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Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
Zona de vigilancia 10 Km.
Zona de foco 5 Km.
Acciones en la zona de foco y vigilancia:
Interdicción del/las granjas
Sacrificio en el foco de las aves afectadas
Limpieza y desinfección en el foco
Prohibición de ingreso de nuevas aves en la zona de foco
Censo de todas las aves y granjas en las zonas
Inspección de todas las granjas de las zonas e implentación de
medidas de bioseguridad
Control del tránsito de vehículos y personas
Control del destino de huevos, aves y BB de 1 dia
Aviso a las plantas de faena de la zona de foco y de vigilancia
Las medidas establecidas, se mantendrán durante 21 dias en caso
de no registarse nuevos focos
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
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�24
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CAPÍTULO 6
CONTROL Y FISCALIZACION DE LA VACUNACION
OBLIGATORIA CONTRA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE DE
PALOMAS MENSAJERAS (RESOLUCION Nº 723/00)
La Resolución Nº 723/00 de la S.A.G.P.y A, establece que la vacunación contra la enfermedad de Newcastle de todas las palomas
mensajeras del país es obligatoria.
Se ha determinado que estas aves son altamente susceptibles a
contraer el virus de la enfermedad de Newcastle ( conocido como
Paramixovirus de la paloma). Dada la actividad que las palomas
mensajeras desarrollan y que durante las carreras toman contacto
con otras aves, las mismas significan un riesgo potencial para la
difusión de la enfermedad para la cual la Argentina se ha declarado
libre ante la OIE.
Por esta razón se ha establecido su vacunación obligatoria después de comprobar que los casos de Newcastle registrados ocurrían en palomas que no han sido vacunadas o en las que se ha
aplicado un plan de vacunación o una vacuna inadecuada.
La resolución 723/00, establece que el SENASA es el organismo
responsable para fiscalizar y controlar la vacunación. Para ello se
deberá proceder de la siguiente forma:
1) Cada Asociación Colombófila, deberá presentar anualmente
ante el SENASA (Oficinas Locales) un censo completo de las palomas mensajeras que se encuentran inscriptas en la misma, con
los certificados de vacunación correspondientes.
2) Las Asociaciones Colombófilas que organicen carreras en
cualquier punto del país, deberán avisar de la o las mismas a la
Oficina Local del SENASA indicando las fechas programadas, así
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
25
�como el lugar de la «largada» con anticipación al evento y al mismo tiempo presentar el listado de palomas inscriptas en la carrera
con sus correspondientes certificados de vacunación. Todas las palomas deben estar vacunadas antes de su primer vuelo.
3) Los vehículos que trasladen palomas dentro del territorio
Nacional deberán hacerlo acompañados de la siguiente documentación: Certificado de Vacunación contra la enfermedad de Newcastle y Autorización de Tránsito otorgada por SENASA en la que
se avala el Certificado de Vacunación y se autoriza el tránsito por el
período de tiempo que establece la cobertura vacunal de acuerdo al
tipo de vacuna utilizada y a la fecha de vacunación. Dicho documento será otorgado en las Comisiones Locales del SENASA a
pedido del interesado y siempre que éste presente el Certificado de
Vacunación contra la Enfermedad de Newcastle correspondiente a
las palomas que van a transitar, identificadas por sus anillos. (Ver
más abajo modelo de certificado y requisitos de vacunación).
NOTA: Dado que los palomares no son caracterizados como establecimientos de «producción», sino que esta es una actividad deportiva, no se encuentran obligados a registrarse bajo el RENSPA,
por lo tanto no es factible otorgar para las palomas el DTA. Es por
esta razón que se establece otorgar una «Autorización de Tránsito».
4) Casi todos los palomares se encuentran inscriptos en Asociaciones Colombófilas, pero en el caso de detectarse la existencia de
palomares no adheridos a la actividad, SENASA podrá realizar una
inspección en el mismo y exigir los certificados de vacunación de
todas las palomas mayores de 30 días existentes en el mismo.
5) Los certificados de vacunación, deben disponer del contenido que se detalla en el modelo de certificado que se adjunta, con la
firma y aclaración de un veterinario matriculado, que se responsabilice de esa vacunación.
Existen en el mercado, varios tipos de vacunas contra la enfermedad de Newcastle casi todas ellas destinadas a pollos y gallinas.
SENASA ha aprobado y han sido sometidas a pruebas de potencia
26
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
solo tres vacunas para palomas:
«COLOMBOVAC» Laboratorio Ford Dodge
«ND BAGOVAC PALOMAS» Laboratorio San Jorge Bagó
«PARAVOLAR» Laboratorio Delamer
Por el momento, SENASA recomienda el uso de estas vacunas
hechas especialmente para palomas, pero no está prohibido el uso
de vacunas contra Newcastle de pollos en las palomas, si se respetan los vencimientos de la inmunidad, ya que estas últimas son
mucho menos efectivas (pero más económicas). De manera que de
acuerdo a los períodos de inmunidad que confiere cada vacuna, se
deben respetar y controlar en la fiscalización de la vacunación los
siguientes plazos de validez para cada tipo de vacuna:
COLOMBOVAC y ND BAGOVAC = una dosis por año
PARAVOLAR = 2 dosis por año
Vacunas para Pollos (vivas, gota ocular cepa La Sota o cepa B1)=
deben aplicarse de la siguiente manera: concentrar cinco veces la
vacuna y aplicar 1 dosis concentrada cada 45 días.
En los certificados de vacunación debe figurar qué vacuna se utilizó, la fecha de vacunación, la estampilla y en el caso de haberse
utilizado la de pollos, además la concentración de la dosis.
Las vacunas inactivadas indicadas específicamente para palomas,
se aplican en forma inyectable (vía subcutánea), en el pliegue del
cuello. Las vacunas a virus vivo pueden administrarse en gota ocular, nasal o bucal o directamente en el agua de bebida según la marca.
A continuación se mencionan algunos datos e información de orden técnico que puede resultar de interés:
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
27
�En los palomares están las palomas reproductoras y las que se
usan para volar. Los nacimientos, si bien pueden ocurrir en cualquier época del año, generalmente se trata de estacionarlos para
los meses de Agosto y Septiembre que es la época en la que finalizan las carreras.
Después de nacidos los pichones, a los 30 días hacen su primer
replume. En ese momento se haría la primera vacunación. Los
planes de vacunación para reproductoras o para las que corren
son los mismos. Las reproductoras en general no se trasladan ni
se largan a volar, están en los palomares, por esta razón son de
menor riesgo ya que no toman contacto con el medio ambiente o
con otras aves.
La mayoría de los palomares se encuentran inscriptos en alguna Asociación Colombófila (condición para participar de las carreras) y éstas a su vez inscriptas en la Federación Colombófila
Argentina, aunque hay asociaciones independientes regionales
en diversas zonas del país que pertenecen a la Federación.
ANTE LA SOSPECHA O POSIBLE OCURRENCIA DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE EN UN PALOMAR, EL PROPIETARIO Y O EL VETERINARIO A CARGO DEL MISMO,
ESTAN OBLIGADOS A REALIZAR LA DENUNCIA ANTE EL
SENASA. LOS PROCEDIMIENTOS A SEGUIR EN ESOS CASOS SON LOS MISMOS QUE SE ESTABLECEN PARA OTRAS
AVES, EN ESTE MISMO MANUAL.
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Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
CERTIFICADO DE VACUNACION CONTRA LA ENFERMEDAD
DE NEWCASTLE PARA PALOMAS DE RAZA MENSAJERA
SENASA
PROPIETARIO
ASOCIACIÓN COLOMBOFILA: ........................................................................................................................................
PROPIETARIO: ....................................................................................................................................................................
NOMBRE DEL PALOMAR: ...................................................................................................... PLANTEL: ........................
DOMICILIO: .........................................................................................................................................................................
IDENTIFICACION
Número
Año
Número
Año
Número
Año
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
...................................................................................................................................................................................................................
REFERENTE VACUNA:
REFERENTE VACUNA:
Marca:..............................................................................
Marca:..............................................................................
Nº de Serie: .....................................................................
Nº de Serie: .....................................................................
Nº de Estampilla: ............................................................
Nº de Estampilla: ............................................................
Vencimiento: ...................................................................
Vencimiento: ...................................................................
Fecha de vacunación: ................../....................../............
Fecha de vacunación: ................../....................../............
Válida hasta: ..................................................................
Válida hasta: ..................................................................
Observaciones: .................................................................
Observaciones: .................................................................
..........................................................................................
..........................................................................................
LUGAR Y FECHA: ............................................................................................................................................................................
VETERINARIO
..........................................................................................................
Matrícula N°
...............................................................................................................
Provincia
....................................................................................
Firma
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
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�30
Resolución SENASA Nº 683/96
�Manual de Procedimientos para la Enfermedad de Newcastle
Coord. de equinos, porcinos aves y granja, Programa de aves - SENASA
31
�Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Sede Central: Av. Paseo Colón 367 (1063), Capital Federal,
República Argentina
Tel.: (011) 4345-4110/4112 y 4331-6041 al 49
http://senasa.mecon.gov.ar
�
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Publicaciones SENASA
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Title
A name given to the resource
Manual de procedimientos para la Inspección Veterinaria. Manual de procedimientos para la enfermedades de Newcastle
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2000
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Dirección de Laboratorios y Control Técnico Coordinación de Bacteriología
Relation
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Resolución SENASA N° 683/96
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A language of the resource
Es
Type
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Identifier
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B.S.0076
Abstract
A summary of the resource.
El presente Manual de Procedimientos establece las normas operativas que deben ser ejecutadas ante la sospecha de foco de enfermedad de Newcastle y ante la confirmación del mismo. Dichas normas se encuentran legalmente amparadas por la Resolución Nº 683 del 31 de Octubre de 1996 del SENASA y su aplicación es responsabilidad de todos los agentes de este servicio Nacional y de los profesionales privados y propietarios ligados o vinculados al sector avícola en todo el territorio Nacional
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
Capitulo 1 - Consideraciones generales y acciones
Capitulo 2 - Procedimientos de limpieza y desinfección de la explotación avícola infectada
Capitulo 3 - Aplicación del rifle sanitario o matanza en la explotación avícola infectada
Capitulo 4 - Toma de muestras y remisión al laboratorio
Capitulo 5 - Procedimientos a seguir en plantas frigoríficas de aves ante la sospecha o confirmación de presencia de enfermedad de newcastle
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/410cc5d170e3ee1411650f8e2d9eb4f6.pdf
0a0b134e6f495c06d7da8d6b0106f29f
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DIRECCIÓN NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL
DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
PROGRAMA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA ACTIVA Y PASIVA
DE INFLUENZA AVIAR Y ENFERMEDAD DE NEWCASTLE
EN AVES DE CORRAL Y AVES SILVESTRES
EN LA REPUBLICA ARGENTINA
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
1
�DIRECCIÓN NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL
DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
CONTENIDO
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................................................... 3
2. OBJETIVOS DEL SISTEMA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLOGICA EN AVES. ................................................ 3
3. SISTEMA DE REGISRO DE EXPLOTACIONES .......................................................................................... 4
4. POBLACION OBJETIVO .......................................................................................................................... 5
5. ESTRATEGIAS DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA.................................................................................. 5
5.1 VIGILANCIA PASIVA ............................................................................................................................ 5
5.2 VIGILANCIA ACTIVA ............................................................................................................................ 6
5.2.1 EN PREDIOS DE AVES DE TRASPATIO .............................................................................................. 6
5.2.2 EN PREDIOS DE AVES DE GALLINAS PONEDORAS ........................................................................... 8
5.2.3 EN NÚCLEOS DE REPRODUCCIÓN ................................................................................................. 10
5.2.4 MUESTREOS COMPLEMENTARIOS ................................................................................................ 10
5.2.5 MUESTREOS OPORTUNÍSTICOS EN AVES SILVESTRES ................................................................... 10
6. DIAGNÓSTICO DE IA Y ENC A PARTIR DE LAS MUESTRAS OBTENIDAS EN LA VIGILANCIA
EPIDEMILÓGICA ...................................................................................................................................... 11
6.1 DIAGNOSTICO DE INFLUENZA AVIAR ............................................................................................... 11
6.2 DIAGNOSTICO DE LA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE ....................................................................... 12
FLUJOGRAMA DIAGNOSTICO DE INFLUENZA AVIAR .............................................................................. 13
FLUJOGRAMA DIAGNOSTICO DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE .......................................................... 14
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
2
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DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
1. INTRODUCCIÓN
La República Argentina es considerada libre de Influenza Aviar (IA) y de la
Enfermedad de Newcastle (ENC), dos enfermedades de alto impacto en la
producción y el comercio internacional de productos avícolas. La influenza aviar es
una enfermedad que nunca estuvo presente en nuestro territorio, mientras que la
enfermedad de Newcastle fue diagnosticada por primera vez en 1961 y estuvo
presente hasta 1987, año en el que se registró el último foco en pollos parrilleros.
Diez años después del último foco, Argentina se autodeclaró libre ante la
Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE), según lo establece la Resolución
Senasa N° 446/1997.
Para preservar este estatus sanitario, el Programa Nacional de Sanidad Aviar del
Senasa y la Coordinación General de Epidemiología, implementan actividades
enfocadas a la prevención y la detección temprana de estas enfermedades. Entre
dichas acciones las de vigilancia activa resultan de suma importancia dado que
permiten demostrar la ausencia de los agentes causales de ambas enfermedades.
Considerando las posibles vías de ingreso, especialmente para IA, la vigilancia
pasiva en aves silvestres y producciones de traspatio, además de las comerciales,
también constituye una actividad crucial para la detección temprana, a la vez que
robustece la información técnica por la cual se demuestra la ausencia en el
territorio nacional.
El presente documento fue elaborado en forma conjunta por las distintas áreas de
la Dirección Nacional de Sanidad Animal, con la colaboración de la Dirección
General de Laboratorios y Control Técnico del Senasa. El mismo tiene como
objetivo establecer los criterios técnicos y procedimientos empleados en el marco
del sistema de vigilancia epidemiológica para la influenza aviar de notificación
obligatoria y la enfermedad de Newcastle.
2. OBJETIVOS DEL SISTEMA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLOGICA EN AVES.
OBJETIVO GENERAL
Demostrar la ausencia de infección y circulación del virus de influenza aviar de
notificación obligatoria (VIA) y de las cepas virulentas o patógenas del Virus de la
enfermedad de Newcastle (VEN) en las aves de corral y silvestres en todo el
territorio nacional.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Demostrar la ausencia de infección por VIA y VEN en aves de corral consideradas
de mayor riesgo por su sistema de cría.
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
3
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DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
Detectar infecciones de Influenza aviar de baja patogenicidad de los subtipos H5 y
H7, y de alta patogenicidad en aves gallináceas, patos, gansos y aves de caza
anátidas criadas en explotaciones dentro de territorio nacional.
Detectar precozmente la circulación de los VIA y VEN en casos de observación de
signos clínicos compatibles o aumentos de mortalidad o alteraciones en los
parámetros productivos en aves de corral y silvestres.
Detectar la circulación de virus de influenza aviar en aves silvestres de vida libre y
en cautiverio.
3. SISTEMA DE REGISRO DE EXPLOTACIONES
La República Argentina cuenta con un Registro Nacional Sanitario de Productores
Agropecuarios (RENSPA), establecido por la Resolución Senasa Nº 423/2014 del
SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA. Dicho marco
regulatorio establece que todos los productores agropecuarios tienen la obligación
de gestionar el RENSPA de cada una de sus explotaciones productivas
independientemente de la cantidad de animales que la conforman. Debido a la
necesidad de contar con este registro para evitar restricciones de movimientos de
animales asociadas a la producción y al comercio, prácticamente todas las granjas
comerciales de alta escala productiva están incorporadas a este registro nacional.
Por la misma razón, las explotaciones de traspatio, pertenecientes a pequeños
productores que de manera informal comercializan su producción o solo las
conservan para auto consumo, están subregistradas.
A raíz de ello, desde el Senasa, junto con las organizaciones de pequeños
productores y otras instancias nacionales y provinciales abocadas a asistir a los
productores de la agricultura familiar, se llevan a cabo acciones tendientes a
incrementar el registro de aves de traspatio.
Entre dichas acciones el relevamiento de aves y otros animales a través de los
vacunadores que ejecutan las campañas de inmunización contra Fiebre Aftosa y
brucelosis bovina, resulta de enorme valor contributivo. Cada año, en dos
oportunidades, los vacunadores de los Entes Sanitarios que llevan a cabo la
vacunación de bovinos y bubalinos informan o actualizan el stock de otras especies
animales de interés pecuario registrando en el acta de vacunación las existencias de
cada establecimiento visitado en la zona libre de aftosa sin vacunación ante la
declaración bajo juramento del responsable o propietario de los animales.
En las zonas libres de aftosa sin vacunación, la actualización del stock de todas las
especies de la totalidad de los predios se realiza por el productor a través de la
actualización anual con formato de declaración jurada en las Oficinas de Senasa.
Durante el año 2020, a través de los relevamientos anteriormente citados, se
declararon existencias de aves en establecimientos que no poseían declarada la
actividad avícola, hecho que contribuye a subsanar el sub registro identificado.
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
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COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
4. POBLACION OBJETIVO
A efectos de este Programa, se consideran los siguientes tipos de explotaciones
aviares: Aves- Recría y Producción de Huevos, Aves-Producción de Huevos, AvesTraspatio, Aves-Reproductoras (abuelas y padres).
No obstante, aunque no están incluidas dentro del programa también podrán ser
muestreadas en circunstancias excepcionales el siguiente tipo de producción:
Aves-Producción carne: cuando la mortandad al final del ciclo sea mayor o igual 10%
se bloqueará la salida de los animales a faena. El Veterinario Acreditado en Sanidad
deberá presentar un informe técnico que indique las causas de lo acontecido. De
presentarse desconformidad con lo demostrado se deberá fiscalizar el
establecimiento y tomar muestras para su posterior diagnóstico de IA/ENC
Dentro de la población de aves silvestres se consideran:
a) Aves silvestres de vida libre. Si bien los anseriformes se consideran las aves más
susceptibles y de mayor importancia desde el punto de vista epidemiológico,
también pueden incluirse en la vigilancia aquellas aves que tienen contactos con
anseriformes y/o aves de los siguientes géneros: galliformes, charadriformes,
phoenicopteriformes, ciconiformes, pelecaniformes, procelariformes, aves
rapaces y ratites.
b) Aves silvestres en cautiverio que pueden tener contacto con aves silvestres de
vida libre (zoológicos o patos de producción extensiva).
c) Aves silvestres que provienen de la vida libre, por ejemplo, incautaciones de
contrabando. Estas aves se pueden analizar cuando se incautan o antes de su
liberación.
Las aves que no deberían incluirse en la vigilancia de IA-ENC en aves silvestres son:
Aves de criadero.
Aves criadas en cautiverio que deben ser liberadas.
Aves silvestres confinadas que no tienen contacto con aves silvestres.
5. ESTRATEGIAS DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA
El Programa de Vigilancia cuenta con un Sistema de Vigilancia que incluye un componente
pasivo y activo, descriptos a continuación:
5.1 VIGILANCIA PASIVA
La variabilidad de los signos clínicos ante casos de la enfermedad de Newcastle o de
influenza aviar de alta y baja patogenicidad, implica la imposibilidad de contar con
orientaciones categóricas en caso de sospecha. Una mortalidad elevada y repentina en
aves de corral o silvestres, ya sea con o sin sintomatología clínica, deberá ser investigada
por el Senasa local y, si amerita, por el laboratorio oficial a partir de muestras
recolectadas para la ocasión.
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
5
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DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
Un diagnóstico presuntivo de enfermedad clínica en poblaciones supuestamente
infectadas, deberá confirmarse siempre mediante pruebas diagnósticas virológicas en el
laboratorio Central de Senasa.
La decisión de considerar como sospechosa a una explotación de influenza aviar/
enfermedad de Newcastle se basará en las siguientes observaciones y criterios:
a) Observaciones clínicas y patológicas en las aves de cría:
1. La reducción de la ingesta de alimento y agua superior al 20%, sin justificar.
2. La reducción de la producción de huevos superior al 5% durante más de dos días, sin
justificar.
3. Un índice de mortalidad semanal superior a un 3%, sin justificar.
4. Un índice de mortalidad de fin de ciclo en pollos de engorde mayor o igual al 10%, sin
justificar o justificación insuficiente.
5. Todo indicio clínico o lesión post-mortem que sugiera la presencia de IA /ENC
b) Observaciones epidemiológicas:
1. Si las aves han estado en contacto directo o indirecto con una explotación avícola que, se
haya demostrado infectada con el virus de la influenza aviar /enfermedad de Newcastle
2. Si una explotación de cría o recría ha distribuido aves que, según se haya demostrado
posteriormente, estuvieran infectados con el virus de la influenza aviar.
3. Si existe la posibilidad de que las aves hayan estado expuestos al virus, por ejemplo,
debido a la entrada en la explotación de personas, vehículos, etc.
Para el caso de aves silvestres cualquier detección de aves muertas o con sintomatología
nerviosa, decaimiento o signos respiratorios deberá ser notificada al SENASA.
El Veterinario de Senasa local deberá comunicar la sospecha de una enfermedad de
notificación obligatoria a la Coordinación General de Control Territorial, dependiente de la
Dirección de Ejecución Sanitaria y Control de Gestión. Ver el Instructivo Sistema de
Notificaciones comunicado por ME-2021-04595771-APN-DESYCG#SENASA.
En referencia al procedimiento de actuación, se debe seguir el “Manual de Notificación de y
atención de sospechas en aves de corral y silvestres”
5.2 VIGILANCIA ACTIVA
5.2.1 EN PREDIOS DE AVES DE TRASPATIO
La vigilancia en explotaciones de traspatio está basada en riesgo, según el modelo de riesgo
de la Influenza aviar y enfermedad de Newcastle, tal como se describe en el sistema AVE de
información
Geográfica
para
Asistencia
en
la
Vigilancia
Epidemiológica.
(http://www.fao.org/3/i0943s/i0943s00.htm)
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
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�DIRECCIÓN NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL
DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
Los factores de riesgo que se consideran asociados a estas enfermedades lo constituye su
ubicación cercana a:
Frontera Oeste
Frontera Norte
Frontera Marítima
Frontera Este
Aeropuertos
Principales Rutas
Zona de migración de aves: contempla humedales, ríos y cuerpos de agua, más sitios
RAMSAR* y lugares identificados como de asiento de aves migratorias.
Aves de Traspatio: información proporcionada por el Sistema Integrado de Gestión y
Sanidad Animal (SIGSA) y análisis de densidad poblacional.
Distribución de aves comerciales: datos obtenidos del SIGSA.
Se utilizó el método de comparación de a pares, donde la importancia relativa de cada factor de
riesgo fue ponderada comparando con el resto de los factores de riesgo.
Habiendo analizado las muestras de los últimos seis años, se propuso seleccionar las oficinas que
realizarán vigilancia de traspatio en base a la actualización del modelo mencionado.
A continuación se presenta el mapa de riesgo (Mapa 1) y las oficinas que poseen una zona
significativa de su territorio con un riesgo superior a mediano (Mapa 2).
* Argentina tiene actualmente 23 sitios designados como Humedales de Importancia Internacional (sitios RAMSAR).
Programa de Vigilancia Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle 2021
7
�DIRECCIÓN NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL
DIRECCIÓN DE PLANIFICACIÓN Y ESTRATEGIA DE SANIDAD ANIMAL
COORDINACION GENERAL DE EPIDEMIOLOGIA /PROGRAMA NACIONAL DE SANIDAD AVIAR
Supuestos: partiendo de una población desconocida (o tendiente a infinito) se presentan
los siguientes supuestos:
Nivel de confianza: 95%
Mínima prevalencia esperada de predios positivos: 1%
Mínima prevalencia esperada de aves positivas intrapredio: 20%
Cantidad promedio de aves por predio: 20
Número de aves a muestrear por establecimiento: 10
De acuerdo a estos supuestos se deberán muestrear 306 establecimientos. El diseño
asegurará una confianza del 95% de detectar uno o más predios de traspatio infectados en
las zonas seleccionadas como de mayor riesgo, si la prevalencia de la IA o NC en la población
de aves de traspatio de esas zonas, es de por lo menos el 1% y la prevalencia de las aves
infectadas es por lo menos el 20%.
Se adicionó un 15% más de establecimientos, con el fin de que se cumpla con el mínimo
calculado, obteniendo un número de 351 predios a muestrear durante el año 2021.
Se tomará muestras de sueros e hisopados cloacales o traqueales u orofaringeos de la
totalidad de las aves, si el número de aves es menor de 10 ó de 10 aves si el número de aves
es mayor o igual a 10.
5.2.2 EN PREDIOS DE AVES DE GALLINAS PONEDORAS
El objetivo del muestreo es demostrar la ausencia de infección y circulación del Virus de
Influenza Aviar de notificación obligatoria (VIA) en las gallinas ponedoras de explotación
comercial.
Este estudio está dirigido a los establecimientos de explotación comercial, de todo el
territorio nacional, y dentro de las diferentes explotaciones comerciales a la subpoblación de
gallinas de postura (incluyendo las aves recría), consideradas la de mayor riego debido a la
presencia de aves de diferentes edades dentro de la granja y a su largo ciclo productivo y por
lo tanto a la mayor probabilidad de que en una granja pueda existir una cepa de virus de baja
patogenicidad sin manifestación clínica de enfermedad. La cantidad registrada de esta
subpoblación es de 1004 granjas.
Como primer paso para la selección de los establecimientos a muestrear, se identificaron
criterios de inclusión basados en factores de riesgo asociados al posible contacto con el virus.
La selección de las mismas se realizó de acuerdo a la epidemiología de la enfermedad y
referencias bibliográficas:
Proximidad a posibles asentamientos de aves silvestres y migratorias:
- Humedales: Establecimientos que se encuentren cercanos a humedales de importancia
en la zona por la densidad de aves silvestres o por las especies de aves existentes (patos,
gansos y cisnes). Se tomó como referencia un área de 10 km. (3 puntos)
Se incluyeron cuerpos de agua permanente (lagos, lagunas, embalses) e hidrografía
permanente (ríos). (2 puntos)
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Categoría de bioseguridad: Se tuvieron en cuenta aquellos establecimientos que
estuvieran registrados en el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (SIGSA) en
una categoría de bioseguridad baja: C, D y sin clasificar. (2 puntos)
Cercanía con establecimientos avícolas de traspatio: Establecimientos ubicados dentro
de un radio de 5 kms. de distancia a establecimientos de traspatio registrados en el
SIGSA. (3 puntos)
Linderos a establecimientos con aves no registrados: Establecimientos ubicados dentro
de un radio de 5 kms. de distancia con establecimientos identificados a través de las
actas de vacunación de aftosa que tienen aves y las actualizaciones de stock anuales de
la zona sin vacunación. (3 puntos)
Zona de fronteras: Establecimientos que se encuentren dentro de aproximadamente
100 km de la frontera norte, en las cuales puede existir grupos de aves más expuestos al
riesgo por encontrarse en zonas limítrofes con un importante tráfico vecinal fronterizo
de aves vivas o productos avícolas. Incluye a las regionales Salta-Jujuy; Chaco-Formosa y
Corrientes-Misiones. (1 punto)
Establecimientos que se encuentren a una distancia igual o menor a 100 km de la
frontera oeste, focalizándolos en los pasos fronterizos que comuniquen con el país
vecino. (1 punto)
Zonas con elevada densidad de granjas: se incluyeron aquellos establecimientos que se
encuentren a ubicados en zonas de alta densidad de producción avícola.
Establecimientos ubicados en un departamento/partido con densidad de granjas mayor
a 0,1 granjas por km2. (1 punto)
Establecimientos con distintos tipos de producción (o diferentes aves): Establecimientos
que registren en el SIGSA más de un tipo de especie avícola en un mismo
establecimiento. (1 punto)
Selección de los predios a muestrear
Más del 50% de los predios tiene valores por debajo de 5. Se considera que los predios con 6
puntos o más se clasifican como de riesgo y conforman la población en estudio (el 43% de las
granjas de ponedoras). En total son 431 granjas.
En una segunda etapa se definió el tamaño de la muestra considerando los siguientes
parámetros y supuestos.
Supuestos: Analizando 20 muestras de suero e hisopados por predio, con una prevalencia
animal esperada de 15%, contemplando una sensibilidad de la técnica diagnóstica del 95,4%,
se alcanza una sensibilidad a nivel predio del 94%.
Parámetros de la prueba diagnóstica utilizada (ELISA multiespecie) de acuerdo a información
proporcionada por la Coordinación de Virología del DILAB del SENASA:
Sensibilidad 95,4 %
Especificidad 99.7%
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Con una prevalencia esperada del 1% de predios y una sensibilidad a nivel predio del 94%, se
deben muestrear 203 predios para obtener una confianza del 95% (4.060 muestras).
5.2.3 EN NÚCLEOS DE REPRODUCCIÓN
Las aves reproductoras son monitoreadas en el marco del muestreo para el Plan Nacional de
Sanidad Avícola (PNSA), que contiene el “Programa de control de las Micoplasmosis y
Salmonelosis de las aves y prevención y vigilancia de enfermedades exóticas y de alto riesgo
en planteles de reproducción”, como parte de la Resolución SENASA N°882 del 5 de
diciembre de 2002.
Los veterinarios oficiales deben enviar al laboratorio del Senasa, una vez por año, 20 (veinte)
muestras de suero correspondientes a cada núcleo/lote de aves reproductoras.
Las granjas de aves reproductoras padres o abuelas se encuentran organizadas en “núcleos”,
cada granja puede disponer de uno o varios núcleos. Cada núcleo dispone en general de 2 a 5
galpones. Se considera como unidad epidemiológica al núcleo ya que las aves dentro del
mismo tienen la misma edad, el mismo origen, reciben el mismo manejo y tratamiento
sanitario y están bajo el control de la misma persona (por lo general exclusiva para cada
núcleo).
5.2.4 MUESTREOS COMPLEMENTARIOS
Durante la Vigilancia Epidemiológica 2020 se encontraron en diferentes explotaciones sueros
positivos a Influenza Aviar diferente a H5 y H7, o títulos altos para la Enfermedad de
Newcastle. Por lo cual resulta necesario que los mismos continúen en vigilancia.
La cantidad de aves a muestrear dependerá del establecimiento. Se procederá a tomar
sueros e hisopados cloacales u orofaríngeos o traqueales.
Si el establecimiento corresponde a aves-traspatio se tomarán sueros e hisopados cloacales u
orofaríngeos o traqueales de la totalidad de las aves, si el número de aves es menor de 10 ó
de 10 aves si el número de aves es mayor o igual a 10.
Si el establecimiento corresponde a gallinas de postura, se deberá tomar muestras de suero e
hisopados cloacales u orofaríngeos o traqueales de 20 aves por predio.
5.2.5 MUESTREOS OPORTUNÍSTICOS EN AVES SILVESTRES
Dado que algunas aves silvestres pueden actuar como reservorio para el virus de influenza
aviar y no desarrollan sintomatología, se completa la vigilancia pasiva con toma de muestras
de aves aparentemente sanas.
Esta componente consiste en identificar oportunidades de muestreo asociado a otras
instituciones, como por ejemplo trabajos de investigación de universidades o jornadas de
caza. Se busca la manera de participar ya sea en la obtención de las muestras o en el envío de
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las mismas al laboratorio para que sean analizadas de manera gratuita. Esto redunda en un
beneficio para las partes involucradas y nutre al sistema de vigilancia del SENASA.
En el caso de aves silvestres se programan actividades de muestreos en zoológicos, donde se
muestrean aves de vida libre que descienden en cuerpos de agua dentro de estas
instituciones. También se toman muestras de aves incautadas previo a su incorporación a las
colecciones o a su liberación al medio, ya sea en zoológicos, centros de rescate o cuando las
autoridades de fauna provinciales solicitan la colaboración del SENASA. Además, se busca
establecer acuerdos con investigadores que realizan capturas de aves silvestres y con
cazadores de patos para obtener muestras.
La prioridad de los muestreos oportunísticos depende de la especie de ave, el origen de la
misma, la época del año y la zona del país. Siempre se buscará establecer acuerdos que
permitan realizar muestreos oportunísticos en especies, épocas del año y zonas en las que se
considere más probable la circulación del virus de influenza aviar. Este componente se realiza
de manera conjunta con el INTA.
En todos los casos la vigilancia en aves silvestre está basada en vigilancia virológica
6. DIAGNÓSTICO DE IA Y ENC A PARTIR DE LAS MUESTRAS OBTENIDAS EN LA VIGILANCIA
EPIDEMILÓGICA
El análisis de las muestras de aves de corral, se realizará únicamente en el Laboratorio
Central de Senasa, ubicado en Talcahuano 1660, Martínez, provincia de Buenos Aires.
6.1 DIAGNOSTICO DE INFLUENZA AVIAR
Una vez ingresadas las muestras a la mesa de entradas del laboratorio, los sueros deberán
ser enviados al Departamento de Enfermedades de las Aves para la realización del
diagnóstico serológico para la IA por las técnicas de ELISA multiespecie y/o IDAG, y en caso
de serología positiva para influenza tipo A, deberá realizarse ELISA para H5 y H7. Se deberá
confirmar los positivos a H5 y H7 o continuar la investigación epidemiológica hasta
determinar el subtipo, mediante la técnica de HI.
Si las muestras resultaron serológicamente positivas, se remitirán los hisopados al
Departamento de Biología Molecular para análisis virológico mediante RT-PCR en tiempo real
del gen M, subtipos H5 y H7 y secuenciación para la determinación de la patogenicidad. De
obtenerse un resultado positivo para gen M, se transferirá una alícuota de la muestra al
Departamento de Aves para realizar el aislamiento viral y determinar la patogenicidad in vivo
(IPIV) y por secuenciación. (Ver Flujograma pág. 13)
Todo resultado positivo se investigará mediante la realización de una encuesta
epidemiológica según las pautas indicadas en el Capítulo 3 del Manual de Procedimientos de
Contingencia de la Influenza Aviar.
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6.2 DIAGNOSTICO DE LA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE
Los sueros provenientes de aves de traspatio serán procesados por el Departamento de
Enfermedades de las Aves para el diagnóstico serológico por la técnica de ELISA o HI para
ENC según la especie.
En caso de resultados serológicos positivos a ELISA que arrojen un título promedio superior a
5.000 o un resultado de HI mayor o igual a 1/16 realizado con 4 unidades hemoaglutinantes
(UHA), los hisopados deberán ser enviados al Departamento de Biología Molecular para el
diagnóstico por la técnica de RT-PCR en tiempo real para gen M, F y secuenciación de F0 para
la determinación de la patogenicidad. De obtenerse un resultado positivo para gen M, se
transferirá una alícuota de la muestra al Departamento de Enfermedades de las Aves para
realizar el aislamiento viral y determinar la patogenicidad in vivo (IPIC) y por secuenciación.
(Ver Flujograma pág. 14)
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FLUJOGRAMA DIAGNOSTICO DE INFLUENZA AVIAR
Referencias:
HI: inhibición de la hemoaglutinación
rRT- PCR: Reacción en cadena de polimerasa en tiempo real
HA0: sitio de clivaje de la hemoaglutinina
IPIV: índice de patogenicidad intravenosa
HA: hemoaglutinación
IAAP: Influenza aviar de alta patogenicidad
IABP: Influenza Aviar de baja patogenicidad
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FLUJOGRAMA DIAGNOSTICO DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE
Referencias:
HI: inhibición de la hemoaglutinación
UHA: unidades hemoaglutinantes
rRT- PCR: Reacción en cadena de polimerasa en tiempo real
IPIV: Índice de patogenicidad intravenosa
F0: sitio de clivaje de la proteína F
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�
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Title
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Publicaciones SENASA
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Title
A name given to the resource
Programa de Vigilancia Epidemiologica Activa y Pasiva de Influenza Aviar y Enfermedad de Newcastle en Aves de Corral y aves Silvestres en la República Argentina
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2021
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Dirección Nacional de Sanidad Animal
Dirección de Planificación y Estrategia de Sanidad Animal
Coordinación General de Epidemiología
Programa Nacional de Sanidad Aviar
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0079
Abstract
A summary of the resource.
e intenta demostrar la ausencia de infección y circulación del virus de influenza aviar de notificación obligatoria (VIA) y de las cepas virulentas o patógenas del Virus de la enfermedad de Newcastle (VEN) en las aves de corral y silvestres en todo el territorio nacional.
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
1. INTRODUCCIÓN
2. OBJETIVOS DEL SISTEMA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLOGICA EN AVES
3. SISTEMA DE REGISRO DE EXPLOTACIONES
4. POBLACION OBJETIVO
5. ESTRATEGIAS DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA
5.1 VIGILANCIA PASIVA
5.2 VIGILANCIA ACTIVA
5.2.1 EN PREDIOS DE AVES DE TRASPATIO
5.2.2 EN PREDIOS DE AVES DE GALLINAS PONEDORAS
5.2.3 EN NÚCLEOS DE REPRODUCCIÓN
5.2.4 MUESTREOS COMPLEMENTARIOS
5.2.5 MUESTREOS OPORTUNÍSTICOS EN AVES SILVESTRES
6. DIAGNÓSTICO DE IA Y ENC A PARTIR DE LAS MUESTRAS OBTENIDAS EN LA VIGILANCIA EPIDEMILÓGICA
6.1 DIAGNOSTICO DE INFLUENZA AVIAR
6.2 DIAGNOSTICO DE LA ENFERMEDAD DE NEWCASTLE
FLUJOGRAMA DIAGNOSTICO DE INFLUENZA AVIAR
FLUJOGRAMA DIAGNOSTICO DE ENFERMEDAD DE NEWCASTLE
Enfermedad de Newcastle
Enfermedades de las Aves
Influenza Aviar
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/173404fe297d9f7e0db9c1ee14997455.pdf
d9abce90fdb1d49a18aa5afed5b6dc55
PDF Text
Text
AUTODECLARACION DE ZONA LIBRE DE NECROSIS HEMATOPOYÉTICA
INFECCIOSA, NECROSIS HEMATOPOYETICA EPIZOOTICA, ANEMIA
INFECCIOSA DEL SALMON, NECROSIS PANCREATICA INFECCIOSA,
SEPTICEMIA HEMORRAGICA VIRAL, ENFERMEDAD BACTERIANA
RENAL Y PISCIRICKETTSIOSIS EN LA CUENCA ALTA DE RIO LIMAY
QUE INCLUYE AL EMBALSE DE ALICURA, EN LA REPUBLICA
ARGENTINA.
1. INTRODUCCIÓN
El Objetivo del presente informe es presentar las evidencias de la ausencia de
infección de Necrosis Hematopoyética Epizoótica (EHNV), Necrosis Hematopoyética
Infecciosa(IHNV), Septicemia Hemorrágica Viral (VHS), Necrosis Pancreática
Infecciosa (IPN), Anemia Infecciosa del Salmón (ISA), Enfermedad Bacteriana Renal
(BKD) y Piscirickettsiosis en base al Capítulo 1.4 del Código Sanitario para los
Animales Acuáticos 2009 y el Capítulo 1.1.4 del Manual de Pruebas de Diagnóstico
para los animales acuáticos 2006 de la ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE SANIDAD
ANIMAL (OIE), en la Zona Cuenca Alta de Rio Limay que incluye al Embalse de
Alicura hasta la presa hidroeléctrica en la República Argentina.
La zona libre, se ubica en la Región Patagónica de nuestro país, abarcando parte de
las provincias de Neuquén y Río Negro. La misma está delimitada por el Lago Nahuel
Huapi y sus afluentes que dan origen al Río Limay hasta la presa del Embalse Alicura,
lo que dio lugar a la formación del lago del mismo nombre. La elección de este
Embalse en la zonificación se debe a la importancia productiva que representa, con
una producción que actualmente alcanza aproximadamente las 1200 tn de truchas
arco iris, y un potencial futuro de producción cercano a 4000 tn, estimadas en forma
conservadora. La producción total de salmónidos en todo el país es de 1600 tn/2009,
representando el 58% de la producción total de su acuicultura.
El sustento en que se basa la declaración de esta zona como “Zona Libre de Necrosis
Hematopoyética Epizoótica, Necrosis Hematopoyética Infecciosa, Septicemia
Hemorrágica Viral, Necrosis Pancreática Infecciosa, Anemia Infecciosa del Salmón,
Enfermedad Bacteriana Renal y Piscirickettsiosis”, son las acciones citadas a
continuación.
Por medio de la Ley N° 3959 de Policía Sanitaria de los Animales, reglamentada por el
Decreto de fecha 8 de noviembre de 1906, se declara la obligatoriedad de notificación
ante la sospecha de presencia de enfermedades animales. La misma contempla a las
enfermedades Necrosis Hematopoyética Epizoótica, Necrosis Hematopoyética
Infecciosa, Septicemia Hemorrágica Viral, como de notificación obligatoria para la
República Argentina. Las enfermedades Necrosis Pancreática Infecciosa, Anemia
Infecciosa del Salmón, Enfermedad Bacteriana Renal y Piscirickettsiosis se
encuentran en trámite de incorporación.
Página 1
�2. SERVICIO VETERINARIO
El Servicio Veterinario de Argentina es el Servicio Nacional de Sanidad y Calidad
Agroalimentaria, SENASA. Se trata de un organismo autárquico que depende del
actual Ministerio de Agricultura, Ganadería y Pesca de la Nación.
Dicho Servicio se mantiene actualizado sobre los nuevos estándares, guías y
recomendaciones internacionales en los temas de su incumbencia y armoniza su
política y normativa de acuerdo a ellas, e inclusive en algunos de los temas participa
como país miembro en discusiones para las actualizaciones (Código y Manual de OIE,
Codex Alimentario y otros).
La capacidad o competencia técnica de su personal como la capacidad financiera de
recursos a su disposición (otorgados por medio de los instrumentos legales
correspondientes: leyes, decretos y resoluciones) permiten un correcto funcionamiento
del Servicio para mantener un sistema de vigilancia eficaz y la certificación de calidad
en los alimentos, como así también, la posibilidad de enfrentar situaciones sanitarias
de emergencia.
Las políticas sanitarias están orientadas a la interacción con el sector privado para el
cumplimiento de actividades que lleven al objetivo común de mejorar o mantener los
estándares sanitarios actuales.
Capacidad técnica
El servicio posee:
• Capacidad constante para incorporar los últimos avances científicos reflejados en la
actualización de las normas y medidas dictadas por los organismos internacionales
como OIE, Codex Alimentarius y el acuerdo de medidas SPS de la Organización
Mundial de Comercio.
• Capacidad diagnóstica propia y disponibilidad para acceder, en caso de necesidad
por emergencias sanitarias, a redes internacionales de laboratorios de referencia.
• Promueve la acreditación y auditoría de sus laboratorios para certificar la calidad de
los diagnósticos, la toma de muestras y los procedimientos de envío.
▪ Capacidad para detectar y enfrentar eficientemente una emergencia sanitaria. A
través del análisis de riesgo y la vigilancia epidemiológica, monitorea el estado
sanitario en las poblaciones de riesgo de las enfermedades de importancia para la
salud humana o de alto impacto económico. Evalúa el status sanitario de los países
limítrofes o con los que tiene intercambio comercial, especialmente en lo que se refiere
al Comité Veterinario Permanente (CVP) del Cono Sur, y de acuerdos bilaterales con
los países que mantiene relaciones comerciales.
A través de la Resolución 848/1998 se crea el Documento de Transito Animal (DTA),
quién reemplaza al Permiso Sanitario para el Tránsito de Animales. Todo animal que
transite por el territorio argentino debe estar acompañado de su correspondiente DTA
y documentado en el Sistema de Gestión Sanitaria.
En el año 2008 el SENASA desarrolló el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad
Animal (SIGSA), establecido por la Resolución N° 356/2008, el cual reemplaza al
Sistema de Gestión Sanitaria (SGS). Es un sistema informático en red con el fin de
administrar el Registro de Establecimientos con existencia de animales bajo
Programas Sanitarios, el registro de eventos sanitarios, el registro de los movimientos
de animales entre establecimientos, y el tránsito de mercancías en general, mediante
la emisión del Documento de Tránsito Electrónico (DT-e).
Actualmente conviven ambos sistemas (SGS-SIGSA), encontrándose en un período
de transición.
Página 2
�2.1.
DESCENTRALIZACIÓN
La descentralización administrativa por medio de la regionalización forma parte de la
estrategia del cambio actual institucional del Senasa enfocada al fortalecimiento de las
políticas nacionales en materia de sanidad animal y vegetal e inocuidad
agroalimentaria. La Regionalización plantea la descentralización de las decisiones
operativas. Es un avance hacia la delegación de acciones operativas del SENASA a
nivel local. Permite al organismo contar con un ámbito adecuado para una más amplia
y permanente articulación con los actores locales públicos y privados, mejorar la
atención a los productores y ciudadanos, coordinar las acciones de campo y realizar el
seguimiento de procesos y evaluación de impactos.
Este organismo sanitario tiene en función 14 centros regionales cuyo accionar abarca
la totalidad del territorio nacional.
En este nuevo contexto, el nivel central con responsabilidad nacional se encargará de
cumplir las funciones de normar, orientar, capacitar y auditar. Por tanto, la
regionalización apunta a crear, de manera gradual y sustentada en el consenso de los
actores institucionales, un Senasa centralizado para las cuestiones normativas y de
control y federal en cuanto a su estructura de gestión.
La Resolución 225/2006 del Senasa y sus modificatorias redefine la jurisdicción de las
cinco regiones (Noreste, Noroeste, Nuevo Cuyo, Pampeana y Patagonia) integradas
por un total de catorce (14) centros regionales.
La Región NEA está integrada por los Centros Regionales de Misiones-Corrientes,
Entre Ríos y Chaco-Formosa.
La Región NOA tiene dos centros regionales, NOA-Norte (Salta, Jujuy) y NOA-Sur
(Tucumán, Catamarca, Santiago del Estero).
La Región Nuevo Cuyo también está dividida en dos centros regionales, Cuyo (La
Rioja, San Juan, Mendoza) y La Pampa-San Luis.
La Región Pampeana por su parte está integrada por cuatro centros regionales:
Metropolitana, Buenos Aires Norte, Buenos Aires Sur, Santa Fe y Córdoba.
Finalmente, la Región Patagonia incluye la regional Patagonia Norte (Río Negro,
Neuquén) y Patagonia Sur (Chubut, Santa Cruz, Tierra del Fuego).
Página 3
�La estructura funcional de las Regionales comprende:
• Unidad Regional Operativa (URO) a nivel central, con una Coordinación de
Desarrollo Regional y Apoyo Operativo y una Coordinación de Seguimiento y
Evaluación Regional
• Coordinación General Regional
• Coordinación Temática Regional (una por cada área temática: Sanidad Animal,
Protección vegetal, Fiscalización Agroalimentaria, Administración, Capacitación
y Laboratorio)
2.2.
ORGANIZACIÓN
El SENASA es responsable de la implementación de las políticas con relación a la
sanidad y calidad animal y vegetal, supervisando el cumplimiento de las regulaciones
vigentes en relación a esos temas. Al mismo tiempo, es responsable por el tráfico
nacional y el control de los animales que se importan y exportan, como así también de
los productos animales y vegetales y sus derivados, los agroproductos, productos
farmacológicos y veterinarios, agroquímicos y fertilizantes.
El personal del SENASA está integrado por 5.000 funcionarios distribuidos entre todas
sus áreas.
Página 4
�REGIONALIZACION
Centro Regional MisionesCorrientes
Centro Regional Entre Ríos
Centro Regional ChacoFormosa
Centro Regional NOA-Norte
Centro Regional NOA-Sur
Centro Regional Cuyo
Centro Regional La PampaSan Luis
Centro Regional Santa Fe
Centro Regional Córdoba
Centro Regional Patagónia
Centro Regional Metropolitano Norte
Centro Regional Buenos Aires Centro Regional Patagónia
Norte
Sur
Centro Regional Buenos Aires
Sur
Las áreas principales dedicadas a la Sanidad Animal son:
• DIRECCION NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL (DNSA)
• DIRECCION NACIONAL DE FISCALIZACION AGROALIMENTARIA (DNFA)
• DIRECCION DE LABORATORIOS Y CONTROL TÉCNICO (DILACOT)
Página 5
�DIRECCION NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL (DNSA)
Responsabilidad primaria:
Desarrollar las acciones de prevención, control y erradicación de las enfermedades de
los animales, asegurando el cumplimiento de las normas legales vigentes.
Objetivos generales:
• Formula, propone y evalúa programas de lucha contra las enfermedades infecciosas
y parasitarias de los animales y las zoonosis
• Programa, ejecuta y audita planes sanitarios de lucha
• Coordina las acciones epidemiológicas en enfermedades endémicas y exóticas o
emergentes en el país.
• Planifica y ejecuta acciones de vigilancia para determinar prevalencias o ausencias
de las principales enfermedades que afectan a los animales
• Fiscaliza el movimiento de animales, en los aspectos higiénico sanitarios, y otorga las
certificaciones correspondientes.
Su estructura funcional comprende las siguientes áreas:
• DIRECCIÓN DE EPIDEMIOLOGÍA
• DIRECCIÓN DE CUARENTENA ANIMAL
• DIRECCIÓN DE LUCHAS SANITARIAS
• COORDINACIÓN GENERAL DE CAMPO
• COORDINACIONES TEMÁTICAS REGIONALES DE SANIDAD ANIMAL
• SUPERVISIONES REGIONALES
• OFICINAS LOCALES
Dirección de Cuarentena Animal tiene como instancia asesora la Comisión Técnica
Asesora de Cuarentena. Asimismo, la Dirección de Epidemiología cuenta con un
órgano asesor, la Comisión Técnica Asesora de Epidemiología, formada por
representantes del Instituto Nacional de Tecnología Agroalimentaria (INTA), Centro de
Virología Animal (CEVAN), de distintas Facultades y del SENASA, creada por
Resolución SENASA N° 369/2001.
DIRECCIÓN DE EPIDEMIOLOGÍA
Acciones:
• Análisis epidemiológico de la situación sanitaria, control de casos y focos de
enfermedad.
• Coordinación de las acciones necesarias para el mantenimiento del sistema nacional
de vigilancia epidemiológica.
• Supervisión de la fiscalización del movimiento de animales en sus aspectos higiénico
sanitarios.
• Planificación de encuestas, muestreos diagnósticos y monitoreo serológico.
• Análisis bioestadísticos
• Contingencias sanitarias
DIRECCION DE CUARENTENA ANIMAL
• Intervenir o proponer planes, programas y normas sanitarias de prevención de
enfermedades exóticas.
• Formular, proponer y evaluar las acciones para la erradicación de enfermedades
exóticas.
• Desarrollar la investigación permanente sobre enfermedades exóticas e inexistentes
en el país y difundir la legislación que regula su control sanitario y proponer las
modificaciones vigentes en la materia.
Página 6
�• Elaborar o intervenir en las propuestas de normas sanitarias de prevención del
ingreso de enfermedades exóticas y/o de alto riesgo.
• Coordinar la evaluación permanente de factores de riesgo de introducción o
propagación de enfermedades notificables.
• Intervenir en la modificación de los protocolos y convenios sanitarios internacionales
respecto de los requisitos y certificaciones acordadas.
• Proponer las pautas sanitarias tendientes a minimizar el riesgo de introducción de
enfermedades exóticas y/o de alto riesgo en la importación de animales, material de
reproducción, productos y subproductos de origen animal capaces de vehiculizar y/o
favorecer la propagación de las citadas enfermedades.
• Elaborar y mantener actualizada una base de datos con la información sobre la
situación zoosanitaria mundial.
• Organizar y mantener actualizados los Registros de competencia de la Dirección
DIRECCIÓN DE LUCHAS SANITARIAS
Acciones:
•Planificación y diseño de campañas de prevención, de lucha y erradicación de
enfermedades animales
•Desarrollo de la investigación permanente sobre las enfermedades endémicas y
propuesta de las modificaciones a la normativa vigente
•Coordinación y asistencia técnica del proceso de implantación, control y auditoría de
los diferentes programas de lucha
COORDINACIÓN GENERAL DE CAMPO
Acciones:
•Coordinación y gestión del cumplimiento de las acciones de prevención, control y
erradicación de enfermedades de los animales bajo programas de lucha
•Control del cumplimiento de las acciones sanitarias, en aplicación de la ley de Policía
Sanitaria y las normas legales en la materia
•Fiscalización de los movimientos de animales, habilitación de instalaciones y
certificaciones.
COORDINADORES GENERALES REGIONALES
Responsabilidades:
•Coordinar, planificar y dirigir la ejecución de las acciones contempladas en los planes,
programas y actividades de las diferentes Direcciones del SENASA a fin de asegurar
el cumplimiento de la normativa aplicable en materia de sanidad animal y vegetal e
inocuidad y calidad agroalimentaria.
•Ejercer las acciones específicas de fiscalización y toda otra función delegada por la
Dirección Nacional de Fiscalización Agroalimentaria en el ámbito de su jurisdicción.
•Elaborar el presupuesto anual en forma conjunta con los coordinadores regionales
temáticos y las Direcciones Nacionales, verificando su ejecución.
•Intervenir en el área de su jurisdicción, en las relaciones institucionales y, ejercer la
representación del SENASA ante organismos públicos y privados.
•Entender en la administración y desarrollo de los recursos humanos disponibles, así
como elevar las necesidades de personal, en concordancia con los coordinadores
regionales temáticos.
•Disponer las acciones técnico-administrativas correctivas que pudieran corresponder.
•Proponer a la autoridad central las necesidades de capacitación del personal.
•Mantener actualizados los registros técnicos y administrativos requeridos por las
Direcciones del Organismo.
Página 7
�•Mantener actualizado el registro de los bienes patrimoniales existentes en su
jurisdicción.
•Promover la difusión de las actividades en materia sanitaria y calidad agroalimentaria.
COORDINADORES REGIONALES TEMATICOS
Responsabilidades:
•Planificar y Coordinar la ejecución de las acciones correspondientes a su área dentro
de la jurisdicción, garantizando su implementación y seguimiento.
•Entender en la elaboración y ejecución del presupuesto anual acorde a las
necesidades de recursos operativos del área a su cargo y la proyección de los
ingresos.
•Controlar en el ámbito jurisdiccional la correcta aplicación de las normas legales
vigentes que rigen en su área temática, interviniendo en la tramitación de las
actuaciones originadas por infracciones a las mismas.
•Entender en la planificación, coordinación y ejecución de tareas preventivas y de
atención de emergencias sanitarias.
•Calificar el personal a su cargo.
•Elaborar y proponer a la autoridad regional las necesidades anuales de capacitación
del personal.
•Coordinar las tareas de gestión administrativa, los recursos humanos y bienes
patrimoniales del área temática a su cargo.
•Elevar en forma periódica o a requerimiento del Responsable del Centro Regional las
novedades relacionadas a las actividades de su área.
•Asistir al Responsable del Centro Regional, en las comisiones regionales y/o
provinciales que ya estén conformadas o que se conformen en el futuro.
SUPERVISORES REGIONALES
Responsabilidades:
• Supervisión de las acciones de prevención, control y erradicación de enfermedades
en su jurisdicción y las acciones de vigilancia epidemiológicas
• Supervisión y fiscalización del cumplimiento de las normas legales vigentes y la
organización y funcionamiento de las oficinas locales.
• Ejecución y evaluación del desempeño del personal de campo afectado a las mismas
• Representación oficial del SENASA en su zona.
VETERINARIOS LOCALES
Responsabilidades:
• Ejecución de las acciones de prevención, control y erradicación de los programas de
lucha de su jurisdicción
• Atención de las notificaciones, sospechas y focos de enfermedades y tareas de
vigilancia epidemiológica y monitoreo permanente
• Ejecución de acciones de policía sanitaria y cumplimiento de la normativa vigente
• Control y fiscalización de los movimientos y transporte de ganado y emisión de las
certificaciones correspondientes
• Actualización de los registros documentales de productores, establecimientos,
existencias ganaderas, movimientos, controles sanitarios y administrativos de su
jurisdicción.
Las Delegaciones son oficinas ubicadas en pequeñas localidades, dependientes de las
Oficinas Locales y su función es facilitar ciertos trámites al productor.
La implementación de las acciones en las jurisdicciones correspondientes se efectúa a
través de los Veterinarios Locales, ubicados en 353 Oficinas Locales distribuidas
estratégicamente en todo el Territorio Nacional, dependientes de 30 Supervisiones
Página 8
�Regionales. Las Supervisiones Regionales dependen de las Coordinaciones
Regionales Temáticas de cada Regional.
DIRECCION NACIONAL DE FISCALIZACION AGROALIMENTARIA (DNFA).
Interviene en el control, a nivel federal, del cumplimiento de las regulaciones higiénicosanitarias de los frigoríficos, plantas elaboradoras y/o depósitos de productos y
subproductos de origen animal y vegetal, ya sean comestibles o de uso industrial.
Asimismo, tiene a su cargo la aprobación de plantas faenadoras y/o procesadoras de
productos y subproductos derivados de los animales domésticos. Los Servicios de
Inspección Veterinaria son responsables de implementar dichos controles en plantas
nacionales de faena aprobadas para exportación y consumo interno. Dentro de su
estructura se encuentra la DIRECCIÓN DE TRÁFICO INTERNACIONAL con la
COORDINACIÓN DE FRONTERAS Y TRÁFICO FEDERAL.
DIRECCION DE LABORATORIOS Y CONTROL TECNICO (DILACOT)
Es el Laboratorio Nacional de Referencia en la inocuidad de alimentos y la sanidad
animal y vegetal; consta de dos Coordinaciones Generales: Laboratorio Animal y
Laboratorio Vegetal; además cuenta con Laboratorios Regionales y una Red de
Laboratorios Nacionales habilitados por el SENASA y distribuidos en todo el país.
Como tal:
• Establece los métodos y protocolos de análisis utilizados por él y por los laboratorios
de la Red Nacional de Laboratorios del SENASA.
• Interviene en la resolución de controversias.
• Confirma los resultados positivos emitidos por los laboratorios de la Red Nacional.
• Produce e interviene en ensayos interlaboratorios.
• Ejerce el control periódico de la Red de Laboratorios.
• Asiste a las otras direcciones del SENASA en la evaluación de los resultados
analíticos.
• Interviene en la actualización de la legislación de su incumbencia y participa en Foros
Internacionales (Codex Alimentarius, MERCOSUR, OIE, etc.).
El Laboratorio Animal de SENASA, ubicado en la localidad de Martínez, provincia de
Buenos Aires, es el único autorizado a efectuar diagnósticos en la vigilancia de las
enfermedades de los peces en estudio.
2.3.
LEGISLACIÓN
• Ley Nº 3959 de Policía Sanitaria de los Animales, reglamentada por el Decreto
de fecha 8 de noviembre de 1906. Por medio de la cual se declara la obligatoriedad
de notificación ante la sospecha de presencia de enfermedades animales. La
actualización de incorporación de enfermedades se encuentra en trámite avanzado
bajo el exp. N° 492332/2009.
• Resolución SENASA N° 1354/1994 Requisitos de importación: Operatoria para
autorizar la importación de animales vivos o su material reproductivo.
• Predios de Cuarentena de Importación para Salmónidos: Proyecto de
Resolución en trámite. Exp. N° 404167/2009.
Página 9
�• Resolución SAGPyA N° 417/1997 crea el Registro Nacional Sanitario de
Productores Agropecuarios (RENSPA) y sus modificatorias.
• Resolución SENASA Nº 848/1998 Documento de Transito (DTA) aprueba el
Documento de Tránsito Animal el cual sustituirá el Permiso Sanitario para Tránsito
de Animales (PSTA), creado por la Resolución N° 473 del 12 de julio de 1995.
• Resolución SENASA N° 299/1999 Indica los procedimientos de control en los
pasos de frontera, terrestres, aéreos, marítimos, etc. que deben aplicarse a través
del tránsito de personas, equipajes y vehículos. Su objetivo está dirigido
expresamente a la prevención.
• Resolución SENASA Nº 779/1999
Emergencias Sanitarias (SINAESA).
Aprueba
el
Sistema
Nacional
de
• Requisitos para Importación (m1062) de 2000 Circular de la Dirección de
Cuarentena Animal de SENASA. Requisitos Zoosanitarios para amparar las
operaciones de importación y tránsito de peces vivos y/o su material reproductivo a
la República Argentina.
• Requisitos Sanitarios de Importación de Material Acuícola Vivo: Proyecto de
Resolución en trámite (reemplazará m1062).Exp. N° 282509/2007
• Resolución SENASA N° 21/2001 que crea el Programa de Enfermedades de
los Animales Acuáticos en Argentina donde se determinan las patologías ictícolas
presentes en el territorio nacional, se elaboran normas y se planifica y diseña la
vigilancia activa de las enfermedades.
• Resolución SENASA Nº 501/01 Establece los procedimientos operativos para
el control en los puestos de frontera habilitados para el ingreso al país de animales,
productos, subproductos, etc. de competencia del Servicio en el ámbito animal.
• Resolución SENASA N° 895/2002 Plan Nacional de Prevención del Ingreso de
Plagas y Enfermedades a través de residuos orgánicos.
• Resolución SENASA N° 422/2003 que establece en el SENASA la adecuación
a la normativa internacional vigente en cada materia sobre los sistemas de:
notificación de enfermedades animales, de vigilancia epidemiológica y seguimiento
epidemiológico continuo, análisis de riesgo, emergencias sanitarias y un dispositivo
reglamentario que contemple todos los aspectos de protección y lucha contra las
epizootias.
• Resolución SAGPyA N° 1314/2004 Establece Normas que regulan la
producción de Organismos Acuáticos Vivos en los emprendimientos/
establecimientos que se dediquen a la actividad de acuicultura, dentro del Territorio
de la REPUBLICA ARGENTINA.
• Colectiva de la Coordinación General de Campo N° 58/2007: Inscripción al
RENSPA y movimiento con DTA para establecimientos acuícolas.
• MEMORANDO Dirección de Luchas Sanitarias N° 12/2009: Comunica a los
Centros Regionales la Acreditación de los Inspectores Sanitarios Acuícolas.
Página
10
�• Colectiva de la Coordinación General de Campo N° 54/2009: Toma de
muestras y envío al laboratorio. En la misma se describe el procedimiento ante la
solicitud de muestreo previo a traslados u otros eventos que lo requieran.
En los siguientes sitios web se puede encontrar la legislación citada anteriormente
http://infoleg.mecon.gov.ar/infolegInternet/mostrarBusquedaNormas.do
Página
11
�3. DESCRIPCIÓN DEL PAÍS Y DE LA ZONA
3.1.
FRONTERAS ARGENTINAS
Caracterización geográfica de las fronteras argentinas.
La frontera terrestre argentina se puede dividir de la siguiente manera:
Frontera con CHILE (Oeste y Sur).
Frontera con BOLIVIA (Norte).
Frontera con PARAGUAY (Norte).
Frontera con BRASIL (Noreste y Este).
Frontera con URUGUAY (Este).
El único país que limita con la zona bajo estudio es la República de Chile, la cual se
encuentra al OESTE, con un total de kilómetros de frontera (seca) de 4.591 Km. La
Cordillera de los Andes acompaña todo el límite como frontera natural.
3.2.
DESCRIPCIÓN GEOGRÁFICA DEL PAÍS
La Argentina tiene una superficie total de 2.780.400 km2, comprende un territorio muy
variado que incluye altas montañas, desiertos, vastas llanuras y bosques palustres.
Las escarpadas montañas de los Andes se extienden a lo largo de la frontera
occidental del país. Una meseta árida y azotada por vientos, la Patagonia, se extiende
hacia el sur. La Pampa, una llanura herbosa y fértil cubre mitad del territorio. El
extremo sur de la Argentina se encuentra a sólo 970 km de distancia de la Antártida en
el Polo sur, mientras que el extremo norte tiene un clima subtropical.
La frontera occidental del país sigue el relieve de los Andes, comenzando a partir de
los Andes de la Patagonia en el sur, y continuando hacia la cordillera andina en la
frontera norte con Bolivia. En el sur la altitud no sobrepasa los 3 600 m, mientras que
en el norte esta supera los 6 400 m.
Al este de los Andes, el terreno es generalmente plano o suavemente ondulado, y
desciende gradualmente desde una elevación de 600 m, hasta el nivel del mar. La
región del Chaco se sitúa entre el río Paraná al este, y las montañas más bajas de los
Andes, al oeste. La región, cubierta sobre todo de matorrales, es seca durante la
mayor parte del año, pero a menudo es objeto de fuertes lluvias durante el verano.
La región denominada Mesopotamia se sitúa entre los ríos Paraná y Uruguay. Esta
región tiene un clima cálido y húmedo, y posee tierra agrícola productiva en casi toda
su extensión.
La Pampa es una llanura sin árboles y alberga las regiones agrícolas más productivas
del país. Esta llanura cubre un quinto del territorio nacional.
En Patagonia, situada al sur de la Pampa, el terreno es una estepa árida y desolada,
azotada por los vientos. Aunque ocupa más de un cuarto del territorio nacional, los
suelos pobres y las escasas precipitaciones hacen de la Patagonia una tierra poco
apropiada para la agricultura. Sus llanuras se usan sobre todo como pastos para el
ganado ovino.
La isla de Tierra del Fuego se sitúa en el extremo sur de América y el estrecho de
Magallanes la separa de la tierra firme. Argentina y Chile comparten este territorio.
La Argentina tiene un clima templado en casi todo el territorio, a excepción de una
reducida área subtropical situada en el nordeste, el noroeste.
(Fuente: FAO 2009)
El Sector Cordillerano Austral, tiene una altura promedio de 2.500 metros sobre el
nivel del mar, con profusión de lagos, que tienen gran importancia en la regulación de
Página
12
�las cuencas hídricas. La altura va disminuyendo progresivamente desde la cordillera
hasta la costa atlántica, constituyendo una extensa meseta semidesértica en la parte
central. La zona de montaña (parte suroccidental) es húmeda o subhúmeda.
En la Patagonia Andina las precipitaciones superan los 2.000 mm por año,
disminuyendo hacia la zona atlántica, donde el promedio anual es de sólo 200 mm.
Las grandes variaciones climáticas a lo largo del territorio nacional limitan la
producción de salmónidos a las regiones frías del país así como también la
distribución de los ejemplares silvestres introducidos a las diferentes cuencas
hidrográficas.
Página
13
�3.3.
DESCRIPCIÓN DE LA ZONA LIBRE
La zona bajo estudio se encuentra en la región patagónica de nuestro país.
Abarca parte de las provincias de Neuquén y Río Negro.
Entre las provincias nombradas anteriormente existen dos cuencas hidrográficas
importantes: la cuenca del Río Neuquén y la cuenca del Río Limay, que con la anterior
forman parte de la cuenca del Río Negro que desagua en el Océano Atlántico.
Las cuencas de los ríos Limay y Neuquén suman una superficie de aproximadamente
70.000 km2 (Hidronor, 1978)
Página
14
�El lago Nahuel Huapi, de origen glacial fue formado por el endicamiento de una
morena frontal (Cordini, 1939) y se ubica a los 764 msnm, presentando una superficie
de 529 km2. El área total que abarca su cuenca, es de 2951 km2. Se trata de un
cuerpo de agua que posee una cubeta central, con siete áreas bien definidas,
denominadas “brazos”, cada uno de ellos, con características propias. Tales brazos
ubicados transversalmente (y también de origen glacial), se ocasionaron debido al
desplazamiento de diferentes morenas, a partir de la Cordillera de los Andes, siendo
los principales el del Campanario, de la Tristeza, Blest y Huemul. El agua del lago es
de carácter OLIGOTROFICO (Luchini, L., 2004).
La profundidad máxima del lago ha sido registrada a los 438 m y la media se
considera de 157 m. El perímetro es de 357 km, presentando una forma muy irregular
y su volumen alcanza los 83.053 hm3, con un recambio de agua total que se produce
cada 11,6 años.
Debido a su historia geológica, sus aguas son de bajo contenido mineral, con una
conductividad media de 31,5 micro S/cm, respondiendo sus mayores iones a una
relación bicarbonatada – cálcica. Su pH promedio es de 7,5, con un mínimo de 6,9 y
un máximo, excepcional, de 8,1.
En esta área, las precipitaciones anuales se presentan con un marcado gradiente de
Oeste a Este, alcanzando más de 2000 mm en el sector plenamente cordillerano y
hasta unos 700 mm en el sector oriental hacia la meseta patagónica, en el
denominado “ecotono bosque-estepa”. Las temperaturas anuales del agua, oscilan
entre los 8º C en invierno y hasta los 15º C en verano. Desde el punto de vista de su
limnología, se lo considera como un lago monomíctico cálido (su temperatura no
desciende por debajo de los 4º C). Muestra circulación invernal y presenta
estratificación térmica directa en verano; ubicándose la termoclina entre los 40-55 m
de profundidad (Pedrozo et al., 1997). En todas las áreas monitoreas sobre base
Página
15
�anual, el Oxígeno Disuelto (OD) presentó concentraciones cercanas a la saturación
en superficie y valores algo menores en profundidad (AIC-DPA, 2001-2002).
De este lago nace el río Limay que marca el límite entre ambas provincias (Neuquén y
Río Negro). Al represarse el río en varios tramos, quedaron constituidos una serie de
embalses con determinadas características según sus tiempos de maduración,
prácticas de manejo y uso.
Los grandes embalses se denominan ALICURA (único dentro de la zona libre),
PIEDRA del AGUILA, PICHI PICUN LEUFU y EZEQUIEL RAMOS MEXÍA. La
finalidad fundamental de estos embalses es la producción de energía hidroeléctrica y
como secundaria, la de regulación de los caudales para posibilitar el uso de tierras
sujetas a la acción de los picos de crecientes de los ríos. Actualmente, diferentes
empresas explotan las represas, siendo la cuenca del Limay sometida a la vigilancia
medioambiental por la Autoridad Interjurisdiccional de Cuenca (AIC).
La construcción de los embalses actuales fue llevada a cabo por la empresa Hidronor
S.A., de carácter mixto, que fuera posteriormente privatizada.
El primero en construirse fue el Chocón (1974) y el último, el de Pichi Picún Leufú
(1999).
Al ser la piscicultura en jaulas suspendidas, dentro de nuestro país de incipiente
data, solamente el embalse de Alicura (con 18 años de haber sido construido) es
el único de la serie que registra, actualmente, instalaciones de cultivos de muy
diferente porte (desde 6 y hasta 700 TM de producción por productor) que
producen en conjunto, un volumen aproximado de 1000 a 1200 tn en peces
vivos, de la especie Oncorhynchus mykiss o trucha arco-iris. (Luchini, L., 2004).
Página
16
�El río LIMAY próximo a su nacimiento en el paraje Rincón Chico, recibe desde el oeste
al arroyo Newbery, el arroyo Chacabuco y por la margen derecha el arroyo La Fragua.
En la zona denominada “el Anfiteatro” lo alcanza el arroyo del Corral. El río describe
luego una curva hacia el este hasta la zona conocida como “Bajada de Mena”, sitio al
que arriba el arroyo Carbón por margen izquierda y el arroyo Chacay por la derecha.
El río Limay continua hasta el lugar llamado Confluencia, donde desemboca el río
TRAFUL, el cual nace de los aportes que origina el río Pichileufú en la cordillera y que
escurre hasta el lago Traful. A la salida del lago, el río Traful recibe los aportes de los
ríos Mineros, Cuyin Manzano, Arroyo Blanco y Córdoba. (Alvarez, M., 2004)
EMBALSE ALICURA
El Embalse de Alicura es el primero de los cuatro localizados sobre el río Limay y el
único incluido dentro de la zona libre, fue inaugurado en 1985. Su coronamiento se
localiza en plena meseta patagónica (meseta de Alicurá), mientras que la zona
correspondiente a la llamada “cola de embalse”, se encuentra situada en pleno
ecotono, entre la estepa y el bosque andino-patagónico, donde desemboca el río
Traful (Confluencia) proveniente del lago homónimo. El clima de la zona donde se
encuentra el mayor porcentaje del espejo de agua, es de carácter semiárido. Las
precipitaciones medias anuales alcanzan a 500 mm. Las temperaturas en enero
muestran un promedio de 18° C, mientras que en julio oscilan cercanas a los 4°C
(Alvarez, 2004) Dista 100 km. de la ciudad de San Carlos de Bariloche
aproximadamente a los 40°35′S 70°45′O, y está ubicado a 705 msnm.
Por sus características limnológicas es considerado un lago Oligotrófico u
oligomesotrófico (Dir. Rec. Hídricos, 1995; Alonso, 2003; Diaz, et al 2007).
La ubicación y características generales del embalse son las siguientes:
Parámetro
Valor
Latitud
40°40’S
Longitud
Altitud
Área km2
Volumen Km3
Z media (m)
Cota max (msnm)
Variación max nivel (m)
Area ep %
Tw año
r (año-1)
Lo (km)
Z max (m)
71°00 ’W
705 msnm
65
3.27
48.3
705
13
17.6
0.36
2.8
183
115
Z media: profundidad media, Tw: Tiempo de residencia, r: Tasa de renovación, Z max: profundidad
máxima (Fte: AIC, Alvarez 2004)
Página
17
�MAPA DE LA ZONA LIBRE (en azul oscuro se muestra delimitada la parte de la cuenca que se
declara libre y en gris se marca el límite terrestre)
La zona libre se encuentra comprendida
por la Cuenca Alta del Río Limay y el
Embalse Alicura, actuando como
barrera física la represa de Alicura.
Página
18
�3.4.
POBLACIÓN SILVESTRE DE LA REGIÓN PATAGÓNICA
La comunidad de peces en la Patagonia continental se caracteriza por tener una muy
baja riqueza específica autóctona, que incluye especies de distintos orígenes tales
como el neotropical, circumpolar y un grupo importante de endemismo (Arratia et al
1983). Las especies autóctonas presentes en la región se encuentran representadas
por siete Ordenes, diez Familias y un total de veintiún especies. A principio del año
1900 hubo una fuerte política de introducción de salmónidos provenientes de Estados
Unidos de Norteamérica e Inglaterra impulsada por el gobierno nacional, en zonas
consideradas con valor para la pesca deportiva.
La trucha arco-iris (Oncorhynchus mykiss), introducida, ha sido la que se ambientó y
diseminó con mayor éxito en gran parte de los ambientes acuáticos del territorio
argentino, Ha contribuido en un alto porcentaje al turismo relacionado a la pesca
deportiva, especialmente en los lagos cordilleranos patagónicos, junto a otras
especies como la Salmo trutta o “trucha marrón”, la Salvelinus fontinalis o “trucha de
arroyo” y el salmón Salmo salar. A diferencia del norte patagónico, en el sur de la
provincia de Santa Cruz y en Tierra del Fuego, la especie que mejor se adaptó fue la
trucha marrón que en parte es residente y en parte, migrante al mar. (Luchini, L., 2004)
Dentro de las cuencas descriptas anteriormente, además de las especies exóticas
enumeradas, existen especies autóctonas, como las percas: la criolla Percichthys
trucha y P.vinciguerrai, la perca bocona (P.colhuapiensis); puyen pequeño (Galaxias
maculatus), el pejerrey patagónico (Odonthesthis hatcheri), el bagre otuno y el bagre
del torrente (Diplomystes viedmensis y Hatcheria macraei, respectivamente).
Página
19
�4. ACTIVIDAD ACUÍCOLA EN LA ZONA
4.1.
DESCRIPCIÓN DE LA ACTIVIDAD ACUÍCOLA DE LA ZONA
La acuicultura comercial de orden semi-industrial, es de muy reciente inicio en
Argentina, tanto en aguas continentales templado-frías, como en aguas cálidotempladas y marinas. La rama de la “piscicultura de aguas frías” (específicamente
referida al cultivo de trucha arco-iris) que es la más antigua, posee su mayor expresión
en la amplia región nordpatagónica. A nivel artesanal, los cultivos se iniciaron
aproximadamente, entre las décadas del ´70 al ´80 y a partir de la apertura de los
embalses situados en dicha región (circa 1992) se incrementó la producción con el
advenimiento de producciones generadas en jaulas flotantes, ya que estos cuerpos de
agua presentan características ambientales ideales para un desarrollo intensivo,
pudiendo aumentarse el volumen de los cultivos en peces Salmónidos y de hecho, su
factibilidad de exportación con producto de excelente calidad.(Luchini, L., 2004)
A partir de 1990, se instalaron en el Embalse de Alicurá las primeras jaulas flotantes
para el cultivo intensivo de la trucha arco-iris, debido a las características favorables
del ambiente para esta actividad (del Valle, 1996). Actualmente, la producción de
trucha arco iris por cultivo, abarca once concesiones otorgadas, ocho de las cuales se
encuentran en producción, con un volumen total estimado de 1000 ton a 1200 ton
anuales promedio (Dirección de Acuicultura, 2009). Estos emprendimientos se
encuentran localizados sobre la margen izquierda del embalse (margen de Neuquén),
dado el acceso directo por la ruta nacional N° 237, por lo que responden a las
normativas para acuicultura a la provincia del Neuquén. En el Embalse se realiza la
fase de pre-engorde y engorde final de los animales en los 8 establecimientos de
cultivo.
La capacidad de producción sólo de este embalse, fue estimada en forma
conservadora en alrededor de 3500 a 5000 tn/año (Wicki y Luchini, 1996).
Actualmente, se encuentra en revisión.
Las hatcheries que proveen alevines a estos establecimientos de engorde se
encuentran distribuidas en su mayoría en la región nordpatagónica. Estas hatcheries
iniciaron su producción de alevinos a partir de reproductores capturados en la zona
bajo estudio. Por su parte, las ovas importadas se mantienen bajo cuarentena en
establecimientos de ubicación extrazonal, a más de 1000km de distancia (ver
importación y cuarentena).
4.2.
REGISTROS DE ESTABLECIMIENTOS ACUÍCOLAS
4.2.1. RENSPA
A través de la Resolución SENASA N° 417/97 se crea el Registro Nacional Sanitario
de Productores Agropecuarios (RENSPA) en el ámbito de la Dirección Nacional de
Sanidad Animal de SENASA, el cual es obligatorio para todos los productores
pecuarios del país. Este registro incorpora datos del productor, características de la
producción y ubicación geográfica del establecimiento, entre otros. De esta manera el
servicio ubica al establecimiento y a los responsables de la sanidad de los mismos y
fortalece a través de los datos, el control sanitario y epidemiológico así como los
métodos de prevención y vigilancia diseñados por los programas sanitarios.
En la zona existen 8 establecimientos de engorde y 3 hatcheries que abastecen
alevinos los cuales se encuentran inscriptos a este registro, en las oficinas locales de
Página
20
�SENASA de la jurisdicción correspondiente. Además existen 8 hatcheries extrazona
que abastecen alvinos a los establecimientos de engorde dentro de la zona libre, los
cuales también se encuentran inscriptos en este registro.
4.2.2. RENACUA
La Resolución N° 1314 del 2004 de la ex Secretaria de Agricultura, Ganadería, Pesca
y Alimentos crea el único Registro Nacional de Emprendimientos de Acuicultura en el
ámbito de la Dirección de Acuicultura del actual Ministerio de Agricultura, Ganadería y
Pesca. El mismo es de carácter obligatorio y en la resolución se establecen las normas
que regulan la producción de organismos acuáticos vivos en los
establecimientos/emprendimientos de acuicultura. Los 19 establecimientos descriptos
anteriormente también se encuentran inscriptos en este registro. En el país el 70% de
los productores de salmónidos se encuentran ubicados en la región patagónica.
Mapa satelital con los 8 establecimientos de engorde georeferenciados.
Página
21
�4.3.
CONTROL DE DESPLAZAMIENTOS
Para poder movilizar animales vivos desde una hatchery a establecimientos de
engorde, éstos deben estar acompañados de los siguientes documentos:
• El Documento de Tránsito de Animales (DTA) que es extendido por las oficinas
del SENASA, se encuentra reglamentado por la Resolución SENASA Nº
848/98.
• La Guía de Traslado extendida por la autoridad competente de cada provincia,
previa presentación del DTA.
• Certificado de lavado y desinfección del transporte expedido en los lavaderos
habilitados por el SENASA
El entorno de controles se complementa con un registro de camiones habilitados para
el transporte de animales de acuerdo a lo establecido en la Resolución SENASA Nº
97/99, y una forma de identificación que se efectúa por lote en la hatchery de
procedencia.
Además de esos requisitos, todo movimiento de animales hacia la zona libre debe ir
acompañado de un Certificado sanitario, otorgado por la oficina local de origen de
SENASA, en relación a las enfermedades de notificación obligatoria. Por este motivo
se muestrean animales de los establecimientos y se les realiza análisis por PCR en el
laboratorio oficial de SENASA.
Como acción de policía sanitaria se realizan controles e inspecciones en puntos
estratégicos
• Control de la documentación.
• Control de la identificación, categoría, especie, etc.
Los controles y fiscalización los efectúa también el SENASA, por aplicación de la
Resolución SENASA Nº 178/2001 de control de tránsito.
Cualquier animal que transite sin el DTA correspondiente, es sometido a sacrificio
sanitario en forma inmediata, de acuerdo a las reglamentaciones vigentes.
Arribados los animales a su lugar de destino el productor debe denunciar el ingreso
con el DTA correspondiente en la oficina local de destino dentro de las 48hs.
4.4.
INDUSTRIA
En el país existen 284 plantas frigoríficas para procesamiento de pescado proveniente
de la pesca continental y marítima, los cuales pueden ser utilizados para
procesamientos de pescado provenientes de la acuicultura. Las mismas cuentan con
una habilitación otorgada por la Coordinación Temática de Fiscalización
Agroalimentaria correspondiente, siguiendo las indicaciones de la Decreto N°
4238/1968 Capítulos 23 y 31. Además deben contar con habilitación provincial y
municipal.
A través de la Resolución SENASA N° 685/2005 de la Dirección Nacional de
Fiscalización Agroalimentaria, se establecen auditorias sobre estas plantas.
Página
22
�Gráfico de porcentaje de frigoríficos de productos de la pesca por provincia (República
Argentina)
Actualmente solo cinco plantas frigoríficas procesan los animales provenientes de la
zona monitoreada, estas son:
• Ahumados Patagónicos: Habilitación N° 4370
• Manila: Habilitación N° 4413
• Establecimiento Los Lagos: Habilitación N° 4618
• Río Manso: Habilitación N° 2878
• Harengus S.A.: Habilitación N° 2265
Las primeras cuatro plantas faenadoras se encuentran en la provincia de Río Negro y
la última en la provincia de Chubut.
En la siguiente tabla se detalla la cantidad de kilos de pescado enviados a faena a los
establecimientos enumerados anteriormente durante los años 2007, 2008 y 2009
desde los establecimientos de la zona libre.
Año 2007 - Ingresos de Materia Prima Rubro XLVI A
E. Of.
Establecimiento
4370 Ahumados Patagónicos
2878 Rio Manso SA
Total
Ene
Feb
Mar
1.470.715 136.457 121.455 146.215
1.065.903 88.731 82.865 97.223
404.812 47.726 38.590 48.992
Abr
May
86.590 127.382
65.053 86.131
21.537 41.251
Jun
Jul
Ago
Sep
Oct
Nov
Dic
99.028 118.224 122.722 116.328 153.766 141.205 101.344
71.685 91.267 97.385 91.192 116.309 107.058 71.004
27.343 26.957 25.337 25.136 37.457 34.147 30.340
Año 2008 - Ingresos de Materia Prima Rubro XLVI A
E. Of.
Establecimiento
4370 Ahumados Patagónicos
2878 Rio Manso SA
Total
Ene
Feb
Mar
Abr
1.164.775 112.404 129.677 114.303 111.648
896.169 68.133 104.239 92.873 84.624
268.606 44.271 25.438 21.430 27.024
May
97.179
80.859
16.320
Jun
82.173
65.416
16.757
Jul
66.234
57.978
8.256
Ago
58.566
41.659
16.907
Sep
Oct
Nov
96.644 109.120 107.995
72.468 85.024 86.049
24.176 24.096 21.946
Dic
78.832
56.847
21.985
Total
Ene
Feb
Mar
Abr
May
Jun
1.223.114 131.468 118.222 145.788 119.371 121.216 105.649
787.828 104.424 78.967 102.479 103.080 90.561 83.127
209.533
6.519 30.655 22.522
119.380 27.044 39.255 43.309
9.772
106.373
Jul
76.674
60.183
16.491
Ago
95.975
80.046
15.929
Sep
76.076
38.945
19.531
Oct
72.169
10.474
29.849
Nov
70.891
19.545
31.601
Dic
89.615
15.997
36.436
17.600
31.846
19.745
37.182
Año 2009 - Ingresos de Materia Prima Rubro XLVI A
E. Of.
4370
4618
2878
4413
Establecimiento
Ahumados Patagónicos
Los Lagos SA
Rio Manso SA
Manila SA
Ref: E. Of: Establecimiento Oficial
(Fuente: Centro Regional Patagonia Norte, Coordinación Temática de Fiscalización Agroalimentaria,
Supervisión Bariloche)
Página
23
�Estas plantas son supervisadas por veterinarios de SENASA pertenecientes a la
Coordinación Temática de Fiscalización Agroalimentaria de la Regional Patagonia
Norte y Sur, los cuales participaron en los cursos de capacitación de patologías de
salmónidos, y son quienes inspeccionan los animales al ingreso de la planta, por lo
que son una fuente importante de notificación en la vigilancia epidemiológica de las
enfermedades de declaración obligatoria.
Página
24
�5. CAPACITACIÓN
Programas de Capacitación e Información a la Comunidad
La capacitación es uno de los ejes estratégicos del SENASA. Una Comisión Asesora
de Capacitación integrada por referentes de cada una de la direcciones del organismo,
por consejeros gremiales y por la Coordinación Técnica de Capacitación del SENASA
elaboró el Plan Institucional de Capacitación que se desarrolla en el centro de
capacitación del SENASA. Además, en el año 2006, SENASA y el INTA crearon el
Centro Buenos Aires para la Capacitación de los Servicios Veterinarios (CEBASEV), el
cual fue recientemente reconocido como centro colaborador de la OIE para la
capacitación de los Servicios Veterinarios de habla hispana.
El plan de Capacitación se desarrolla permanentemente a través, de cursos, charlas y
talleres, que mantienen actualizado el conocimiento, dan entrenamiento y sensibilizan
a los agentes de SENASA vinculados a la actividad.
En línea directa con la Presidencia del SENASA la Unidad de Información y
Comunicación Institucional realiza las actividades de prensa, relaciones públicas e
institucionales, publicidad, comunicaciones internas, administración de los contenidos
de la página web y centro de documentación. Esta Coordinación gestiona una política
de comunicación y difusión por distintos medios acerca de las actividades de los
programas de control, prevención y erradicación de las enfermedades animales.
Su accionar incluye el asesoramiento y apoyo a los Veterinarios Locales para que a
ese nivel se logre una comunicación homogénea y efectiva con los productores
agropecuarios y público en general.
Especialmente en acuicultura, se han realizado distintos cursos de entrenamiento para
profesionales y de capacitación para productores por parte de la Dirección de Luchas
Sanitarias, Dirección de Laboratorio y Control Técnico del SENASA junto a la
Dirección de Acuicultura del Ministerio-MINAGRI:
•
•
•
•
•
Curso de Histopatología y PCR: Total 5 días, del 17 al 21 de septiembre del
2006 en la Dirección de Laboratorio y Control Técnico de SENASA. Asistieron
al mismo 12 profesionales del SENASA, 2 del INIDEP (Instituto Nacional de
Investigación y Desarrollo Pesquero), 2 de la Provincia de Neuquén y 1 de la
Provincia de Río Negro.
Curso práctico histopatología, dictado por profesionales de la Dirección de
Acuicultura y del INIDEP. Total 4 días del 6 al 9 de Febrero del 2007 en el
INIDEP Mar del Plata. Asistieron al mismo 3 profesionales del área de
patología de la DILACOT- SENASA y 1 del CEAN de Neuquén.
Capacitación continua en PCR por profesionales de la Dirección de Acuicultura,
a los profesionales del DILACOT. Asistió en tres oportunidades para su
capacitación una profesional del INIDEP para las siete enfermedades; y un
técnico del CEAN asistió a una pasantía de una semana en el DILACOT para
entrenamiento en Diagnóstico Molecular de ISA, SRS e IPN
Capacitación continua en histopatología a los profesionales del Departamento
de Patología de la DILACOT y un técnico del CEAN quién asistió en dos
oportunidades por profesionales de la Dirección de Acuicultura.
Seminario sobre Aspectos Sanitarios en producción de salmónidos en el año
2007 en el Centro Regional Universitario Bariloche organizado en forma
conjunta con el Consejo Federal de Inversiones (CFI). Participaron un total de
Página
25
�•
•
•
70 personas. Se trataron temas que abarcaron la ejecución del Plan Sanitario,
aspectos clínicos de las enfermedades bajo estudio, técnicas de histopatología,
biología molecular y manejo sanitario de los cultivos; además de los aspectos
legales brindadas por las provincias.
Curso para Inspectores Sanitarios Acuícolas, ofrecido en Diciembre del 2008,
organizado en forma conjunta con el CFI en el Centro Regional Universitario
Bariloche. Participaron un total de 46 personas que incluyo a productores,
profesionales y técnicos en acuicultura, agentes del SENASA y agentes
provinciales. A través de una evaluación, se acreditaron un total de 30 técnicos
autorizados como inspectores honorarios.
Curso de Vigilancia Epidemiológica: organizado por el CEBASEV. Total de días
5, del 24 al 28 de Noviembre de 2008 en la Dirección de Laboratorios del
SENASA. Participó y aprobó el curso un agente del Programa de
Enfermedades de los Animales Acuáticos.
Taller de Discusión sobre Buenas Prácticas en producción de Trucha Arco Iris,
19 de Abril de 2010, Centro Regional Universitario Bariloche. Participaron 60
personas. Se elaboró una Guía de Buenas Prácticas en producción de Trucha
Arco Iris a través de la contratación de un consultor externo por el Programa de
Apoyo y Fortalecimiento Institucional de Senasa-UE (PAFIS). En el Taller se
presentó esta Guía a los productores, técnicos, agentes provinciales y agentes
de Senasa.
Se entrego material de consulta durante los eventos, como manual de Aspectos
Sanitarios del Cultivo de Salmónidos (Bariloche, 2007) Manual para la recolección de
Muestras y procedimientos para Laboratorio en el diagnóstico de Enfermedades de
peces (Bariloche, 2008) y Manual para Inspectores Sanitarios Acuícolas (Bariloche,
2008) y la Guía de Buenas Prácticas en producción de Trucha Arco Iris (Bariloche,
2010).
En los siguientes sitios web se puede encontrar parte de la información sobre las
actividades: www.senasa.gov.ar en el área de capacitación y en www.minagri.gob.ar
en la página de Acuicultura.
Página
26
�6. SISTEMA DE VIGILANCIA
6.1.
ANTECEDENTES SANITARIOS
El estado sanitario de los peces silvestres y los de cultivo del embalse de Alicurá, a
partir del momento de la instalación de los primeros criaderos in situ y hasta el
momento del inicio del relevamiento sanitario por parte de organismos nacionales, se
conocía gracias a los informes referidos a los estudios de investigación llevados a
cabo por el Laboratorio de Ictiopatología de la misma Universidad Nacional del
Comahue (Centro Regional Universitario Bariloche - CRUB) o bien, por el Laboratorio
de Patología del Centro de Ecología Aplicada del Neuquén - CEAN; durante los cuales
no se registraron episodios sanitarios en peces Salmónidos provenientes de los
establecimientos, en su mayoría a través de visitas periódicas de inspección
efectuadas o bien, estudiados a partir de solicitudes de los mismos acuicultores
asentados en dicho embalse.
El CEAN, que depende de la Autoridad de Aplicación de la provincia del Neuquén, es
el encargado de vigilar y regular a su vez la producción de acuicultura de los embalses
en Neuquén, mediante la Ley Provincial de Acuicultura (Nº 1996) y sus disposiciones
reglamentarias.
Además de realizar visitas de inspección trimestrales a los
establecimientos, el CEAN efectuó numerosos análisis referidos a las condiciones
sanitarias (microbiológicos y virales) de los stocks de peces bajo cultivo. En las
primeras investigaciones realizadas por este Centro en 1990, fueron detectadas solo la
“enfermedad bacteriana de las branquias”, ataques por hongos y trastornos
nutricionales; estas últimas debidas a la ausencia inicial de alimento adecuado a nivel
comercial. A partir de 1991, la provincia normó sobre la introducción de huevos, que
debían obligatoriamente provenir de padres certificados como exentos de VHS, IHN,
IPN, BKD y del myxozoo Myxobolus cerebralis. En 1995, el personal del CEAN,
efectuó una serie de inspecciones sobre trucha arco-iris (silvestre y de cultivo) y
salmón del Atlántico, así como trucha marrón y de arroyo, de origen silvestre,
empleando células CHSE-214 para detección de virus IHN, IPN y virus de herpes en
Salmónidos, siendo los resultados NEGATIVOS en el sur de la provincia del Neuquén
y el noroeste de la provincia de Río Negro, zona que abarcó en sus investigaciones
preliminares. Las pruebas virales se efectuaron sobre peces juveniles y adultos y
sobre partidas de huevos que debían ser liberados en la región. Las inspecciones
abarcaron cultivos en tierra y en jaulas, todos ellos abastecidos por agua de diferentes
ríos de la zona o del embalse de Alicurá. (Luchini, L., 2004).
6.2.
IMPORTACIÓN Y CUARENTENA
La normativa que rige para las importaciones de animales vivos y material reproductivo
es la Resolución ex –Senasa N° 1354/94.
Las importaciones de ovas de salmónidos se realizan principalmente desde los
Estados Unidos. Previo a la aprobación de la importación se realiza un estudio de la
hatchery interesada en realizar la exportación de esas ovas a nuestro país. A través de
la normativa vigente el país de origen debe certificar al establecimiento como “libre”
para aquellas enfermedades estudiadas en nuestro país y son motivo del presente
informe; asimismo, entre otras medidas, se solicita la desinfección de las ovas por
algún método recomendado a nivel internacional.
Página
27
�En la siguiente tabla se detalla cantidad de ovas importadas por año desde 2005 a
2009 y origen:
AÑO
CANTIDAD DE OVAS
ORIGEN
2005
215.000
Irlanda/ U.S.A
2006
260.000
U.S.A
2007
2.450.000
U.S.A
2008
800.000
U.S.A
2009
735.000
Dinamarca
Actualmente, una vez que llegan las ovas a nuestro país, se realiza una inspección
física y su correspondencia con la certificación de origen. Si supera favorablemente
esa instancia, el personal oficial sella el contenedor de la mercancía e informa al
veterinario oficial con jurisdicción en la zona a la que será destinada la mercancía y
emite el Permiso de desembarque y el Permiso de Tránsito Restringido para el
traslado de la misma, hasta el establecimiento de cuarentena. Actualmente los
establecimientos de cuarentena se encuentran ubicados extrazona a más de 1000km
de distancia de la zona bajo estudio.
Una vez en el predio de cuarentena se realiza un muestreo sobre las ovas para ser
analizadas por PCR en el laboratorio central de SENASA (ensayo no estandarizado
internacionalmente) y previo a la liberación de la cuarentena se analizan los alevinos,
ambos análisis para ratificar la ausencia de infección de las patologías estudiadas.
Se muestrearon todos los lotes de importación, los cuales se analizan por las técnicas
de Histopatología y PCR para las 7 (siete) enfermedades estudiadas en nuestro país.
Aquellos que no superen satisfactoriamente las pruebas sanitarias a que fueran
sometidos durante el período cuarentenario, no serán autorizados a movilizarse a
cualquier destino dentro del País. En estos casos, se cita al interesado para la firma de
las actas correspondientes, otorgándosele en la misma un plazo perentorio, que no
podrá ser mayor de ocho (8) días corridos, para proceder a la reexportación del o de
los animales.
Vencido dicho plazo, y sin necesidad de nuevo aviso, el SENASA podrá proceder al
sacrificio sanitario.
Cabe señalar que hasta el momento no se han detectado ninguna de las
enfermedades mencionadas en los lotes importados.
6.3.
SISTEMA DE VIGILANCIA
El sistema de vigilancia que se implementa en relación a las enfermedades de los
animales acuáticos se basa tanto en actividades de vigilancia pasiva como activa.
Dentro de la vigilancia pasiva, se incluye la denuncia de casos compatibles con
enfermedades de notificación obligatoria por parte de productores, profesionales o
toda persona relacionada con la tenencia o cuidado de animales en cautiverio o así
como la ciudadanía en general en los casos de animales silvestres.
Página
28
�En el caso de la vigilancia activa, las acciones más relevantes consisten en los
muestreos llevados a cabo para la demostración de la ausencia de las enfermedades
de denuncia obligatoria en la zona en estudio.
Otras fuentes de información incluyen: inspecciones a los establecimientos
productores e importadores, inspecciones en plantas de faena, estudios de
investigación llevados a cabo por otras instituciones, etc.
6.4.
SISTEMA DE NOTIFICACIÓN DE ENFERMEDADES
La obligatoriedad de la notificación de enfermedades de importancia para los
animales, exóticas y endémicas incluidas las zoonosis, está enmarcada en la Ley 3959
de Policía Sanitaria, y actualizada periódicamente por el Servicio Oficial.
A través de la Resolución SENASA Nº 422/2003, se establece la adecuación a la
normativa internacional vigente sobre los sistemas de notificación de enfermedades
animales, de vigilancia epidemiológica y seguimiento epidemiológico continuo, así
como análisis de riesgo; a la vez que actualiza la lista de enfermedades de notificación
obligatoria de los animales terrestres y acuáticos.
La norma establece que cada propietario o persona encargada de cuidar o asistir
animales que tengan síntomas de alguna de las enfermedades listadas, tiene la
obligación de comunicarlo al Servicio Oficial. Éste a su vez, tomará las medidas
sanitarias que correspondan y efectuará las comunicaciones pertinentes.
El veterinario oficial interviniente confecciona un protocolo de enfermedad denunciable
en el que detalla todos los aspectos relacionados con la explotación afectada y los
animales presentes en la misma. A su vez, en caso de ser necesario, toma muestras
para diagnóstico y las envía al laboratorio de referencia nacional, de acuerdo a la
especie y enfermedad que se trate.
Si se confirma el caso, el protocolo elaborado luego de la intervención es enviado
desde las oficinas locales al nivel Central (Dirección Nacional de Sanidad Animal),
quien es el encargado de hacer las comunicaciones nacionales e internacionales que
correspondan de acuerdo a la enfermedad detectada.
En el caso de acuicultura, como fuente primaria de información y notificación de
enfermedades se encuentran los productores, profesionales ligados a la actividad,
Inspectores Sanitarios Acuícolas, Laboratorios, Plantas Frigoríficas, etc.
6.5.
PAPEL DE LOS PRODUCTORES Y DE OTROS GRUPOS
IMPORTANTES EN LA VIGILANCIA.
6.5.1. Asociación de productores
Existe conformada con inscripción en trámite, una Asociación de Productores de
Salmónidos (PROSALMON), sin fines de lucro, creada en el año 2005.
Los fines de la misma son:
a) Promover, fomentar, mejorar y desarrollar todo lo relacionado con la investigación,
estudio y aplicación práctica de la acuicultura;
Página
29
�b) Para cumplir el fin precedente, asociar a los profesionales que estén interesados en
el objeto de la asociación y a quienes desarrollen actividades que los relacionen con
esta disciplina ;
c) Realizar actividades de orden científico y extensión universitaria tendientes al objeto
mencionado en el inciso "a" del presente estatuto;
d) Reunir y destinar fondos a dichos propósitos;
e) Establecer relaciones e intercambio cultural y científico con otras entidades afines
nacionales y extranjeras;
f) Mantener relaciones con las autoridades científicas y técnicas nacionales,
provinciales, municipales y universitarias.
g) Gestionar el apoyo de las autoridades Nacionales, Provinciales, Municipales o
Universitarias para la consecución de los fines;
h) Reunir, adquirir y obtener instrumentos destinados a sus fines específicos;
i) Contratar y emplear personal profesional, técnico o administrativo.
Tanto los productores como los técnicos acuícolas han participado de los cursos
dictados por SENASA y fueron capacitados para la detección de las principales
patologías de los salmónidos, por lo que se encuentran preparados para realizar
denuncias ante eventos sanitarios, toma de muestras y aparición de signos clínicos de
algunas de las enfermedades de notificación obligatoria.
Otros organismos tales como Guardapesca y Asociación de Pescadores Deportivos
han sido comunicados para la eventual notificación de signos clínicos relacionados con
las enfermedades estudiadas, colaborando de esta manera con la vigilancia
Epidemiológica.
6.5.2. Organismos Nacionales y Provinciales intervinientes en el sistema de
vigilancia
A nivel nacional la Dirección de Acuicultura del Ministerio de Agricultura, Ganadería y
Pesca, trabaja en conjunto con el SENASA desde al año 2006 a través de un Acuerdo
de Cooperación Técnica donde en una primer acta se definieron pautas de trabajo
conjunto, estableciendo en una primera etapa el diseño y ejecución del Relevamiento
Sanitario de Salmónidos en el Embalse Alicura. Dicho relevamiento tuvo como objetivo
lograr la caracterización sanitaria del Embalse, en relación a las principales
enfermedades ictícolas de mayor impacto económico y productivo.
La Dirección de Acuicultura tiene entre sus funciones el seguimiento del RENACUA,
que es el Registro Nacional de Acuicultura, en el cual deben inscribirse todos los
productores a nivel Nacional. El mismo es de carácter obligatorio y a través de la
Resolución 1314/2004, se indica cuales son los requisitos para su inscripción.
A nivel provincial, Neuquén y Río Negro participan activamente en la normatización y
control de la actividad. A través de sus instituciones provinciales, el Centro de Ecología
Aplicada de Neuquén (CEAN) y la Autoridad Interjurisdiccional de Cuencas (AIC) y la
Dirección de Pesca de la Provincia de Río Negro, llevan a cabo controles sobre
calidad del agua y aspectos sanitarios de los peces de cultivo, entre otros.
Las provincias otorgan las concesiones para cultivo en el embalse a los
emprendimientos acuícolas y realiza controles sobre calidad del agua, capacidad de
carga y control bacteriano y parasitario de los peces bajo cultivo.
Página
30
�Las normativas de las provincias de la zona regulan tanto la actividad de producción
de ovas y alevines (hatchery) como el engorde. Las leyes provinciales que regulan la
actividad son las siguientes:
•
•
•
•
•
•
Ley Nº 1.996 de Acuicultura, Decreto Reglamentario Nº 1.548/93 y
Disposiciones Reglamentarias. Provincia del Neuquén.
Ley Nº 1.875 (T. O. Ley Nº 2.267) de Medio Ambiente y Decreto Reglamentario
Nº 2.267/99. Provincia del Neuquén.
Ley Nº 899 Código de Aguas y Decreto Reglamentario 790/99. Provincia del
Neuquén.
Ley Nº 2829 de Acuicultura, Decreto 751 y Resolución 671. Provincia de Río
Negro.
Ley Nº 3266 de Procedimiento de Evaluación de Impacto Ambiental. Provincia
de Río Negro.
Ley Nº 2391. Régimen de Control de Calidad y Protección de los Recursos
Hídricos Provinciales. Provincia de Río Negro.
Las instituciones provinciales junto con el SENASA y la Dirección de Acuicultura de la
Nación, han desarrollado las actividades de muestreo de peces y fueron capacitados
para el acondicionamiento de muestras para envío al laboratorio del Senasa.
6.5.3. Inspectores Sanitarios Acuícolas
Para complementar los alcances en los controles de la administración veterinaria en la
República Argentina y debido a las características particulares de la actividad, fue
necesario dar participación en las tareas de inspección sanitaria de las pisciculturas, a
técnicos e idóneos especializados y con experiencia en producción piscícola.
La figura técnica denominada Inspector Sanitario Acuícola (ISAc) fue creada a partir
de la necesidad de incrementar las actividades para intensificar los controles sanitarios
de los establecimientos de producción ictíca y la vigilancia epidemiológica. La
acreditación otorgada por Senasa, es un aval del Organismo ante la idoneidad técnica
del Inspector determinada mediante sucesivos encuentros teóricos y prácticos.
Los Inspectores Sanitarios Acuícolas están autorizados a realizar las siguientes tareas:
a) Inspección Sanitaria General de los establecimientos de producción.
b) Asesoramiento sanitario y de buenas prácticas al productor respetando las Normas
Técnicas establecidas.
c) Actualización y suscripción de los registros sanitarios de los establecimientos.
d) Recolección y acondicionamiento de muestras con validez oficial en los
establecimientos de cría de salmónidos registrados.
e) Concurrir inmediatamente a cualquier establecimiento dentro de la zona ante el
conocimiento de novedades sanitarias y colaboración con la autoridad sanitaria
nacional en la inspección oficial de establecimientos ante denuncias o sospecha de
enfermedades y en otras actividades surgidas de las necesidades del momento.
Actualmente hay acreditados 30 (treinta) Inspectores Sanitarios Acuícolas
Página
31
�6.6.
VIGILANCIA ACTIVA
6.6.1. Relevamiento sanitario de Salmónidos
En base a las recomendaciones de la Sección 2. 1. Capítulo I. 1. de Enfermedades de
los peces y cumpliendo con el Capitulo 1.1.4 del Manual de Pruebas de Diagnóstico de
Animales Acuáticos 2006 y el Capítulo 1.4, Artículo 1.4.6 punto 3 del Código Sanitario
para los Animales Acuáticos 2009, se diseño la vigilancia sobre los salmónidos de la
zona bajo estudio.
La Resolución SENASA N° 21/2001 crea el Programa de Enfermedades de los
Animales Acuáticos en el ámbito de la Dirección de Luchas Sanitarias de la Dirección
Nacional de Sanidad Animal, estableciendo acciones sanitarias para todos los
animales acuáticos y en cuya etapa inicial se establecieron acciones para determinar
la existencia o no de enfermedades ícticas de importancia en la acuicultura de
salmónidos.
Para dar cumplimiento a este objetivo se llevo a cabo un relevamiento sanitario de
salmónidos en la zona descripta anteriormente, para la determinación del estatus
sanitario del mismo, respecto de enfermedades que afectan a estas especies.
Ante el desconocimiento de la situación sanitaria de la zona, se diseño un sistema de
monitoreo continuo durante dos años (Noviembre 2006 a Diciembre 2008), realizando
muestreos cada tres meses abarcando las cuatro estaciones del año. Actualmente se
mantiene una vigilancia activa con un muestreo anual.
A los fines de calcular el tamaño de la muestra se tomaron en cuenta los siguientes
supuestos: Asegurar con un 95% de confianza que es posible detectar al menos un
individuo positivo si la prevalencia esperada es igual o inferior al 2% para cada una de
las enfermedades. Se muestrearon 150 animales por campaña entre animales
silvestres y de cultivo. (Manual de diagnóstico para los animales acuáticos 2006)
La zona bajo vigilancia fue descripta anteriormente.
Dentro de la zona se seleccionó el embalse Alicura y sus principales afluentes, los ríos
Limay y Traful para la toma de muestras de los peces.
Debido a la cercanía de los establecimientos y al hecho de que comparten un mismo
cuerpo de agua, se tomó la población como homogénea dividiendo en partes iguales
las muestras de animales de cultivo y animales silvestres.
Se muestrearon los ocho establecimientos que se encuentran actualmente en
producción dentro del embalse Alicura y se establecieron 5 (cinco) puntos de muestreo
para animales silvestres. Para esto se definieron 3 (tres) puntos dentro del embalse
cabecera(Las Coloradas), medio (Malal Huaca) y Cola del Embalse y 2 (dos) por fuera
del mismo, uno sobre el río Limay y otro sobre el río Traful.
Página
32
�Ref: los puntos en rojo corresponden a los establecimientos de cultivo y los puntos verdes corresponden a
los puntos de muestreo sivestres
Esta elección se debió a la importancia productiva que presenta el embalse, con una
producción que actualmente alcanza aproximadamente las 1200 tn de truchas arco
iris, por lo que la densidad de peces en este embalse es mayor que en el resto de la
zona bajo estudio. Así mismo los ríos Limay y Traful se toman como representativos
de la población de peces silvestres susceptibles de los ambientes acuáticos, ya que
existen migraciones de estos animales río abajo, por lo que los eventos sanitarios que
sucedan en los lagos y sus afluentes, deberían ser detectados en estos puntos.
La captura de los ejemplares silvestres fue realizada por personal de la autoridad de
aplicación de las provincias de Río Negro y Neuquén, y de la Autoridad
Interjurisdiccional de Cuencas, utilizando como artes de pesca la modalidad de
spining, trolling y flycast, en algunos casos, por lo cual el número de animales
silvestres muestreado por campaña varía del indicado según el diseño. En cuanto a
los animales de cultivo, la captura fue realizada por personal de SENASA, dejando
constancia de la misma en los establecimientos con actas de toma de muestras.
Para complementar la vigilancia epidemiológica de la zona se incluyeron en el
muestreo a las hatcheries (intra y extrazona) proveedoras de alevinos al embalse
de alicurá para su engorde final.
Página
33
�6.6.1.1.
TOMA DE MUESTRAS Y ENVÍO AL LABORATORIO
6.6.1.1.1. Anatomopatología: procedimientos y toma de muestras
•
•
•
•
•
Al momento de la toma de la muestra los peces se encuentran vivos y se los
sacrifica con dosis anestésicas letales de Benzocaína en polvo, diluida en sol.
sobresaturada con Acetona o Alcohol 96º.
Una vez muerto el animal se procede al pesaje y toma de medidas de LT (largo
total) y LS (largo estándar).
Se realiza una inspección externa del animal y se registra en el protocolo de
toma de muestra.
Luego se procede a la necropsia del mismo, posicionando al pez en decúbito
dorsal y practicando una incisión desde delante del ano hasta delante de la
aleta pectoral siguiendo la línea media del abdomen, y otro corte en forma
semicircular hacia lateral y dorsal del pez que una los mismos puntos de la
incisión anterior; exponiendo, de este modo, todos los órganos abdominales del
animal y permitiendo la visualización e inspección de los mismos in situ. En el
caso de ser alevinos se muestrearan enteros, pudiéndose realizar un corte
pequeño en zona abdominal para favorecer la penetración del fijador.
En forma rutinaria se colectan muestras de lo siguientes órganos: Bazo,
Hígado, Pronefros, Metanefros, Corazón. También se muestrean otros órganos
o tejido en caso de visualizarse alguna alteración macroscópica.
6.6.1.1.2. Procedimiento de toma de muestras para Histopatología
Para el diagnóstico histopatológico se utilizan órganos conservados en formol al 20%
bufferado. Los recipientes utilizados pueden ser plásticos o de vidrio y son de boca
ancha y cierre hermético (para evitar derrames), con tapa a rosca o a presión pero
para esto se coloca cinta adhesiva entorno a la unión tapa recipiente. Una vez
muestreados todos los peces, todos los frascos son colocados en cajas de telgopor
cerradas y rotuladas adecuadamente para su envío al laboratorio central del Dilab.
En el caso de trozos muy pequeños (biopsias) se utilizan tubos de ensayo con tapón
de goma. Las muestras procedentes de un mismo animal o necropsia se contienen en
un mismo frasco. Excepto que requieran una individualización especial.
6.6.1.1.3. Procedimiento de toma de muestra para PCR
En el mismo momento de la toma de muestras para histopatología, se procede a tomar
muestras para PCR, de: Bazo, Hígado, Pronefros, Corazón, tomando las medidas de
asepsia y esterilidad (limpieza con alcohol y flameado de instrumental) necesarias
para minimizar las contaminaciones. Los trozos de órganos son colocados en
crioviales (1 por cada órgano) debidamente rotulados y luego colocados en varillas
metálicas (1 por animal), para finalmente ser colocados en termos con Nitrógeno
Liquido, los que son transportados hasta el laboratorio de análisis en el DILAB. Una
vez en el laboratorio las muestras son almacenadas en un Freezer de –70ºC hasta el
momento de realizar el análisis de PCR.
Página
34
�6.6.1.2.
DIAGNÓSTICO
El diagnóstico de Laboratorio de las enfermedades de Salmónidos estudiadas se
realiza en el país en el Laboratorio Central de SENASA –Laboratorio Nacional de
Referencia (LNR); sito en la Localidad de Martínez, Provincia de Bs.As, único
Laboratorio autorizado actualmente. El laboratorio cuenta con instalaciones adecuadas
para el diagnóstico de enfermedades por las técnicas de Histopatología y PCR
convencional y PCR Real Time.
El LNR está acreditado en su gestión bajo la Norma ISO 17025 (el alcance de esta
norma no cubre los ensayos para la realización del presente estudio).
Se cuenta con un Laboratorio de Bioseguridad Nivel 3 Agricultura (NBS3A), que
cumple con los requisitos de Bioseguridad de la O.I.E, el mismo puede ser utilizado
ante la eventual detección de alguna enfermedad exótica.
6.6.1.2.1. Tipo de pruebas realizadas
Para determinación del estatus sanitario de la zona se seleccionaron métodos de
diagnostico aplicados en serie: Histopatología (como prueba tamiz) y PCR,
Inmunohistoquímica y Secuenciación (como confirmatorios).
Durante los 2 primeros años (nov. 2006 a Dic. 2008) se realizó el análisis
histopatológico de todas las muestras y se analizaron por PCR aquellos ejemplares
que presentaban lesiones macroscópicas y/o microscópicas compatibles con una
enfermedad infecciosa. De no hallarse alteraciones, se seleccionaron 10 ejemplares
de cultivo y 10 ejemplares silvestres al azar en cada muestreo, para PCR.
Para el muestreo 2009 Histopatología y PCR se aplicaron en paralelo para todas las
muestras. Inmunohistoquímica y Secuenciación (como confirmatorios).
6.6.1.2.1.1. Métodos de análisis histopatológico
•
Las muestras fijadas en Formol Bufferado al 20 % durante 3 a 5 días como
mínimo, son separadas del fijador, cortadas en trozos de 0,5 a 1,5 cm,
colocadas en canastillas plásticas (casettes) identificados con el numero de
muestra y pez.
•
Los casettes con las muestras de tejidos son colocados en una maquina
procesadora automática de tejidos, programable, la que 24 horas después
entrega las muestras deshidratadas e incluidas en parafina.
•
Se confeccionan los tacos, utilizando los mismos casettes ya identificados.
•
Los tacos con las muestras de tejidos se cortan en micrótomo rotatorio a 1
micra de espesor (los alevinos se procesan enteros y se cortan a 2,5 micras)
•
Los cortes son fijados a los portaobjetos y luego coloreados por la técnica de
rutina de Hematoxilina y Eosina, montados con bálsamo sintético.
•
Todos los cortes son examinados al microscopio de luz transmitida y las
lecturas registradas en las planillas de trabajo confeccionadas ad-hoc con la
identificación del n° de muestra, n° de pez, lugar de origen del pez, tejidos
examinados, etc, de tal forma que se mantenga la trazabilidad de los análisis y
poder correlacionar estos con los análisis por Biología Molecular.
Página
35
�•
Todos los resultados son registrados en el sistema informático de mesa de
entrada de muestras e informados a la DNSA-Programa de Enfermedades de
los Animales Acuáticos.
6.6.1.2.1.2. Diagnóstico molecular por PCR
Extracción de Ácidos Nucleícos ADN y ARN de tejidos de órganos blanco:
Extracción de ADN:
Para la extracción de ADN genómico total de los tejidos a analizar en las
determinaciones de BKD, SRS, y EHNV: se procedió de acuerdo al protocolo de
purificación, usando el kit DNeasy Blood & Tissue Kit (Qiagen), el kit Wizard SV
Genomic DNA purification system (Promega), o el kit Purelink Genomic DNA
purification Kit (Invitrogen), según las recomendaciones del manual de diagnóstico de
organismos acuáticos de la OIE 2006 y el NWFHS USA laboratory procedures manual
3.1 edition, Marzo 2006.
Extracción de ARN:
Para la extracción de ARN en las determinaciones de IPN, ISA, IHN, VHS, se procedió
de acuerdo al protocolo de purificación de ARN total de tejidos animales usando el kit
RNeasy Mini Kit (Qiagen), o SV Total RNA Isolation System (Promega). Según las
recomendaciones del manual de diagnóstico de organismos acuáticos de la OIE 2006.
En cada muestreo 2006-2008 se procedió de la siguiente manera para la extracción de
ácidos nucleícos:
Se procesaron, 40 extracciones de ADN de 2 órganos, bazo y pronefros, procedentes
de 20 especimenes previamente estudiados por el tamizaje histopatologico + 10 % de
Ctls Negativos (2 extracciones de bazo y 2 de pronefros de animales libres de
patógenos certificados).
60 extracciones de ARN de 3 órganos, bazo, pronefros, y corazón, procedentes de 20
especimenes previamente estudiados por el tamizaje histopatológico + 10 % de Ctls
Negativos (2 extracciones de bazo y 2 de pronefros de animales libres de patógenos
certificados).
Durante la campaña de vigilancia sanitaria realizada en el 2009 se extrajeron los
ácidos nucleícos de los tejidos de los órganos blanco en pooles de tres individuos
muestreados. Procesando en paralelo al análisis histopatologico los órganos blanco de
los 171 individuos muestrados.
Se procesaron, 57 extracciones de ADN (pooles de 3 pronefros, 171 individuos totales)
+ 10 % de Ctls Negativos (pronefros de animales libres de patógenos certificados).
114 extracciones de ARN (pooles de 3 pronefros, pooles de 3 corazónes, 171
individuos totales) + 10% Ctls Negativos (órganos de pronefros y corazón de animales
libres de patógenos certificados).
Controles de extracción e inhibición:
Las extracciones de ADN total y ARN total de los órganos blanco (target), son
controladas para determinar la integridad del acido nucleíco purificado, verificar si es
amplificable y poder detectar posibles inhibiciones que pudiesen alterar las reacciones
diagnosticas posteriores. En los dos primeros años de monitoreo, cada extracción de
ADN y ARN procedentes de órganos blanco de 20 individuos previamente estudiados
por el tamizaje histopatologico fue controlada.
Página
36
�Durante la campaña de vigilancia sanitaria realizada en el 2009 se controlaron todas
las extracciones de los tejidos de los órganos blanco (pronefros y corazón) en pooles,
provenientes de tres individuos muestreados.
En el caso de las extracciones de ADN total, estas fueron verificadas a través un
control genómico de amplificación del gen constitutivo conservado de Salmo salar 5S
rADN que contiene repeticiones en tándem. Primers 5S-1 forward 5’ TAC-GCC-CGATCT-CGT-CCG-ATC 3’ y reverse 5S-2 5’ CAG-GCT-GGT-ATG-GCC-GTA-AGC 3’,
(14) dichos primers generan según la especie diferentes fragmentos de amplificación.
En el caso de Oncorhyncus mykiss los fragmentos son de 294 bp y 350 bp, en el caso
de Salmo salar 256bp y 525bp. La presencia de dichas bandas en el resultado, es
indicativo que las muestras son aptas para ser procesadas por las PCR diagnósticas.
Las muestras que no presenten este patrón son descartadas y se procede a una
nueva purificación, para eliminar cualquier inhibición.
Cada muestra de RNA total extraída fue verificada mediante una reacción de RT-PCR
con primers conservados del ARN mensajero del gen β Actina de Salmo salar. A
saber: β Actina forward 5′-CAG CCC TCC TTC CTC GGT AT-3 y β Actina reverse 5′GAT GTC CAC GTC ACA CTT CAT GAT-3 cuyo amplicón es de 80 bp.(2) La
presencia de dicha banda en el resultado es indicativo que las muestras son aptas
para ser procesadas por las RT-PCR diagnósticas; las muestras que no presenten
este patrón son descartadas y se procede a una nueva purificación, para eliminar
cualquier inhibición.
En cada muestreo 2006-2008 se controlaron las extracciones de ADN:
40 extracciones de ADN total provenientes de 20 bazos, 20 pronefros. 20 individuos
totales. A través de 40 determinaciones de PCR Ctl genómicos 5S rADN (Protocolo Go
Taq polimerasa, Promega).
Extracciones de de ARN:
60 extracciones de ARN total, provenientes de 20 bazos, 20 pronefros, 20 corazones.
20 individuos totales. A través de 60 determinaciones de RT-PCR de ARNm de β
Actina, (Se utilizó el esquema general del protocolo del kit Access one step RT-PCR
System, Promega Corp).
En el 2009 se controlaron las extracciones de ADN de la siguiente manera:
57 extracciones de pronefros en pooles de 3. (171 individuos totales). Mediante 57
reacciones de PCR 5S rADN, como controles de amplificacion de ADN genómico total.
(Protocolo Go Taq polimerasa, Promega).
ARN: 114 extracciones de ARN total provenientes de 57 pronefros y 57 corazones en
pooles de 3. (171 individuos totales). Mediante 114 determinaciones de RT-PCR de
ARNm de β Actina, (Se utilizó el esquema general del protocolo del kit Access one
step RT-PCR System, Promega Corp).
Todas las extracciones de ADN y ARN que se controlaron y resultaron aptas, fueron
analizadas mediante las técnicas de PCR diagnósticas de las enfermedades
estudiadas.
Técnicas moleculares aplicadas (Nested PCR, PCR, RT-PCR):
En la aplicación de los métodos moleculares se siguieron las recomendaciones
sugeridas por los protocolos establecidos por la OIE con las siguientes modificaciones.
Nested PCR o PCR anidada en la detección de SRS Piscirickettsia salmonis y BKD
Renibacterium salmoninarum (Protocolo Go Taq polimerasa, Promega).
Página
37
�PCR en la detección del Virus de la Necrosis Hematopoyetica Epizootica (EHNV)
(Protocolo Go Taq polimerasa, Promega).
Reacción de RT-PCR en un paso para la detección de IPNV, IHNV, ISAV, VHSV (Se
utilizó el esquema general del protocolo del kit Access one step RT-PCR System,
Promega Corp).
Criterios de aceptación e interpretación de resultados de PCR:
Análisis de los resultados:
Los productos de amplificación de cada determinación de PCR, RT-PCR se analizaron
en geles de agarosa 2%, teñidos con bromuro de etidio. Posteriormente el gel es
transiluminado con luz ultravioleta para visualizar las bandas de amplificación
específicas.
Aceptación e interpretación de resultados de PCR:
No se deben observar bandas específicas en los controles negativos de SPF ni en
el blanco de reacción. Por otra parte deben detectarse las bandas específicas
correspondientes a los controles positivos de la reacción. Si se cumplen todas estas
condiciones se considera que el ensayo se ha efectuado correctamente.
La detección de una banda correspondiente al producto de la amplificación del agente
etiológico estudiado, cumpliendo con los criterios anteriormente mencionados, son
confirmatorios de la presencia de las secuencias especificas del mismo y se
considera el resultado como POSITIVO.
La falta de detección de estas bandas específicas en un ensayo efectuado
correctamente es considerada como NEGATIVO.
En caso de detección positiva se confirma por repetición de la misma muestra y nueva
extracción de la muestra de tejido original en conservación. Además se analiza el caso
con primers, o iniciadores confirmatorios accesorios.
En los casos de SRS y EHN se confirma asimismo por análisis de restricción REA
(Restriction endonuclease analysis). En todos los casos de detección se confirma
identidad por secuenciación molecular y análisis de las secuencias obtenidas a través
de métodos bioinformáticos (alineación de secuencias, BLAST).
CONTROLES UTILIZADOS:
Controles positivos:
Los controles positivos para las determinaciones de PCR de las enfermedades que se
encuentran bajo estudio, fueron solicitados por DILAB SENASA a los centros de
referencia internacionales OIE, publicados en el manual de diagnóstico de organismos
acuáticos OIE 2006 (anexo I). En el caso de las patología IPN que no figura en el
capitulo 1.2.3. del código acuático OIE, los controles se obtuvieron del laboratorio
CEFAS (Centre for Environment, Fisheries & Aquaculture Science, UK,) del Dr. Dixon
y de un laboratorio local productor de vacunas. Con respecto a SRS que representa el
mismo caso; los controles fueron provistos por el mismo laboratorio local. Todos los
controles obtenidos fueron conservados a -80°C.
Controles negativos:
Los controles negativos se obtuvieron de peces SPF (specific pathogens free) libres de
patógenos certificados, (anexo I) de las especies Salmo salar y Oncorhynchus kisutch,
utilizando la misma metodología anteriormente descripta para la toma de muestras de
Página
38
�los individuos a estudiar. Los órganos de los peces SPF extraídos se conservaron a 80º C.
Selección de Iniciadores o Primers diagnósticos:
Los primers o iniciadores utilizados en todas las enfermedades a monitorear salvo
para el IPN, se seleccionaron de las secuencias publicadas en el manual de
diagnóstico de organismos acuáticos de la OIE 2006.
Los iniciadores para IPN se seleccionaron según Williams, K. Et al y Blake, S.L. et
al.(3 & 15).
Enfermedades producidas por bacterias:
Bacterial Kidney disease (BKD) enfermedad bacteriana del riñón:
Agente etiológico: (Renibacterium salmoninarum).
Dos pares de primers se utilizan en un protocolo de reacción de PCR anidada o nested
PCR, los mismos amplifican la secuencia publicada de la proteína p57 de R.
salmoninarum (4 & 5). Primer round forward 75-93 5'-AGCTTC-GCA-AGG-TGA-AGGG-3'; P3 y reverse 438-458 5'-GCA-ACA-GGT-TTA-TTT-GCC-GGG-3; M21. Segundo
round de amplificación: forward 95-119 5'-ATT-CTT-CCA-CTT-CAA-CAG-TACAAG-G3', P4 y reverse 394-415 5'-CAT-TAT-CGT-TACACC-CGA-AAC-C-3'; M38. El producto
de amplificación con los primers del segundo round es de 320 bp (pares de base).
SRS (Salmon Rickettsial Syndrome/Septicaemia),
Piscirickettsiosis, o Síndrome/Septicemia, rickettsial del salmón:
Agente etiológico: (Piscirickettsia salmonis).
Se utiliza una reacción de nested pcr para detectar el ADN genómico de P. salmonis,
(12) por medio de la amplificación del gen conservado 16S rADN de Eubacterias,
durante el primer round, y los primers específicos de P. salmonis en el segundo round.
Primer round; EubA (1518R) 5'-AAG-GAG-GTG-ATC-CAN-CCR-CA-3' y EubB (27F)
5'-AGA-GTT-TGA-TCM-TGG-CTC-AG-3'. Los específicos de P. salmonis 2do round
tienen la siguientes secuencias: PS2S (223F) y PS2AS (690R): 5'-CTA-GGAGATGAG-CCC-GCG-TTG-3' y 5'-GCTAC-CCTGAA-ATT-CCA-CTT-3', respectivamente
que generan un producto de amplificación de 476 bp (pares de base).
Para confirmar la detección, los productos de amplificación del primer round se pueden
analizar por restricción (REA) con EcoRI y Pst1 para identificar la cepa de P.salmonis.
Primers confirmatorios complementarios: Recomendados por Marshall S., Heath S.,
Henriquez V. & Orrego C.(11)
Enfermedades producidas por virus:
Epizootic haematopoietic necrosis (EHN) Necrosis hematopoyetica epizoótica:
Agente etiológico: (EHNV) (Fam: Iridoviridae gen: Ranavirus ADN doble cadena).
La detección del Virus (EHNV) se realizó mediante el uso de la técnica de PCR
directa. Se utilizaron dos juegos de primers específicos para la proteína mayor del
cápside (MCP) de EHNV: MCP1 M151 forward 5’-AAC-CCG-GCT-TTC-GGG-CAGCA-3’, y M152 reverse 5’-CGG-GGC-GGG-GTT-GAT-GAG-AT-3’ y un segundo juego
de primers MCP2 M153 forward 5’-ATG-ACC-GTC-GCC-CTC-ATC-AC-3’ y M154
reverse 5’-CCA-TCG-AGC-CGT-TCA-TGA-TG-3’. Los productos de amplificación son
321 bp y 625 bp respectivamente. Estos productos de amplificación se pueden seguir
analizando por REA (restriction endonuclease analysis) con diferentes enzimas de
restricción (PflM I, Hinc II, Acc I, Fnu4H I.) para diferenciar los subtipos de EHNV (10).
Página
39
�Infectious haematopoietic necrosis (IHN) Necrosis hematopoyética infecciosa:
Agente etiológico: (IHNV) (Fam: Rhabdoviridae gen: Novirhabdovirus ARN simple
cadena). En la detección del virus (IHNV) se utilizó la técnica de RT-PCR
(transcripción reversa -PCR) en un paso (one step) en un primer round y una PCR
convencional con primers internos para el segundo round. Ambos primers son
específicos de la nucleoproteína de IHNV y conservados para la mayoría de los
aislamientos del virus (16). El par de primers del primer round son: forward 5'-TCAAGG-GGG-GAG-TCC-TCG-A-3' y reverse 5'-CAC-CGT-ACT-TTG-CTG-CTA-C-3'; que
generan un producto de amplificación de 786 bp. Los primers del segundo round de
amplificación son: forward 5'-TTC-GCA-GAT-CCC-AAC-AAC-AA-3'; y reverse 5'-GCGCAC-AGT-GCC-TTG-GCT-3'; cuyo producto de amplificación es de 323 bp.
Durante el 2009 se incorporan al diagnóstico por RT-PCR los nuevos primers
sugeridos en la nueva edición del manual de diagnóstico de organismos acuáticos de
la OIE 2009 recomendados Dr J.R. Winton dirigidos a la región mid de la glicoproteína
de IHNV que comprende todos los subtipos conocidos.
Los primers confirmatorios complementarios son IHN3 & IHN4 según: Williams, K.,
Blake, A., Sweeney, A. (15).
Viral haemorrhagic septicaemia (VHS) Septicemia hemorrágica viral:
Agente etiológico: (VHSV) (Fam: Rhabdoviridae gen: Novirhabdovirus ARN simple
cadena). Para identificar específicamente el Virus (VHSV) se utilizó la técnica de RTPCR (Transcripción reversa - PCR) en un paso. Utilizando un juego de primers
conservados para la nucleoproteina de VHSV (16) forward 5'-GGG-GAC-CCC-AGACTG-T-3' y reverse 5'-TCT-CTG-TCA-CCT-TGA-TCC-3' el amplicón producto es de
811 bp. Primers confirmatorios complementarios: VHS3 & VHS4 según Williams, K.,
Blake, A., Sweeney, A.(15).
Infectious pancreatic necrosis (IPN) Necrosis pancreática infecciosa:
Agente etiológico: (IPNV) (Fam: Birnaviridae gen: Aquabirnavirus ARN doble cadena
frag.). Los primers WB1 y WB2 específicos de birnavirus acuáticos (15) se utilizaron
para la detección del virus IPNV a través de la técnica de RT-PCR one step. Los
primers WB1, forward 5’CCG-CAA-CTT-ACT-TGA-GAT-CCA-TTA-TGC3’ y reverse
WB2 5’ CGT-CTG-GTT-CAG-ATT-CCA-CCT-GTA-GTG3’reconocen un fragmento de
cADN de 206 bp de gen VP2 que se mantienen conservados entre los 9 serotipos del
grupo A.
Primers confirmatorios complementarios: PrD1 & PrD2 según Blake, S.L., Schill, W.B.,
Mcallister, P.E., Lee, M-K, Singer, J.T. y Nicholson, B.L.(3).
Infectious salmon anaemia (ISA) Anemia infecciosa del salmón:
Agente etiológico: (ISAV) (Fam: Orthomyxoviridae gen: Isavirus ARN simple cadena
frag.). En el caso de la detección del Virus (ISAV) varios sets de primers son
recomendados por la OIE; en este diagnóstico se seleccionó el juego de primers ILA1
forward 5’-GGC-TAT-CTA-CCA-TGA-ACG-AAT-C3’ & ILA 2 5’- GCC-AAG-TGT-AAGTAG-CAC-TCC-3’que amplifican una región del segmento 8 del virus generando un
amplicón de 155 bp (13) y como primers confirmatorios un set de primers diseñados
por el laboratorio de referencia de OIE Seg 6U forward 5’GGA-ATC-TAC-AAG-GTCTGC-ATT-G-3’& Seg 6L reverse
5’CTT-CAA-AGG-TGT-CTG-ACA-CGT-A-3’que
amplifican una región del segmento 6, cuyo producto de amplificación es de 130 bp.
Primers confirmatorios complementarios: FA-3 & RA-3 según Devold M., Krossoy B.,
Aspehaug V. & Nylund A. (7).
Página
40
�6.6.1.3.
RESULTADOS
El relevamiento sanitario de Salmónidos comenzó en el mes de Octubre de 2006 y
finalizó en Octubre de 2008.
Se muestrearon los ocho establecimientos que se encuentran actualmente en
producción dentro del Embalse Alicura y se establecieron 5 (cinco) puntos de
muestreo para animales silvestres. Para esto se definieron 3 (tres) puntos dentro del
embalse cabecera(Las Coloradas), medio (Malal Huaca) y Cola del Embalse y 2 (dos)
por fuera del mismo, uno sobre el río Limay y otro sobre el río Traful.
RESUMEN DE MUESTRAS POR AÑO
CAMPAÑA Estación
Oct-06
Mar-07
Jun-07
Sep-07
MUESTRAS
TOTAL
verano
otoño
Invierno
primavera
MUESTRAS MUESTRAS
CULTIVO
SILVESTRES
173
151
153
153
82
86
87
83
91
65
66
70
75
83
80
84
75
68
79
75
630
AÑO I
Dic-07
Mar-08
Jul-08
Oct-08
verano
otoño
invierno
primavera
150
151
159
159
AÑO II
619
Se analizaron un total de 1249 individuos durante los dos años de muestreos.
En el primer año se realizaron 4 campañas analizándose un total de 630 ejemplares
correspondiendo 338 a establecimientos de cultivo y 292 a las obtenidas por captura
de animales silvestres y durante el segundo año se realizaron otras 4 campañas
analizándose un total de 619 ejemplares, correspondiendo 322 a las obtenidas en los
establecimientos de cultivo y 297 a captura de animales silvestres.
En cada muestreo se capturaron como mínimo 150 animales.
Detalle de cantidad de animales muestreados por especie en cada campaña:
Muestreo
Fecha
N° Total
Muestrado
1°
2°
3°
4°
5°
6°
7°
8°
Totales
Oct-06
Mar-07
Jun-07
Sep-07
Dic-07
Mar-08
Jul-08
Oct-08
-
173
151
153
153
150
151
159
159
1249
Tai*
Pisciculturas
Tai*
Silvestres
82
86
87
83
75
83
80
84
660
85
56
53
66
71
61
69
71
532
Marrón
*
Silvestres
6
9
12
4
4
5
10
4
54
Ss*
Silvestres
1
2
3
Referencias: *Tai: Trucha arco iris (Oncorhyncus mykiss) *Marrón: Trucha marrón (Salmo trutta) *Ss:
Salmon encerrado (Salmo salar var. sebago).
Página
41
�Sobre el muestreo se indica que:
1. De cada muestreo se realizó el análisis histopatológico de TODAS las muestras
y se analizaron por PCR aquellos ejemplares que presentaban lesiones macro
o microscópicas compatibles con enfermedad infecciosa, de no hallarse
alteraciones específicas, se seleccionan 10 ejemplares de cultivo y 10
ejemplares silvestres al azar.
2. El análisis histopatológico de los dos primeros muestreos se efectuaron en el
INIDEP, el resto en la DILAB.
3. A partir del tercer muestreo se incorporó al diagnóstico la determinación de
ISAV muestreándose además el corazón de cada individuo.
6.6.1.3.1. Resultados del Laboratorio:
I- Análisis anatomopatológicos sobre muestras de 2006-2008
Sobre los 1249 individuos analizados por examen macroscópico y microscópico
(histopatología) se observaron las siguientes lesiones expresadas en la siguiente
tabla:
Tabla de lesiones anatomopatológicas observadas
Tipo de lesión observada
cantidad Tasa %
Reacción fibrosa de mesotelio
1
0,08
Necrosis focal hepática
17
1,36
Infiltrado inflamatorio periductal
5
0,12
Degeneración grasa de hepatocitos
5
0,12
Engrosamiento capsula hepática
2
0,16
Fibrosis hepática peri focal
11
0,88
Nódulos regenerativos de parénquima hepático
3
0,24
Focos de linfohematopoyesis con megaloblastía
1
0,08
Hiperplasia capsulara esplénica
37
2,96
Congestión esplénica
5
0,12
Fibrosis esplénica
23
4,24
Hemorragias focales esplénicas
6
0,48
Pliegue de la capsula esplénica
1
0,08
Hiperplasia capsular de pronefros
2
0,16
Infiltrado inflamatorio en grasa peri renal
1
0,08
Congestión y hemorragias focales en pronefros
6
0,48
Formaciones basófilas esféricas pequeñas en
1
0,08
pronefros
Proliferación eosinófila peri vascular y células
4
0,32
con estructuras basófilos en pronefros
Aumento de melanomacrófagos en pronefros
1
0,08
Material hialino en capsula de Bowman en
1
0,08
metanefros
Quistes parasitarios (Eimeria) en metanefros
1
0,08
Mixosporidium en glomérulo renal en metanefro
1
0,08
Infiltrado de eosinófilos en túbulos del metanefro
4
0,32
Aumento de melanomacrófagos en metanefros
1
0,08
Página
42
Observaciones
�Depósitos de calcio en vías túbulos y lesión
granulomatosa proliferativa en el intersticio del
metanefro
1
0,08
Granuloma focal intersticial en matanefro
Deposito de calcio en túbulos renales de
metanefro
Edema pericárdico
Exudado pericárdico con infiltración linfoidea
Miocarditis focal con infiltración linfoidea crónica
Congestión de vasos coronarios
Pericarditis
Hemorragia pericárdica
Necrosis focal de miocardio
Infiltración linfoidea difusa
Parásitos en miocardio
1
1
0,08
0,08
2
1
5
1
6
4
1
5
1
0,16
0,08
0,12
0,08
0,48
0,32
0,08
Branquias con hiperplasia de
laminillas
primarias y secundarias con metaplasia
escamosa y mucinosa sectorial.
Hiperplasia distal de laminillas primarias y
secundarias, en branquias,
Parásitos macroscópicos en Bazo e Hígado
1
0,08
3
0,24
2
0,16
Fibrosis focal en músculo esquelético
Enteritis necrótica en intestino delgado
Piel con lesiones fúngicas
1
1
1
0,08
0,08
0,08
0,08
Sospecha de
BKD, que
resultó
Negativo a
PCR
Diphylobotrium
ssp
Caso 172504
Diphylobotrium
ssp
Saproliniasis
Conclusión:
En 1249 peces analizados por anatomopatología no se observaron lesiones
específicas o compatibles con ninguna de las enfermedades denunciables para la OIE.
Solamente se observó un caso con lesiones microscópicas sospechosas de BKD, la
cual se descartó por los análisis mediante las técnicas moleculares descritas.
II- Resultados de análisis por Técnicas moleculares sobre muestras de 20062008
A continuación se presentan las tablas que resumen las cantidades de
muestras procesadas por análisis moleculares y sus correspondientes resultados,
discriminados por enfermedad, agente etiológico investigado, órganos procesados y
resultados obtenidos:
Página
43
�Tabla N° 1
Pruebas Diagnosticas de PCR sobre Bacterias y Virus ADN
Enfermedad
SRS
Agente Etiologico
BKD
R. Salmoninarum
P.Salmonis
Organos ext.ADN
EHN
N°TOTAL
EHNV
Determinaciones RESULTADOS
Bazo
Pronefros
Bazo
Pronefros
Bazo
Pronefros
por muestreo
1°
20
20
22
22
3°
20
20
4°
20
20
5°
20
20
6°
20
20
7°
20
20
8°
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
120
132
120
120
120
120
120
120
Negativo
2°
162
162
162
162
162
162
972
Negativo
Muestreo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
N°TOTAL
Determinaciones por
enfermedad y organos
blanco
Tabla N° 2
Pruebas Diagnosticas RT-PCR sobre Virus ARN
Enfermedad
IHN
VHS
IPN
ISA
Agente Etiologico
IHNV
VHSV
IPNV
ISAV
Organos ext.ARN
N°TOTAL
Determinaciones RESULTADOS
Bazo
Pronefros
Bazo
Pronefros
Bazo
Pronefros
Bazo
Pronefros
Corazon
por muestreo
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
Negativo
20
20
20
20
20
20
160
176
180
180
180
180
180
180
162
162
162
162
162
162
162
162
120
1416
Negativo
Muestreo
1°
2°
3°
4°
5°
6°
7°
8°
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
N°TOTAL
Determinaciones por
enfermedad y organos
blanco
Sobre lo expresado en las tablas se indica lo siguiente:
1. Se analizaron 7 enfermedades de declaración obligatoria e importancia
epidemiológica según las recomendaciones de manual OIE, para SRS, BKD,
EHN, IPN, IHN, VHS, e ISA* Para cada diagnóstico se trabajo con tejido de los
siguientes órganos; bazo, pronefros y además corazón (para los casos de
ISAV) como material a procesar.
2. *Se evaluaron los dos primeros muestreos para ISAV sobre contra muestras de
bazo y pronefros conservadas a - 80°C.
Página
44
�Tabla N° 3
Prueba de control
Controles de Extraccion de ADN y ARN sobre organos blanco
PCR 5S rADN 5S Salmo salar
RT- PCR ARNm gen β Actina Salmo salar
Organos
Corazon
N°TOTAL
Bazo
Pronefros
Bazo
Pronefros
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
22
20
20
20
20
20
20
20
20
20
20
20
20
80
88
100
100
100
100
100
100
162
162
162
162
120
768
Muestreo
Controles por
muestreo
1°
2°
3°
4°
5°
6°
7°
8°
N°TOTAL
Controles
ADN, ARN por organo
Se indica que:
• En cada muestreo se controlaron: 60 determinaciones por RT-PCR mARN β
Actina de Salmo salar como controles de extracción, de ARN total e inhibición,
de bazo, pronefros, y corazón. Además de 40 determinaciones como controles
genómicos de ADN total de 5S rADN, bazo y pronefros.
Resumen de los resultados por PCR durante 2006-2008:
Campaña
de
Muestreo
1°
2°
3°
4°
5°
6°
7°
8°
TOTA
L
N° de individuos
analizados por
muestreo por
PCR, RT-PCR
N° total de
determinaciones
diagnosticas sobre los
órganos blanco por
individuo PCR, y
RT-PCR
N° de Controles por
órganos blanco por
individuo PCR, y
RT-PCR
(ADN=2organos,
ARN3=órganos)
20
22
20
20
20
20
20
20
162
280
308
300
300
300
300
300
300
2388
80
88
100
100
100
100
100
100
768
TOTAL
de
determinaciones
RESULTADOS
360
396
400
400
400
400
400
400
3156
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
-
A través de las metodologías de amplificación molecular aplicadas, NO se han
detectado las secuencias especificas de los agentes etiológicos responsables
de las patologías estudiadas.
Página
45
�6.7. MANTENIMIENTO DEL ESTATUS
Habiendo cumplimentado las directrices del Capítulo 1.1.4 del Manual de Pruebas de
Diagnóstico para los Animales Acuáticos 2006 para la demostración de ausencia de
infección, y siguiendo las recomendaciones del punto 3 del mismo capítulo, durante el
año 2009 se realizó un nuevo muestreo para mantenimiento del estatus.
El mismo se llevó a cabo en el mes de noviembre donde se muestrearon los 8
establecimientos de engorde presentes dentro del embalse y se muestrearon los 5
puntos de captura de animales silvestres, establecidos en los muestreos de los años
anteriores.
El muestreo se diseño con un 95% de nivel de confianza y un 2% de prevalencia para
una población mayor a 100.000 animales, determinando un tamaño muestreal de 170
individuos entre animales silvestres y de cultivo.
En esta ocasión se estableció una nueva estrategia de screening diagnostico de las
enfermedades de declaración obligatoria, e importancia epidemiológica, mediante las
técnicas de biología molecular, con el objeto de abarcar a través de los diagnósticos
de PCR y RT PCR todos los individuos muestreados durante la campaña de
mantenimiento de la vigilancia. Se aplico la metodología de pooles de muestras;
examinando los tejidos de los órganos blanco en pooles de tres, agrupándolos en una
sola muestra a testear y en paralelo el análisis histopatologico a cinco órganos de
cada uno de los 1249 individuos muestreados.
Según la enfermedad a analizar, el tejido del órgano a procesar fue; pronefros (BKD,
SRS, EHN, IHN, VHS, IPN) y corazón, pronefros (ISA). Ante la eventual detección de
algún patógeno, agente etiológico, de las patologías estudiadas, se procede a abrir el
pool y verificar individualmente las muestras, para identificar el o los individuos
afectados. Una vez identificado el caso se continuará aplicando los mismos criterios de
aceptación de resultados utilizados hasta ahora, para emitir un resultado confirmado.
RESULTADOS Vigilancia 2009:
A- MUESTRAS COLECTADAS:
AÑO III
2009
Total muestras
171
cultivo
87
Silvestres
84
I- Resultados de anatomopatología aplicadas durante la vigilancia 2009
•
•
Todos los peces que componían la muestra de la vigilancia se procesaron en
paralelo por los análisis anatomopatológicos procesando los órganos blanco
provenientes de los 171 individuos.
Resultados: No se observaron lesiones compatibles o específicas de las
enfermedades infecciosas denunciables para la OIE
Página
46
�II- Resultados Técnicas moleculares aplicadas durante la vigilancia 2009
Tabla N° 1
Pruebas Diagnosticas de PCR sobre Bacterias y Virus ADN
Enfermedad
SRS
Agente Etiologico
P.Salmonis
Pronefros
Organos ext.ADN
Muestreo 2009
Pooles de a 3
BKD
R. Salmoninarum
EHN
N°TOTAL
EHNV
Determinaciones
RESULTADOS
Pronefros
Pronefros
57
57
171
Negativo
57
Tabla N° 2
Pruebas Diagnosticas RT-PCR sobre Virus ARN
Enfermedad
Agente Etiologico
Organos ext.ARN
IHN
IHNV
Pronefros
Muestreo 2009
Pooles de a 3
57
Corazon
VHS
VHSV
Pronefros
57
57
Corazon
IPN
IPNV
Pronefros
Corazon
57
57
57
ISA
ISAV
Pronefros Corazon
57
57
N°TOTAL
Determinaciones
RESULTADOS
por muestreo
456
Negativo
456
Negativo
N°TOTAL
Determinaciones por
114
114
114
114
enfermedad y organos
blanco
Sobre los resultados obtenidos se indica que:
• Durante la campaña de vigilancia sanitaria realizada en el 2009 se realizaron
las pruebas diagnosticas de PCR, RT-PCR sobre las muestras de órganos
blanco en pooles de a tres.
Tabla N°3
Prueba de control
Organos
Muestreo 2009
Controles de Extraccion de ADN y ARN sobre organos blanco
PCR 5S rADN Salmo salar
RT- PCR ARNm gen β Actina Salmo salar
Pronefros
Pooles de a 3
57
N°TOTAL
Controles
ADN, ARN por organo
57
Pronefros
Corazon
57
57
114
N°TOTAL
Controles por
muestreo
171
Sobre los resultados obtenidos se indica que:
• Se controlaron las extracciones de ADN de pronefros en pooles de a 3
mediante 57 reacciones de PCR 5S rADN, como controles de amplificación de
ADN genómico total. 171 individuos totales. 114 extracciones de ARN total
provenientes de 57 pronefros y 57 corazones en pooles de a 3 mediante 114
determinaciones de RT-PCR de ARNm de β Actina.
Página
47
�A través de las metodologías de amplificación molecular aplicadas, NO se
han detectado las secuencias especificas de los agentes etiológicos
responsables de las patologías estudiadas.
6.8. OTRAS ACTIVIDADES DE VIGILANCIA
Control Sanitario previo a movimiento de alevinos
Se realizaron análisis en todas las hatcheries que abastecen alevinos a los
establecimientos de engorde del embalse durante el período 2006-2009, estén estas
dentro o fuera de la zona bajo vigilancia.
De cada establecimiento se tomaron 50 muestras de alevinos, de las cuales 25 se
procesaron por histopatología y otras 25 de procesaron por las técnicas moleculares
antes descritas.
Se analizaron por cada establecimiento 25 ejemplares, (Alevinos enteros u ovas) en
pooles de 5 a través de la técnica de PCR, empleando los mismos protocolos
aplicados en el estudio epidemiológico de vigilancia sanitaria.
Durante el desarrollo del plan sanitario además de aplicar las técnicas de diagnóstico
molecular por PCR sobre tejidos de órganos y sobre alevinos enteros se trabajo en la
puesta a punto de la extracción de ácidos nucleicos de ovas embrionadas y su
posterior procesamiento por PCR y RT PCR con el objetivo de poder aplicar un control
más sobre las importaciones de ovas en cuarentena. (Técnica aun no estandarizada
internacionalmente)
A través de las metodologías de amplificación molecular aplicadas, NO se han
detectado las secuencias especificas de los agentes etiológicos responsables
de las patologías estudiadas.
En los análisis histopatológicos NO se observaron lesiones compatibles con
enfermedades infecciosas, tras el examen de todos los órganos de cada uno de
los alevinos estudiados.
Página
48
�7. CONCLUSIONES
La información incluida en el presente informe permite concluir que:
1. Las presentes conclusiones son específicas para la zona comprendida por la
Cuenca Alta del Río Limay y el Embalse Alicurá, actuando como barrera física
la represa de Alicurá, que es el lugar en donde se desarrollaron los estudios
correspondientes al presente informe.
2. El diseño de los estudios epidemiológicos para las enfermedades virales y
bacterianas correspondientes al presente documento, permiten asegurar con
un 95% de confianza que es posible detectar al menos un individuo reactor
(diagnóstico positivo) si la prevalencia esperada fuera igual o superior al 2%
para cada una de las enfermedades en cuestión.
3. Los análisis de laboratorio determinaron la inexistencia de lesiones anatomo
patológicas compatibles o especificas de las enfermedades infecciosas
estudiadas. Tampoco se detectaron las secuencias especificas de los agentes
etiológicos responsables de las mismas.
4. No se ha detectado la presencia de enfermedad clínica para Necrosis
Hematopoyética
Epizoótica
(EHNV),
Necrosis
Hematopoyética
Infecciosa(IHNV), Septicemia Hemorrágica Viral (VHS), Necrosis Pancreática
Infecciosa (IPN), Anemia Infecciosa del Salmón (ISA), Enfermedad Bacteriana
Renal (BKD) y Piscirickettsiosis (SRS) en la población de salmónidos silvestres
y de cultivo en la zona de la Cuenca Alta de Rio Limay que incluye al Lago
Nahuel Huapi, Lago Traful, ríos Limay y Traful y el embalse de Alicurá hasta la
presa hidroeléctrica del mismo nombre.
5. Los resultados negativos obtenidos en todas las pruebas de diagnóstico, han
demostrado la ausencia de infección y de actividad viral o bacteriana para las
enfermedades EHNV, IHNV, VHS, IPN, ISA, BKD y SRS, de acuerdo con los
supuestos enunciados para el diseño de los estudios epidemiológicos
correspondientes al presente informe expresados en la conclusión Nº2.
6. El Servicio veterinario posee la capacidad o competencia técnica de su
personal como la capacidad financiera de recursos a su disposición (otorgados
por medio de los instrumentos legales correspondientes: leyes, decretos y
resoluciones) que permiten un correcto funcionamiento del Servicio para
mantener un sistema de vigilancia eficaz, y la posibilidad de enfrentar
situaciones sanitarias de emergencia.
7. Se ha realizado capacitación permanente desde comienzos del presente plan
de trabajo tanto a los agentes del servicio nacional de laboratorio y campo,
como a productores, técnicos y profesionales involucrados.
8. Se cuenta con un Laboratorio Nacional de Referencia, el cual presenta
instalaciones adecuadas para el diagnóstico de las enfermedades de
salmónidos estudiadas por las técnicas de Histopatología y PCR convencional
y PCR Real Time.
9. La Legislación vigente ampara las acciones de vigilancia y prevención de las 7
enfermedades estudiadas.
Página
49
�10. Todos los establecimientos que se encuentran en la zona libre, así como
también las hatcheries extrazona que abastecen alevinos a los
establecimientos de engorde de la zona, se encuentran inscriptos en los
Registros RENSPA y RENACUA, por lo que se hallan identificados y
georeferenciados.
11. El movimiento de los animales se encuentra registrado en el sistema
veterinario oficial a través del correspondiente Documento de Transito animal
(DTA).
12. Las importaciones de ovas se encuentran controladas bajo un sistema de
cuarentena y diagnósticos previos a la liberación de los procesos
cuarentenarios de importación y el correspondiente traslado al establecimiento
de destino final.
13. Las acciones de vigilancia activa y el diseño de muestreo se determinó en base
a las recomendaciones de la Sección 2. 1. Capítulo I. 1. B de Enfermedades de
los peces del Manual de Diagnóstico para los Animales Acuáticos 2006 y el
Código Sanitario 2009 de la OIE.
14. El diseño llevado a cabo se considera suficientes para considerar a la Zona
bajo vigilancia epidemiológica, antes definida, como Libre de las Enfermedades
ya indicadas.
8. Glosario
LOTE: grupo de la misma especie que comparte un mismo suministro de agua y que
se origina de una misma descendencia o población reproductora. (Manual OIE, 2006)
ZONA: desde el manantial de un río hasta una barrera que impide la introducción de
una enfermedad.
HATCHERY: Establecimiento de acuicultura donde se realiza la reproducción y cría de
juveniles.
Página
50
�9. Referencias Bibliográficas
1. Alvarez, M. A, 2005. Relevamiento de Lagos, Lagunas y Embalses de la
Región Patagónica y su uso potencial en acuicultura. Dirección de Acuicultura,
SAGPyA, 121 pp
2. Anna Wargelius. Per Gunnar Fjelldal. Tom Hansen. Heat shock during early
somitogenesis induces caudal vertebral column defects in Atlantic salmon
(Salmo salar) Dev Genes Evol (2005) 215: 350–357
3. Blake, S.L., Schill, W.B., Mcallister, P.E., Lee, M-K, Singer, J.T. y Nicholson,
B.L. (1995). Detection and identification of Aquatic birnaviruses by PCR assay.
Journal of Clinical Microbiology 33: 835-839.
4. Chase D.M. & Pascho R.J. (1998). Development of a nested polymerase chain
reaction for amplification of a sequence of the p57 gene of Renibacterium
salmoninarum that provides a highly sensitive method for detection of the
bacterium in salmonid kidney. Dis. Aquat. Org., 34, 223-229.
5. Chien M.S., Gilbert T.L., Huang C., Landolt M.L., O'Hara P.J. & Winton J.
(1992). Molecular cloning and sequence analysis of the gene coding for the 57
kDa major soluble antigen of the salmonid fish pathogen Renibacterium
salmoninarum. FEMS Microbiol. Lett., 96, 259-266.
6. Código Sanitario para la Animales Acuáticos de OIE, 2009.
7. Devold M., Krossoy B., Aspehaug V. & Nylund A. (2000). Use of RT-PCR for
diagnosis of infectious salmon anaemia virus (ISAV) in carrier sea trout Salmo
trutta after experimental infection. Dis. Aquat. Org., 40, 9-18.
8. FAO 2009: http://www.fao.org/forestry/country/18310/es/arg/
9. Luchini, L., 2004. Calidad Sanitaria en relación al cultivo de Salmónidos: Lago
Nahuel Huapi, Embalses de Alicurá y Piedra del Águila. Dirección de
Acuicultura, SAGPyA, pp 108.
10. Marsh I.B., Whittington R.J., O'Rourke B., Hyatt A.D. & Chisholm O. (2002).
Rapid differentiation of Australian, European and American ranaviruses based
on variation in major capsid protein gene sequence. Molec. Cell. Probes, 16,
137-151.
11. Marshall S., Heath S., Henriquez V. & Orrego C. (1998). Minimally invasive
detection of Piscirickettsia salmonis in cultivated salmonids via the PCR.
Applied and Environmental Microbiology 64, 3066–3069.
12. Mauel M. J., Giovannoni S.J. & Fryer J.L. (1996). Development of polymerase
chain reaction assays for detection, identification, and differentiation of
Piscirickettsia salmonis. Dis. Aquat. Org., 26, 189-195.
13. Mjaaland S., Rimstad E. & Cunningham C.O. (2002). Molecular diagnosis of
infectious salmon anaemia. In: Molecular Diagnosis of Salmonid Diseases,
Cunningham C.O., ed. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The
Netherlands, 1-2
Página
51
�14. Pendas, A.M., Moran, P.& Garcia Vazquez, E. (1994) Chromosomal location
and nucleotide sequence of two tanden reapeats of the Atlantic salmon 5S
rDNA. Cytogentics and Cell Genetics 67, 31- 36.
15. Williams, K., Blake, A., Sweeney, A. (1999). Multiplex reverse transcriptase
PCR assay for simultaneous detection of three fish viruses. Journal of Clinical
Microbiology 37: 4139-4141.
16. Winton J.R. & Einer-Jensen K. (2002). Molecular diagnosis of infectious
hematopoietic necrosis and viral hemorrhagic septicemia. In: Molecular
Diagnosis of Salmonid Diseases. Cunningham C.O., ed. Kluwer, Dordrecht,
The Netherlands. pp. 49-79
17. Tabashi Hibiya An Atlas of Fish Histology Normal and Pathologycal Features1982- Edit. Kodansha-ISBN 0-98574- 174-1.
18. Métodos Histotecnológicos AFIP-USA-1995- ISBN 1-881041-21-2
19. Manual of Histologic Staining Methods of the Armed Forces Institute of
Pathology- Third Edition-196820. Manual of Diagnostic Test for Aquatic Animals –OIE-2006- Fith Edition ISBN
92-9044-682-x.21. James R. Winton. Fish Health Management
22. Handbook of Trout and Salmon Diseases, 3th Edition-1997.23. Sloss- Kemp- Zajal, Veterinary Clinical Parasitology –Iowa State University
Press / Ames-6th Edition-1994.24. Procedimientos Normalizados de Trabajo –PNTA- Edición 2- Instituto de
Acuicultura, Universidad de Santiago de Compostela, España.-
ANEXO I
Laboratorios de Referencia de OIE:
Controles Positivos para las pruebas de PCR, RT-PCR:
Controles Positivos BKD R. salmoninarum:
DNA purificado de cultivo BKD reconstituido en Tris 10 mM pH 8 provistos por:
Dr J. Winton
Western Fisheries Research Center, 6505 N.E. 65th Street,
Seattle, Washington 98115,
UNITED STATES OF AMERICA
Tel.: (1.206) 526.65.87, Fax: (1.206) 526.66.54,
E-mail: jim_winton@usgs.gov
Controles Positivos SRS P. Salmonis:
Página
52
�Cultivo P. Salmonis inactivado con Trizol (Invitrogen) Provistos por:
Dr. Esteban Turic
Biogénesis Bagó S.A. Argentina.
Ruta Panamericana Km 38,2, Garín - Prov. de Bs.As.
ARGENTINA
Tel/Fax: (03327) 448333
Email: info@biogenesisbago.com
Controles Positivos EHNV:
DNA EHNV purificado liofilizado provistos por:
Dr R. Whittington
Faculty of Veterinary Science, University of Sydney,
425 Werombi Road, Private Bag 3, Camden NSW 2570,
AUSTRALIA
Tel.: (61.2) 93.51.16.11., Fax: (61.2) 93.51.16.18
E-mail: richardw@camden.usyd.edu.au
Controles Positivos IHNV:
Cultivo inactivado en buffer AVL Qiamp Viral RNA kit (Qiagen) provistos por:
Dr J. Winton
Western Fisheries Research Center, 6505 N.E. 65th Street,
Seattle, Washington 98115,
UNITED STATES OF AMERICA
Tel.: (1.206) 526.65.87, Fax: (1.206) 526.66.54,
E-mail: jim_winton@usgs.gov
Controles Positivos cultivo VHSV:
Cultivo inactivado RNAlater (Qiagen) provistos por:
Dr N.J. Olesen
Danish Institute for Food and Veterinary Research, Hangovej 2,
DK-8200 Aarhus N,
DENMARK
Tel.: (45) 89.37.24.31, Fax: (45) 89.37.24.70
E-mail: njo@dfvf.dk
Controles Positivos Cultivo IPNV:
Cultivo inactivado (incubación a 60°C y congelación seca, heat 60ºC freeze dried)
provistos por:
Dr P. Dixon
The Centre for Environment, Fisheries & Aquaculture Science (CEFAS),
Barrack Road, Weymouth, Dorset DT4 8UB,
UNITED KINGDOM
Tel.: (44.1305) 20.66.42, Fax: (44.1305) 20.66.01
E-mail: peter.dixon@cefas.co.uk
Página
53
�Controles Positivos IPNV:
Cultivo inactivado con Trizol (Invitrogen) Provistos por:
Dr. Esteban Turic
Biogénesis Bagó S.A. Argentina.
Ruta Panamericana Km 38,2, Garín - Prov. de Bs.As.
ARGENTINA
TEL/FAX: (03327) 448333
Email: info@biogenesisbago.com
Controles Positivos Cultivo ISAV:
Cultivo inactivado Buffer AVL Qiamp Viral RNA (Qiagen) y tejido de pronefros
infectado en RNAlater (Qiagen) provistos por:
Dr B. Dannevig
National Veterinary Institute, Ullevålsveien 68,
P.O. Box 8156 Dep., 0033 Oslo,
NORWAY
Tel.: (47.23) 21.64.04, Fax: (47.23) 21.63.01
E-mail: birgit.dannevig@vetinst.no
Controles Positivos ISAV:
Controles clonados cDNA ISAV purificado y RNA ISAV precipitado en etanol
provistos por:
Dr F. Kibenge
Atlantic Veterinary College, Department of Pathology and Microbiology, Faculty of
Veterinary Medicine,
University of Prince Edward Island 550 University Avenue, Charlottetown, Prince
Edward Island, C1A 4P3
CANADA
Tel: (1.902) 566.09.67 Fax: (1.902) 566.08.51
Email: kibenge@upei.ca
Controles Negativos para las pruebas de PCR, RT-PCR:
Los controles negativos se obtuvieron de peces SPF (specific pathogens free)
certificados, libres de patógenos de las especies Salmo salar y Oncorhynchus kisutch,
utilizando la misma metodología anteriormente descripta para la toma de muestras de
los individuos a estudiar. Los órganos de los peces SPF extraídos se conservaron a -80º
C, Los peces fueron provistos en el 2006 por:
Dr. Esteban Turic
Biogénesis Bagó S.A. Argentina.
Ruta Panamericana Km 38,2, Garín - Prov. de Bs.As.
ARGENTINA
TEL/FAX: (03327) 448333
Email: info@biogenesisbago.com
Laboratorio productor de vacunas de IPN y SRS.
Página
54
�
Dublin Core
The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/.
Title
A name given to the resource
Publicaciones SENASA
Dublin Core
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Title
A name given to the resource
Autodeclaración de zona Libre de Necrosis Hematopoyética Infecciosa, Necrosis Hematopoyética Epizootica, Anemia Infecciosa del Salmón, Necrosis Pancreatica Infecciosa, Septicemia Hemorragica Viral, Enfermedad Bacterial Renal y Pisciricketsiosis en la cuenca alta del Rio Limay que incluye al Embalse de Alicura, en la República Argentina.
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2010
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0080
Abstract
A summary of the resource.
El objetivo del presente informe es presentar las evidencias de la ausencia de infección de Necrosis Hematopoyética Epizoótica (EHNV), Necrosis Hematopoyética Infecciosa(IHNV), Septicemia Hemorrágica Viral (VHS), Necrosis Pancreática Infecciosa (IPN), Anemia Infecciosa del Salmón (ISA), Enfermedad Bacteriana Renal (BKD) y Piscirickettsiosis en base al Cap ítulo 1.4 del Código Sanitario para los Animales Acuáticos 2009 y el Capítulo 1.1.4 del Manual de Pruebas de Diagnóstico para los animales acuáticos 2006 de la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE), en la Zona Cuenca Alta de Rio Limay que incluye al Embalse de Alicura hasta la presa hidroeléctrica en la República Argentina.
Enfermedades de los Peces
-
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Programa de Control de Enfermedades de las Abejas
apicultura@senasa.gov.ar
Año 2010
RECOMENDACIONES PARA EL CONTROL DE VARROOSIS
El contenido técnico del presente texto fue revisado y consensuado en el ámbito de la CONASA
(Comisión Nacional de Sanidad Apícola)
La Varroosis es una parasitosis que afecta a las abejas adultas y a sus crías causando serias
pérdidas en la producción apícola del país.
Es causada por un ácaro denominado Varroa destructor. Es un parásito externo que cumple
un ciclo de vida complejo, fijándose a las abejas y succionando su hemolinfa.
Para reproducirse ingresa a las celdas, atacando a la cría y afectando su desarrollo.
El objetivo de las siguientes recomendaciones es brindar a los apicultores una herramienta
técnica, necesaria para disminuir los niveles de infestación de esta parasitosis, evitar la
mortandad de colonias y los riesgos de que permanezcan en la miel residuos de los
productos acaricidas utilizados, por encima de los niveles permitidos.
Existen variadas alternativas de control de esta parasitosis, pero todas ellas relacionadas
con la dinámica reproductiva del ácaro, con las características climatológicas del lugar, la
disponibilidad de productos acaricidas, el tipo de abejas que constituyen a las colonias
afectadas. Por lo tanto, resulta necesario diseñar estrategias de control adaptadas a cada
región en particular.
Aplicando una estrategia de control efectiva logrará:
Disminuir los niveles de infestación de su apiario
Reducir mortandad de colonias
Aumentar su producción y
Evitar el riesgo que permanezcan residuos por encima de los niveles permitidos
ESTRATEGIA DE CONTROL
Toda estrategia de control debe incluir:
A. MONITOREOS PERIODICOS
B. DISEÑO DE LA CURVA POBLACIONAL Y PLAN DE CURA
C. CORRECTA ELECCION DE PRODUCTOS ACARICIDAS
A. MONITOREOS PERIODICOS
La importancia de realizar monitoreos
La carga de ácaros presente en las colmenas nos indica la gravedad de la parasitosis. A su
vez, a través de la carga parasitaria podremos evaluar el éxito de los tratamientos aplicados
y decidir en qué momento y con qué productos nos conviene curar.
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Año 2010
Para ello, se recomienda realizar la “Prueba del Frasco”, considerada sencilla y de bajo
costo. Mediante esta prueba podremos determinar el porcentaje de infestación de ácaros
sobre abejas adultas.
¿Cuándo realizar la “Prueba del Frasco”?
Se deben realizar monitoreos antes, durante y después de la aplicación del tratamiento.
También en momentos clave del ciclo productivo para tomar decisiones en cuanto a la
necesidad de aplicar otros tratamientos, por ejemplo antes de ingresar al período invernal o
al salir del mismo y comenzar una nueva temporada. La muestra de un apiario resulta
representativa cuando se toman muestras individuales del 10% de las colmenas o al
menos 6 muestras por apiario.
CANTIDAD DE COLMENAS
COLMENAS A MUESTREAR
Mas de 60
10%
Menos de 60
6
¿Cómo realizar la “Prueba del Frasco”?
1. Elementos necesarios:
• Frasco de boca ancha
• Agua y alcohol en partes iguales (se agrega antes o después de la recolección de abejas)
• Sistema de colador doble
2. Toma de muestras: Las muestras son individuales de por lo menos el 10% de las
colmenas que conforman el apiario o de 6 colmenas cuando lo conforman menos de 60. La
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Año 2010
Prueba del Frasco estima el porcentaje de infestación en estado forético (infestación sobre
abejas adultas).
Se realiza a partir de la recolección de aproximadamente 300 abejas nodrizas. La muestra
se obtiene tomando el cuadro con una mano, el frasco con la otra y deslizándolo suavemente
de arriba hacia abajo para que caigan las abejas. Se debe recolectar de ambas caras de 3
cuadros diferentes de la cámara de cría. En lo posible, elegir cuadros separados entre sí y
con predominancia de cría abierta.
3. Agitar: Se agitará el recipiente (abejas + alcohol/agua) durante un mínimo de 5 minutos
para favorecer el desprendimiento de los ácaros. Luego lavar la muestra con abundante
agua para evitar que los parásitos queden adheridos a las abejas.
4. Filtrar: el contenido mediante tamiz doble (uno retiene abejas, el otro, con criba más
pequeña, retiene a los ácaros).
5. Conteo: ácaros y abejas por separado.
6. Calcular el % de infestación: dividiendo ácaros sobre abejas y multiplicando por 100.
Ácaros
Abejas
X 100
=
PORCENTAJE DE
INFESTACIÓN
El resultado del monitoreo luego de la correcta acción de un tratamiento acaricida, no
debería superar el 1%. Si fuera superior, se debe tener en cuenta el momento del año, la
cantidad de cuadros con cría y a partir de ello evaluar la posibilidad de aplicar un nuevo
tratamiento.
La lectura de los resultados siempre debe vincularse a la presencia de cría en las colonias y
la posibilidad de que esa cantidad de crías aumente o disminuya; y con ella la población total
de ácaros. Si, por ejemplo, en el mes de octubre en cualquier zona del país se obtiene un
resultado del 2% implica un alerta porque el nido de cría está en plena expansión y las
posibilidades de que la población de ácaros se incremente es muy grande. Si, en cambio, se
obtiene el mismo resultado en el mes de junio, cuando la cantidad de cría disponible es muy
poca y por lo tanto es remota la posibilidad de que los ácaros se reproduzcan, el resultado
del 2% no es tan alarmante.
Es imprescindible realizar los conteos de ácaros previamente, durante y
después del tratamiento; y hacer una correcta interpretación de los resultados.
Se sugiere requerir asesoramiento técnico para la toma de decisiones.
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B. DISEÑO DE LA CURVA POBLACIONAL Y PLAN DE CURA
Curvas poblacionales
La CURVA POBLACIONAL, expresa los cambios que sufren las poblaciones de abejas
durante el año, que a su vez, serán similares a los que sucedan en la población de ácaros.
Al aumentar o disminuir la cantidad de crías de abejas aumentará o disminuirá de igual
forma la reproducción del ácaro.
Esta dinámica puede expresarse en la CURVA POBLACIONAL y nos permitirá, a través de su
análisis, saber o suponer la evolución de la parasitosis y el momento indicado para realizar
los tratamientos correspondientes.
Es por ello que antes de diseñar y aplicar una estrategia se recomienda conocer la curva de
dinámica poblacional de ácaros y abejas de la zona.
CURVA POBLACIÓN MODELO
60000
ABEJAS
50000
40000
30000
20000
10000
ABEJAS
Jun
May
Abr
Mar
Feb
Ene
Dic
Nov
Oct
Sep
Ago
Jul
0
MESES
Curva población modelo. Esta curva representa una región del sudeste de la provincia de Buenos
Aires. A partir de este ejemplo, en cada zona se podrá trazar su propia curva según clima y floración.
Basándonos en la curva de la zona, la entrada principal de néctar y el periodo de carencia
del producto elegido, podremos decidir los momentos adecuados y los tipos de tratamientos
a aplicar. Además, partiendo de curvas poblacionales conocidas, podremos adelantarlas o
prolongarlas ya sea por incentivo de colonias o por trashumancia, y tomar nuevas decisiones
sobre los tratamientos a aplicar.
Tratamientos
Los tratamientos deben programarse de acuerdo a:
Las curvas de población en sus apiarios
La carga parasitaria (Prueba del Frasco) y
La fecha de inicio del flujo principal de néctar (relacionarla con el Período de
Carencia del producto elegido)
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Año 2010
NUNCA DEBE OMITIRSE LA CURA POS-COSECHA
Tener en cuenta que la poscosecha es el momento crítico para la colonia pues el
prolongado tiempo transcurrido desde la última aplicación de un producto acaricida y la
constante disponibilidad de celdas de crías permitirá la multiplicación incesante de
varroas. En este momento nacen las abejas con las cuales invernará la colonia y debemos
asegurarnos de que no desarrollen parasitadas y se reduzca así su vida media. Si se deja
pasar mucho tiempo luego de la cosecha, se irá reduciendo el número de abejas que
conforman la colonia y creciendo la proporción con respecto al número de ácaros, las abejas
de la invernada vivirán menos y, si la colonia logra sobrevivir, llegará a la invernada muy
debilitada, con pocas posibilidades de superarla. Por todo eso, el tratamiento luego de la
cosecha es crucial para mantener sanas y vivas las colonias.
¿Cuándo es necesario aplicar otro tratamiento?
Para decidir sobre la aplicación o no otro tratamiento anual se debe evaluar la carga
parasitaria regularmente, incluso en momentos en los cuáles no se prevé aplicar un
tratamiento.
Por ejemplo, si curó en poscosecha, es imprescindible evaluar la carga parasitaria en
primavera temprana, pues es posible que la infestación en fase forética supere el 1% y sea
necesario otro tratamiento antes de que se expanda el nido de cría.
Tratamientos coordinados
Para lograr y mantener con éxito el control de la parasitosis en su apiario deberá evitar la
reinfestación a través de los apiarios cercanos. Para ello, se recomienda organizar
monitoreos continuos y la aplicación de tratamientos en forma coordinada con los
apicultores vecinos y así eliminar, en forma masiva, la mayor cantidad de ácaros de la
región. Esta recomendación esta basada en la enorme incidencia que tiene la reinfestación
en zonas con alta densidad de colmenas.
C. CORRECTA ELECCIÓN DE PRODUCTOS ACARICIDAS
Cómo elegir y utilizar los productos acaricidas
Elija productos acaricidas que estén aprobados para su uso en abejas por el
SENASA
Tenga en cuenta que todo medicamento que coloque en la colmena, puede dejar
residuos en los productos apícolas (miel, polen, propóleos) que luego serán
destinados a consumo humano.
Aplicando la dosis correcta evita el desarrollo de resistencia por parte del ácaro y
la aparición de residuos en los productos
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Año 2010
¿Cuáles son las características de los productos aprobados?
Están compuestos por un principio activo y excipientes
Son formulaciones conocidas y estables
Conocemos la dosis que se aplica en cada tratamiento.
Sabemos cómo se comporta el principio activo en la colmena y la concentración de
residuos que puede permanecer en los productos obtenidos.
El rótulo aclara la información necesaria para la forma correcta de aplicación y el
período de carencia (PC).
¿Cuáles son las características de los productos ilegales?
Los productos que no se encuentran aprobados por SENASA para uso en apicultura son
productos ilegales (mal llamados “artesanales”).
No poseen dosis conocidas ni soporte adecuado
No tienen ningún control de calidad durante su elaboración
Carecen de controles farmacológicos que permitan determinar su periodo de
carencia
Pueden provocar mortandad por intoxicación de abejas adultas o crías
Por no presentar dosis adecuadas contribuyen al desarrollo de resistencia por
parte de los ácaros.
Rotación de principios activos ¿por qué debemos rotar los principios activos?
La rotación de los principios activos evita la aparición de ácaros resistentes a los
medicamentos. Por ello se deben elegir productos formulados con diferentes familias de
drogas entre una cura y otra, para no repetir principios activos. Aunque los acaricidas
orgánicos poseen baja probabilidad de producir resistencia, tampoco se aconseja utilizar
siempre el mismo acaricida orgánico. Lo ideal es rotar las moléculas de síntesis con la
incorporación de algún producto elaborado con una molécula orgánica. De esta manera se
buscará volver a utilizar la primera molécula de síntesis recién tres años después de haber
sido utilizada. Si por ejemplo, en el tratamiento pos cosecha utilizamos cumafós, en la
primavera utilizaremos un orgánico como el ácido fórmico, oxálico o timol, y el próximo
tratamiento pos cosecha lo haremos con un piretroide o con amitraz.
Período de carencia o Período de Retirada : Se refiere al tiempo que transcurre desde
la finalización del tratamiento hasta el inicio del próximo flujo de néctar.
Respetando el periodo de carencia, la dosis y modo de aplicación indicados en los marbetes
de los productos veterinarios se evitará la permanencia de residuos por encima de las
concentraciones aceptadas.
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Año 2010
Se recomienda consultar regularmente el listado de productos acaricidas aprobados por el
SENASA para su uso en apicultura.
El listado puede ser extraído de: www.senasa.gov.ar o solicitado a la Coordinación de
Productos Farmacológicos, Veterinarios y Alimentos para Animales.
LA ELECCIÓN DE PRODUCTOS APROBADOS PARA SU USO EN ABEJAS, CONTRIBUYE A
MANTENER LAS COLONIAS SANAS Y EQUILIBRADAS, REDUCIENDO LA MORTANDAD
INVERNAL, ASEGURANDO MAYOR PRODUCCIÓN Y GARANTIZANDO LA INOCUIDAD DE
LOS PRODUCTOS OBTENIDOS.
CONTACTESE CON UN TECNICO ESPECIALIZADO QUE LE AYUDE A ELEGIR LA MEJOR
OPCION PARA CONTROLAR LA VARROASIS EN SUS COLMENAS.
�
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Title
A name given to the resource
Publicaciones SENASA
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Title
A name given to the resource
Recomendaciones para el control de Varroosis
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2010
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Programa de Control de Enfermedades
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0081
Abstract
A summary of the resource.
El objetivo de las siguientes recomendaciones es brindar a los apicultores una herramienta técnica, necesaria para disminuir los niveles de infestación de esta parasitosis, evitar la mortandad de colonias y los riesgos de que permanezcan en la miel residuos de los productos acaricidas utilizados, por encima de los niveles permitidos.
ENFERMEDADES DE LAS ABEJAS
-
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1523dce9436c553a88471cf0b00e6e6d
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MANUAL
ILUSTRADO EN
TUBERCULOSIS
PARA EL PERSONAL DE LA
INSPECCIÓN VETERINARIA EN
FRIGORÍFICOS Y MATADEROS
BOVINOS
��Dr. Torres, Pedro M. – Jefe del Programa de Tuberculosis –
DPS – DNSA – Senasa
Dr. Kistermann, Juan Carlos – Programa de Tuberculosis –
DPS – DNSA – Senasa
Dr. Bernasconi, Gustavo – Programa de Tuberculosis – DPS
– DNSA – Senasa
Dra. Josefina Lacunza – Programa de Tuberculosis – DPS –
DNSA – Senasa
Dr. Hasenbalg, Adolfo – Supervisor área de Inocuidad y
Calidad Agroalimentaria Centro Regional Metropolitano –
Senasa
Dr. Navarro, Rubén – Supervisor área Sur de Inocuidad y
Calidad Agroalimentaria Centro Regional Santa Fe – Senasa
Dr. Sosa, Edgardo – Jefe de Servicio de Inspección
Veterinaria Frigorífico JBS ARGENTINA SA (N° Oficial: 13)
Dr. Biedermann, David – Inspector Veterinario Frigorífico
JBS ARGENTINA SA (N° Oficial: 13)
Dra. Canal, Ana María – Profesora Asociada de Patología
Veterinaria – Facultad de Ciencias Veterinarias – Universidad
Nacional del Litoral
��INDICE
Introducción.................................................................................................. 5
Reglamento vigente (4238)........................................................................... 6
Guía para la inspección en faena de bovinos................................................. 8
Puntos.......................................................................................................... 9
Fotos
Cabeza.................................................................................................................10
Vísceras...............................................................................................................11
Res......................................................................................................................16
Instructivo para remisión y recolección de muestras en faena.........................23
Fotos. Lesiones compatibles con TB
Cabeza.................................................................................................................26
Vísceras...............................................................................................................28
Fotos. Diagnósticos diferenciales
Actinobacilosis....................................................................................................40
Leucosis..............................................................................................................41
Intestino delgado con paratuberculosis y nódulos parasitarios........................42
Abscesos.............................................................................................................43
Fasciola hepática................................................................................................44
Hidatidosis..........................................................................................................46
Adenocarcinoma.................................................................................................48
Planillas
Planilla de necropsia..........................................................................................49-50
Remisión de muestras........................................................................................51
��Manual ilustrado en Tuberculosis
INTRODUCCIÓN
La Tuberculosis bovina (TB) es una enfermedad infecciosa, crónica, zoonótica, producida por el Mycobacterium bovis. Dicha micobacteria conjuntamente con M. tuberculosis, M. africanum, M. microtis, cepa BCG,
M.pinnipedii y M. tuberculosis subsp. caprae, pertenecen a lo que se denomina el Complex Mycobacterium
tuberculosis.
A pesar de que el huésped primario es el bovino, otras especies de interés económico como los cerdos son
infectados con M. bovis.
Este bacilo causa en el ganado una enfermedad similar a la TBC humana, conduciendo a una baja producción de leche y carne.
El control y erradicación de la TB se basa en la prueba tuberculínica, seguida del sacrificio de los animales
reactores y acompañada por la vigilancia epidemiológica (VE) en mataderos y frigoríficos, donde la inspección veterinaria dirigida a detectar animales con lesiones ha alcanzado excelente organización y calidad en
los países desarrollados.
El objetivo prioritario de la inspección veterinaria es establecer una barrera de protección para el consumidor, preservando la calidad higiénico-sanitaria del producto final.
La experiencia de muchos países ha demostrado que las posibilidades que presentan los frigoríficos y mataderos como elemento fundamental de la VE exceden este primer objetivo de calidad higiénico sanitaria.
El Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa), a través del Programa de Tuberculosis
Bovina dependiente de la Dirección de Programación Sanitaria (DPS) establece el Plan Nacional de Control y Erradicación de la Tuberculosis Bovina en el año 1999 y actualizada en 2012 (Resolución Senasa N°
128/2012), el cual contempla la vigilancia epidemiológica en faena. Esta contribuye a estimar la prevalencia
de la enfermedad, mediante la observación macroscópica de los animales faenados en los frigoríficos y
mataderos con inspección federal, provincial y municipal, por los inspectores veterinarios de los mismos y
registrar en planillas y/o soporte magnético.
La importancia del registro de las tropas faenadas de aquellos animales que no han presentado lesiones
macroscópicas, radica en que dicho dato representa en su medida a aquellos establecimientos en donde no
está presente la enfermedad.
En las primeras etapas de un programa de control, en regiones donde se estima una alta prevalencia, el
diagnóstico de situación puede apreciarse por los animales con lesiones tuberculosas macroscópicas diagnosticadas durante el examen post mortem, en la faena.
Este dato se puede extrapolar a la población ganadera de la región considerando, además, que una proporción del ganado estará infectado con lesiones microscópicas no detectables a la inspección veterinaria.
Esta estimación adolece de algunos sesgos, dependiendo de la edad y categoría de animales faenados,
que pueden no representar a la población ganadera de la región, según el destino de la faena (ya sea para
consumo interno o exportación), del número de animales infectados (reactores positivos) de la zona y de la
confiabilidad y la capacitación de los profesionales y técnicos en el reconocimiento de lesiones tuberculosas.
Dado entonces que muchos granulomas son idénticos en apariencia, es imperativo que los mismos sean
remitidos al laboratorio.
5
�REGLAMENTACIóN BROMATOLóGICA NACIONAL VIGENTE PARA LA INSPECCIóN DE HACIENDA
EN MATADEROS Y FRIGORíFICOS (DECRETO Nº 4238/68)
Decreto 4238/68
Capítulo XI
11. Examen post-mortem
Tuberculosis
11. 5. 62
La res en que se compruebe tuberculosis, queda excluida para la exportación.
Decomiso total
11. 5. 63
(Decreto PEN N° 1714 del 12/07/83).
Se procederá al decomiso total de la res, cabeza y sus vísceras:
a) Cuando concomitantemente con lesiones tuberculosas haya presentado fiebre inmediatamente antes
de su sacrificio.
b) Cuando la tuberculosis sea concomitante con un estado caquéctico.
c) Cuando se comprueben alteraciones de origen tuberculoso en músculos o tejidos intramusculares o
huesos, articulaciones o ganglios linfáticos intramusculares como resultado del pasaje del bacilo a
través de los músculos, huesos o articulaciones.
d) Cuando presente lesiones tuberculosas miliares simultáneas en dos parénquimas o en un parénquima y una de las serosas esplácnicas o extendidas a las dos serosas esplácnicas o una tumefacción
de los ganglios linfáticos cualquiera fuera la localización de las lesiones miliares.
e) Cuando presente lesiones tuberculosas caseosas comprobadas a la vez sobre órganos de las grandes cavidades esplácnicas con alteraciones de sus serosas.
f) Cuando haya generalización, debiendo considerarse como tal:
1) Cuando además de las lesiones tuberculosas localizadas en el aparato respiratorio o digestivo,
incluyendo sus ganglios, se comprueba en uno de los siguientes órganos: bazo, riñones, útero, ubre,
ovarios, testículos, cápsula adrenal, cerebro y médula espinal o sus membranas.
2) Cuando presente numerosos tubérculos uniformemente distribuidos en los dos pulmones
3) Cuando presente lesiones tuberculosas que indiquen colapso reciente de las defensas orgánicas,
como ser tuberculosis acinosa generalizada de los pulmones, bronconeumonía de aspecto sarcomatoso, tuberculosis caseosa masiva de un órgano, tuberculosis exudativa de pleura, peritoneo, pericardio o meninges, tuberculosis hipertrofiante caseosa.
4) Cuando los ganglios linfáticos presenten procesos semicaseosos, congestivos, edematosos con focos
hemorrágicos en las zonas marginales o alteraciones hipertróficas como consecuencia de una infección tuberculosa aguda generalizada.
Comisos parciales
11. 5. 64
Cuando la res presente lesiones tuberculosas de un órgano de una sola cavidad esplácnica con alteración
de la serosa correspondiente como consecuencia de un proceso originado por infección por antigüedad, se
destinará el cuarto diafragma a conserva, extirpando la lesión.
Lesiones fibrosas o calcificadas
11. 5. 65
Cuando se observen lesiones fibrosas o calcificadas en los órganos de las dos grandes cavidades esplácnicas con alteraciones poco extendidas de las serosas correspondientes, siempre que se compruebe que no
hay evidencia de una invasión reciente de bacilos por el sistema sanguíneo o linfático, la res será destinada
a conserva.
Cabeza
11. 5. 66
Las cabezas con lesiones tuberculosas serán decomisadas a digestor, con excepción de aquellas que per6
�Manual ilustrado en Tuberculosis
tenezcan a reses que por no presentar lesiones tuberculosas se han librado al consumo y siempre que no
presente más de dos (2) ganglios linfáticos afectados.
Comiso con destino a digestor
11. 5. 67
Se comisará con destino a digestor, todo órgano afectado de tuberculosis o cuando solamente lo esté el
ganglio linfático correspondiente.
Normas de aplicación
11. 5. 68
Excluido el proceso anátomo-patológico indicado en el inciso 4) del apartado 11.5.63, se
procederá de la manera siguiente:
a) Cuando las lesiones son leves, localizadas o encapsuladas, puede extraerse el ganglio linfático, sin
practicarse comisos.
b) Cuando están afectados los ganglios linfáticos cervicales, estén o no afectados los de la cabeza,
solamente se extirparán los mismos.
c) Cuando los ganglios linfáticos subdorsales estén afectados y no se hallen otras cesiones, se extirparán los ganglios sin dar lugar a comiso.
d) Cuando se halle afectado el ganglio linfático preescapular, el cuarto será destinado a conserva.
e) Cuando se halle afectado el ganglio linfático prepectoral, el cuarto se destinará a conserva.
f) Cuando se halle afectado el ganglio linfático preesternal, el cuarto se destinará a conserva.
g) Cuando se hallen afectados los ganglios linfáticos supraesternales, el cuarto se destinará a conserva.
h) Cuando en un mismo cuarto se hallen afectados dos (2) ganglios linfáticos de los nombrados en los
incisos anteriores, según el tipo de lesión, se destinará a conserva o digestor.
i) Cuando se halle afectado el ganglio linfático subescapular o axilar, el cuarto se destinará a digestor
y el resto de la res a conserva.
j) Cuando se halle afectado el ganglio linfático precrural, el cuarto se destinará a conserva.
k) Cuando se halle afectado el ganglio ilíaco, ya sea el interno o el externo, el cuarto se destinará a
conserva.
l) Cuando se halle afectado el ganglio isquiático, el cuarto será destinado a conserva.
m) Cuando se hallen afectados los ganglios linfáticos sublumbares, el cuarto será destinado a conserva.
n) Cuando se halle afectado el ganglio renal, sin lesión concomitante en riñón u otras alteraciones que
hagan sospechar una generalización tuberculosa, se adoptará el mismo criterio que para las lesiones en los ganglios linfáticos sublumbares.
ñ) Cuando se halle afectado el ganglio linfático inguinal o retromamario, según el sexo y si no hubiera
concomitantemente lesiones testiculares o mastitis caseosa masiva o metritis caseosa tuberculosa,
se extirparán los ganglios linfáticos afectados, sin efectuar comiso.
o) Cuando en el mismo cuarto se hallen afectados dos (2) ganglios linfáticos de los nombrados en los
incisos anteriores, según el tipo de lesión, se destinará a conserva o digestor.
p) Cuando se halle afectado el ganglio linfático poplíteo, el cuarto se destinará a digestor y el resto de
la res a conserva.
q) Cuando se presenten dos (2) o más ganglios linfáticos afectados, correspondientes a diferentes
cuartos, sin generalización, toda la res será destinada a conserva.
r) Cuando en el bazo del cerdo se compruebe un solo nódulo sin otras lesiones tuberculosas en el
resto de la res, se comisará el órgano y la res se destinará a conserva.
s) En el cerdo, para establecer la existencia de tuberculosis aguda, el pulmón se revisará mediante un
corte profundo, longitudinal, partiendo de la cara dorsal.
t) En los lechones que tengan afectados solamente uno o dos (2) ganglios de la cabeza, sin otra lesión
tuberculosa, se extirparán los ganglios, sin efectuar comiso.
Material contaminado
11. 5. 69
Toda res u órgano en contacto con el piso, cuchillos u otros útiles de trabajo infectados por material tuberculoso, será decomisado y destinado a digestor.
7
�GUIA PARA LA INSPECCIÓN EN FAENA DE BOVINOS
Metodología de examen
La inspección de la res, cabeza, vísceras y respectivos ganglios linfáticos es un procedimiento de carácter
obligatorio. Dicha inspección se realiza mediante visualización,y palpación y corte de ganglios viscerales y
parietales.
En “negrita” corresponden a ganglios de inspección obligatoria, el resto son de reinspección.
8
�Manual ilustrado en Tuberculosis
PUNTOS DE CONTROL
LINFOGLÁNDULAS
Cabeza:
1) Retrofaríngeos lateral y medial
2) Mandibulares
3) Parotideo
Vísceras:
1)
2)
3)
4)
5)
Traqueobronquial izquierdo y derecho
Mediastínico craneal, medio y caudal
Mesentéricos craneal y caudal
Hepáticos
Renal
Res:
Por medial:
Pre-pectoral
Ilíaco externo
Isquiático
Superficial (Retromamario)
Lg. de inspección obligatoria
Poplíteo
Cervical anterior, medio y posterior
1° supraesternal (Gg. del inspector)
Supraesternales
Lumbares
interno
Lg. de reinspección
Por lateral:
Pre-escapular
Pre-crural
Axilar
Poplíteo interno
Lg. de inspección obligatoria
Lg. de reinspección
9
�CABEZA
Ganglio mandibular
Ganglio parotídeo
10
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglios retrofaríngeos
VÍSCERAS
Exploración pulmón
11
�Ganglio traqueobronquial
Aproximación de la imagen anterior
12
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglio mediastínico anterior
Ganglios mediastínicos
13
�Ganglios mesentéricos
Ganglios mesentéricos foliados
14
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglios hepáticos
Ganglios hepáticos foliados
15
�RES
Abordaje de ganglio pre-escapular
Ganglio pre-escapular foliado
16
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Abordaje ganglio isquiático
ganglio isquiático
17
�Aproximación imagen anterior
Abordaje ganglio poplíteo
18
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglio pre-crural foliado
Aproximación de la imagen anterior
19
�Ganglio prepectoral
Ganglio prepectoral foliado
20
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Abordaje ganglio ilíaco interno
Aproximación de la imagen anterior
21
�Ganglios ilíacos
22
�Manual ilustrado en Tuberculosis
INSTRUCTIVO PARA LA RECOLECCIÓN Y REMISIÓN DE MUESTRAS EN FAENA, COMPATIBLES
CON TUBERCULOSIS Y/O SOSPECHOSAS
El sistema de vigilancia epidemiológica (VE) en faena, es un método alternativo de seguimiento o monitoreo
y a la actual implementación en terreno de la tradicional prueba tuberculínica, con líneas de acciones que
se traducen en tareas de carácter prácticas, sencillas, accesibles técnicamente y con un bajo costo en su
instrumentación.
Por lo tanto, se debe incorporar a la VE la información proveniente de los frigoríficos, como una herramienta útil de análisis epidemiológico de la enfermedad, en las distintas regiones del país.
Un sistema completo de vigilancia epidemiológica debe abarcar a la totalidad de los animales que se destinen al sacrificio y/o faena normal de cada establecimiento en control, especialmente en los programas
regionales en donde las zonas o regiones presentan una tasa de infección baja y por lo tanto, el índice de
animales con lesiones compatibles con TBB es bajo y algunos animales afectados pueden no ser detectados en la inspección si la misma no se realiza con la calidad técnica requerida.
La eficacia de la inspección sanitaria en faena comienza con la identificación individual de los animales y de
aquellos rodeos de donde proceden los animales que se detectan con lesiones compatibles con TBB, permitiendo el rastreo retrospectivo hasta los establecimientos de origen y zonas en contacto, donde se puede
efectuar el saneamiento de los mismos.
La inspección post mortem de las tropas, en el marco de las actividades de notificación de la enfermedad y
su registro, constituye un aporte sustancial de información sobre la presencia o ausencia de la enfermedad
y su distribución geográfica entre otras cosas.
El examen post mortem es el núcleo de todos los esfuerzos para la obtención de carne higiénica, revistiendo una importancia fundamental, donde el inspector veterinario se auxiliará con ayudantes entrenados en
dicha tarea.
El Servicio de inspección veterinaria realiza el exámen sistemático de todos los órganos y carnes, con el
objeto de detectar lesiones compatibles con TBB.
A tal efecto, se sigue una determinada técnica, que es de rigor en todos los casos y que consiste en:
a) Observación visual
b) Palpación
c) Corte de órganos y linfoglándulas, viscerales y parietales
d) Exámenes complementarios
Puntos críticos de la inspección de faena
Se pueden identificar puntos críticos para el examen de TBB de la inspección veterinaria en faena,
como ser:
n
Examen de la cabeza. Se retira de la res y se efectúa el corte foliado de las linfoglándulas retrofaríngeos, submaxilares, parotídeos y tonsilas.
n
Examen de la cavidad toráxica y pulmones. Se verifica que las vísceras sean depositadas en la mesa
de inspección, de forma tal que se pueda mantener la correlación entre éstas, la cabeza y la res.
Luego de ejecutar una prolija palpación de todos los órganos, se efectúa el corte foliado de las linfoglándulas bronquiales y mediastínicos anterior y posterior.
n
Examen de la cavidad abdominal. Se realiza el corte foliado de las linfoglándulas mesentéricos y gastroesplénico, con el fin de detectar lesiones compatibles con la enfermedad y poder saber con ello la
vía de transmisión digestiva en la TBB. Asimismo, sobre cada órgano (hígado, bazo, etc.) se efectúan
cortes precisos y sistemáticos, con el fin de verificar la existencia de procesos patológicos específico
de TBB. Se continúa con el corte foliado de las linfoglándulas hepáticos.
23
�n Examen de carcasa. En el palco de inspección el inspector veterinario realiza una revisión de las
medias reses, cabeza y vísceras y está a la expectativa de las novedades que sus auxiliares le comuniquen, como resultados de sus controles.
Los inspectores examinan si hay adherencias en las cavidades esplácnicas. Asimismo, realizan incisiones
foliadas de las linfoglándulas preescapular, prefemoral, inguinales (mamarios) e ilíacos.
En definitiva, la metodología del control en faena forma parte integrante de la política de seguridad alimentaria y de ninguna manera se debe pensar que la misma comienza en el frigorífico, siendo no menos
importante la producción primaria, o sea, el establecimiento de origen en donde se implementa el sistema
productivo ya sea de carne, leche y/o engorde.
Se deberán acordar entre los distintos niveles el envío y la recepción de la información, siendo el más destacado la remisión de la notificación inmediata al productor y veterinario acreditado de la tropa de origen,
cuando se detectan en la faena de bovinos, lesiones compatibles con TBB.
Las muestras de origen animal que se remiten al laboratorio son ganglios y/o trozos de órganos (pulmón,
hígado, bazo, intestinos, etc.). La toma de muestras siempre está a cargo de un profesional veterinario actuante, y las mismas se remitirán para su diagnóstico bacteriológico y diagnóstico histopatológico.
Para el diagnóstico bacteriológico:
Si el lapso de tiempo entre la toma de muestra y la llegada al laboratorio es corto (hasta 24hs), el material
se coloca en un recipiente de vidrio o plástico de boca ancha, con tapa rosca o a presión. Si la cantidad de
muestras es numerosa, se pueden colocar las mismas en bolsas de polietileno, convenientemente cerradas, las que se remitirán en una conservadora con refrigerantes.
Si el lapso hasta la llegada de la muestra al laboratorio fuera mayor (de 1 a 10 días), se deberán colocar
en un recipiente al que se agregará una solución saturada de borato de sodio (3%), previamente hervida y
enfriada, en cantidad suficiente para alcanzar 2/3 de la altura del frasco. De esta forma se puede remitir sin
refrigerante.
Cuando este lapso fuese de uno a varios meses, se congelará la misma (a -20°C) como método de conservación.
Refrigerada o a -20 °C
24
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Para el diagnóstico histopatológico.
La/s muestra/s deberán ser enviadas en formaldehído al diez por ciento (10%) en un volumen diez (10)
veces mayor que la muestra.
Todo material debe ser adecuadamente rotulado (con etiqueta) que indique el número de RENSPA, número de tropa, material remitido (órgano, pool de ganglios, etc.), fecha de recolección y forma de conservación.
25
�Lesiones compatibles con Tuberculosis Bovina.
Cabeza
Ganglio retrofaríngeo
Aproximación imagen anterior
26
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglio parotídeo
Aproximación de la imagen anterior
27
�VÍSCERAS
Pulmón
Pulmón
28
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglios bronquiales
Ganglio mediastínico
29
�Aproximación de imagen anterior
30
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Caverna abierta a bronquio y tráquea
31
�Hígado
Tuberculosis perlada en serosa, con grandes granulomas en cápsula de Glisson
32
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Ganglios mesentéricos
33
�Corazón y pericardio
Tuberculosis perlada en parrilla costal
34
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Aproximación imagen anterior
Adherencias en tuberculosis perlada
35
�Ganglios ilíacos internos
Generalizada
36
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Cerebro y pulmón de ternero de 3 meses
37
�Riñon ternero de 3 meses
38
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Diagnósticos diferenciales
Abscesos
Neoplasias
Retículo Pericarditis traumática
Leucosis bovina
Hidatidosis
Neumonías parasitarias
Actinobacilosis
Ganglio retrofaríngeo y submandibular. Actinobacilosis
39
�Actinobacilosis pulmón
Actinobacilosis
40
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Serosa engrosada y ganglio. Leucosis
Ganglio. Leucosis
41
�Intestino con Paratuberculosis
Nódulos parasitarios en intestino delgado
42
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Abscesos en músculos
Hígado con abscesos
43
�Fasciola hepática
Fasciola hepática
44
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Fasciola hepática
Fasciola hepática
45
�Quiste hidatídico pulmón
Quiste hidatídico bazo
46
�Manual ilustrado en Tuberculosis
Quiste hidatídidco en bazo abierto
47
�Ganglio.Metástasis adenocarcinoma
48
�49
�50
�51
��MANUAL
ILUSTRADO EN
TUBERCULOSIS
PARA EL PERSONAL DE LA
INSPECCIÓN VETERINARIA EN
FRIGORÍFICOS Y MATADEROS
BOVINOS
�
Dublin Core
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Title
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Publicaciones SENASA
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Manual Ilustrado en Tuberculosis para el personal de la Inspeccion Veterinaria en Frigorificos y Mataderos Bovinos
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Programa de Tuberculosis DPS DNSA
Relation
A related resource
Si el documento esta hecho en base a una normativa
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0082
Abstract
A summary of the resource.
La Tuberculosis bovina (TB) es una enfermedad infecciosa, crónica, zoonótica, producida por el Mycobacterium bovis. Dicha micobacteria conjuntamente con M. tuberculosis, M. africanum, M. microtis, cepa BCG, M.pinnipedii y M. tuberculosis subsp. caprae, pertenecen a lo que se denomina el Complex Mycobacterium tuberculosis. A pesar de que el huésped primario es el bovino, otras especies de interés económico como los cerdos son infectados con M. bovis. Este bacilo causa en el ganado una enfermedad similar a la TBC humana, conduciendo a una baja producción de leche y carne. El control y erradicación de la TB se basa en la prueba tuberculínica, seguida del sacrificio de los animales reactores y acompañada por la vigilancia epidemiológica (VE) en mataderos y frigoríficos, donde la inspección veterinaria dirigida a detectar animales con lesiones ha alcanzado excelente organización y calidad en los países desarrollados.
Table Of Contents
A list of subunits of the resource.
Introducción
Reglamento vigente (4238)
Guía para la inspección en faena de bovinos
Puntos
Fotos
Cabeza
Vísceras
Res
Instructivo para remisión y recolección de muestras en faena
Fotos. Lesiones compatibles con TB
Cabeza
Vísceras
Fotos. Diagnósticos diferenciales
Actinobacilosis
Leucosis
Intestino delgado con paratuberculosis y nódulos parasitarios
Abscesos
Fasciola hepática
Hidatidosis
Adenocarcinoma
Planillas
Planilla de necropsia
Remisión de muestras
Bibliographic Citation
A bibliographic reference for the resource. Recommended practice is to include sufficient bibliographic detail to identify the resource as unambiguously as possible.
Armado de cita bibliografica, de utilidad para la persona
Tuberculosis
-
https://biblioteca.senasa.gob.ar/files/original/39a4c5c1b8e112aac0d328c47b3e98ce.pdf
49c86bdb166680a25633d0ee34e488d6
PDF Text
Text
SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD ANIMAL Y CALIDAD AGROALIMENTARIA
MANUAL SIGSA
CAMBIO DE
CATEGORIA
SISTEMA INTEGRADO DE GESTION DE
SANIDAD ANIMAL
CAMBIOS DE CATEGORIA
Dirección de Control de Gestión y Programas Especiales
Mayo 2018
El siguiente documento tiene como finalidad brindarle al usuario una herramienta de
capacitación que le facilite el trabajo con el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad
Animal (SIGSA)
�INTRODUCCIÓN
OBJETIVOS DEL SISTEMA
El objetivo de esta funcionalidad es brindar a los usuarios del sistema la opción de cambiar las
categorías de los animales según corresponda.
PRESENTACIÓN Y ACCESO AL SISTEMA
Para acceder al Sistema de Información de Sanidad Animal del SENASA se
debe ingresar utilizando el navegador Mozilla Firefox.
�NOVEDADES
En el menú Existencias, ultimo ítem encuentra [NOVEDADES], este tipo de novedad permite
ajustar la existencia de un Renspa de acuerdo a diferentes parámetros. La carga de las
novedades se realiza desde el menú antes mencionado, y seleccionando [NUEVA NOVEDAD].
En el caso de ingresar una novedad a una unidad productiva se debe colocar el número de
RENSPA de la misma, luego presionando la tecla [ENTER] aparecen los datos del titular, luego
se selecciona el motivo de la novedad (Cambio de categoría) y la fecha en que se debe
registrar el mismo. La fecha de registro es la del momento de carga y no se puede modificar.
El sistema muestra el stock disponible por categoría.
El cambio de categoría se puede realizar a una categoría mayor, se selecciona desde el menú
desplegable "Nueva categoría" y la cantidad a modificar. Para finalizar presionar el botón
"GUARDAR".
�NOVEDAD FINALIZADA
Una vez finalizada la novedad se puede imprimir la constancia correspondiente.
IMPORTANTE
El ejemplo se basa en la especie Bovinos, pero el mismo criterio es para el resto de las
especies. Para ingresar a cada una hay que seleccionar la vista desde el botón color verde
ubicado a la derecha de la pantalla.
�SOPORTE TÉCNICO-MESA DE AYUDA DEL SIGSACONTACTO
Para cualquier duda o consulta pueden comunicarse con la mesa de ayuda de
SIGSA.
Horario de atención telefónica de lunes a viernes de 8 a 16 hs
Teléfonos: (011) 4121-5374/5634
Guardias de fin de semana para urgencias de 8 a 20 hs Teléfono Celular
((011)-15-4041-3614).
�
Dublin Core
The Dublin Core metadata element set is common to all Omeka records, including items, files, and collections. For more information see, http://dublincore.org/documents/dces/.
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A name given to the resource
Publicaciones SENASA
Dublin Core
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A name given to the resource
Manual Sigsa. Cambio de Categoria. Sistema Integrado de Gestion de Sanidad Animal. Cambio de Categoria.
Publisher
An entity responsible for making the resource available
Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria
Date
A point or period of time associated with an event in the lifecycle of the resource
2018
Contributor
An entity responsible for making contributions to the resource
Dirección de Control de Gestión y Programas Especiales
Language
A language of the resource
Es
Type
The nature or genre of the resource
Monografía
Identifier
An unambiguous reference to the resource within a given context
B.S.0083
Abstract
A summary of the resource.
El siguiente documento tiene como finalidad brindarle al usuario una herramienta de capacitación que le facilite el trabajo con el Sistema Integrado de Gestión de Sanidad Animal (SIGSA). El objetivo de esta funcionalidad es brindar a los usuarios del sistema la opción de cambiar las categorías de los animales según corresponda.
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